镁黄长石浸提液诱导多潜能干细胞的成骨分化

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.14.018

中国组织工程研究 ›› 2015, Vol. 19 ›› Issue (14): 2236-2242.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2015.14.018

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镁黄长石浸提液诱导多潜能干细胞的成骨分化

杜庆华，曹均凯，董溪溪，鄂玲玲，魏丽君

解放军总医院口腔科，北京市 100853

修回日期:2015-03-05 出版日期:2015-04-02 发布日期:2015-04-02
通讯作者: 曹均凯，硕士，主任医师，副教授，解放军总医院口腔科，北京市 100853
作者简介:杜庆华，男，1973年生，江苏省江阴市人，汉族，解放军医学院在读硕士，主治医师，主要从事骨组织工程方面的研究。
基金资助:
国家自然科学基金资助项目(31271054)

Osteogenic differentiation of pluripotent stem cells induced by akermanite extracts

Du Qing-hua, Cao Jun-kai, Dong Xi-xi, E Ling-ling, Wei Li-jun

Department of Stomatology, Chinese PLA General Hospital, Beijing 100853, China

Revised:2015-03-05 Online:2015-04-02 Published:2015-04-02
Contact: Cao Jun-kai, Master, Chief physician, Associate professor, Department of Stomatology, Chinese PLA General Hospital, Beijing 100853, China
About author:Du Qing-hua, Studying for master’s degree, Attending physician, Department of Stomatology, Chinese PLA General Hospital, Beijing 100853, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 31271054

摘要/Abstract

摘要：

背景：镁黄长石属于硅酸盐生物活性陶瓷，在生物体内具有降解作用，降解溶出的离子产物能够诱导细胞成骨分化，是组织工程骨支架材料的良好选择。

目的：通过研究不同浓度的镁黄长石浸提液对诱导性多潜能干细胞增殖和成骨分化的影响，确定镁黄长石浸提液促进诱导性多潜能干细胞成骨分化的最佳浓度。

方法：将诱导性多潜能干细胞培养于不同浓度的镁黄长石浸提液中，用MTT法检测细胞的增殖情况；在第7，14，21天时，分别收集培养上清液，检测其中碱性磷酸酶、骨钙素、Ⅰ型胶原蛋白含量。

结果与结论：镁黄长石浸提液促进诱导性多潜能干细胞增殖的作用具有时间依赖性，第3天时，诱导性多潜能干细胞增殖明显，第5天与第3天相比差异无显著性意义，至第7天时则明显减弱。同时，1/4浓度浸提液组促进诱导性多潜能干细胞增殖作用最强。作为细胞成骨分化标志的碱性磷酸酶和骨钙素含量随时间增加而增加，1/4浸提液浓度组含量最高。作为细胞成骨分化早中期标志的Ⅰ型胶原蛋白在第7天时各组均未检出，第14，21天时，同样是1/4浓度浸提液组含量最高，这些说明镁黄长石浸提液中的Ca、Mg、Si离子参与了诱导性多潜能干细胞的成骨分化，其中1/4浓度浸提液(Ca离子2.37 mmol/L、Mg离子1.12 mmol/L、Si离子1.05 mmol/L)促进诱导性多潜能干细胞体外成骨分化的效果最好。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

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关键词: 干细胞, 分化, 镁黄长石, 诱导性多潜能干细胞, 成骨分化, 浸提液, 碱性磷酸酶, 骨钙素, Ⅰ型胶原蛋白, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Akermanite belongs to silicate bioactive ceramics, with degradation in vivo, and its ionic products can induce osteogenic differentiation, which is a good choice for bone tissue engineering scaffold.

OBJECTIVE: By studying the different concentrations of akermanite extracts on the proliferation and osteogenic differentiation of pluripotent stem cells, to determine the optimum concentration of akermanite extract to inducing the osteogenic differentiation of pluripotent stem cells.

METHODS: MTT assay was used to detect the proliferation of pluripotent stem cells cultured in different concentrations of akermanite extracts (1/2, 1/4, 1/8, 1/16, 1/32). After cultured with the extracts for 7, 14, 21 days, the culture supernatants were collected to detect the levels of alkaline phosphatase, osteocalcin, type I collagen.

RESULTS AND CONCLUSION: The MTT assay showed that the proliferation of pluripotent stem cells was increased in a concentration-dependent manner after induction with akermanite extracts. The pluripotent stem cells proliferated obviously at 3 days after induction, and then weaken at 7 days, but there was no difference at 3 and 5 days after induction. At 7 days after induction, the 1/4 extract had the best effect on promoting osteogenic differentiation of pluripotent stem cells; the levels of alkaline phosphatase and osteocalcin were increased with time, especially after induction with the 1/4 extract; but there was no expression of type I collagen. At 14 and 21 days after induction, the levels of alkaline phosphatase, osteocalcin, type I collagen were highest in the 1/4 extract group. These findings indicate that the 1/4 akermanite extract (Ca 2.37 mmol/L, Mg 1.12 mmol/L, Si 1.05 mmol/L) is the optimum to promote the osteogenic differentiation of pluripotent stem cells.

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Key words: Silicates, Induced Pluripotent Stem Cells, Cell Differentiation, Alkaline Phosphatase, Osteocalcin, Collagen Type I

中图分类号:

R394.2

杜庆华，曹均凯，董溪溪，鄂玲玲，魏丽君. 镁黄长石浸提液诱导多潜能干细胞的成骨分化[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(14): 2236-2242.

Du Qing-hua, Cao Jun-kai, Dong Xi-xi, E Ling-ling, Wei Li-jun. Osteogenic differentiation of pluripotent stem cells induced by akermanite extracts[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(14): 2236-2242.

图/表（结果） 2

2.1 浸提液对诱导性多潜能干细胞增殖的影响 浸提液对诱导性多潜能干细胞的增殖具有时间依赖性。MTT结果显示，细胞接种后第1天，各组细胞均有增殖，各浸提液组和矿化液组的细胞增殖明显强于阴性对照组(P < 0.05)，在各浸提液组中，1/2和1/4浓度浸提液之间差异无显著性意义(P > 0.05)，二者促进细胞增殖的作用明显强于1/8、1/16、1/32浓度(P < 0.05)。第3天时，各组细胞均明显增殖，各浸提液组增殖明显，与第1天相比差异有显著性意义(P < 0.01)，其中1/4浓度对细胞增殖作用最强。第5天时，各组与第3天相比差异无显著性意义(P > 0.05)，仍然是1/4浓度增殖最强。第7天时，各组较第3天和第5天时细胞增殖明显减弱，1/4浓度组对细胞增殖作用仍然最强，见图1。

2.2 浸提液对诱导性多潜能干细胞成骨过程中碱性磷酸酶、骨钙素、Ⅰ型胶原蛋白的影响

2.2.1 浸提液对诱导性多潜能干细胞成骨过程中碱性磷酸酶活性的影响浸提液呈时间依赖性提高诱导性多潜能干细胞成骨过程中碱性磷酸酶的活性。各浓度浸提液在促进诱导性多潜能干细胞成骨过程中，碱性磷酸酶的活性随作用时间逐渐增强，第21天时最强。在实验组中，1/4浓度时促进诱导性多潜能干细胞成骨作用最强，与阴性对照组和矿化液组比较，3个时间段差异均有显著性意义(P < 0.01)，见图2。

2.2.2 浸提液对诱导性多潜能干细胞成骨过程中骨钙素的影响在促进诱导性多潜能干细胞成骨过程中，随作用时间的增加，各实验组骨钙素的质量浓度也逐渐增加，第21天时各组均达到最大值，其中矿化液组作用最强，与其他组比较差异有显著性意义(P < 0.01)。在各浸提液组中，1/4浓度组作用最强，第7天和14天时，1/4浓度组与其他各组比较差异有显著性意义(P < 0.01)；第21天时，1/4浓度组虽然高于1/2浓度组，但二者间差异无显著性意义，见图3。

2.2.3 浸提液对诱导性多潜能干细胞成骨过程中Ⅰ型胶原蛋白的影响细胞培养至第7天时，各实验组培养液中均未检出Ⅰ型胶原蛋白。至第14天和第21天时，除阴性对照组外，其他培养液中检测出Ⅰ型胶原蛋白，第21天Ⅰ型胶原蛋白水平高于第14天。矿化液组明显高于各浸提液组 (P < 0.01)；在各浓度浸提液组中，1/4浓度组高于其他浓度组(P < 0.05)，见图4。

2.3 诱导性多潜能干细胞形态及成骨诱导第21天各组细胞碱性磷酸酶和茜素红染色结果 见图5-7。

培养于饲养层上的诱导性多潜能干细胞呈圆形或椭圆形细胞簇。

体外培养第21天，各组细胞碱性磷酸酶染色及茜素红染色均为阳性，矿化液组明显强于阴性对照组。不同浓度浸提液对诱导性多潜能干细胞的成骨分化均有诱导作用，在1/4浓度时诱导作用最强。

参考文献

[1] Xynos ID, Edgar AJ, Buttery LD, et al. Gene-expression profiling of human osteoblasts following treatment with the ionic products of Bioglass 45S5 dissolution. J Biomed Mater Res. 2001;55(2):151-157.
[2] Drosse I, Volkmer E, Capanna R, et al. Tissue engineering for bone defect healing: an update on a multi-component approach. Injury. 2008;39 Suppl 2:S9-20.
[3] Porter JR, Ruckh TT, Popat KC. Bone tissue engineering: a review in bone biomimetics and drug delivery strategies. Biotechnol Prog. 2009;25(6):1539-1560.
[4] 吴成铁,常江. 硅酸盐生物活性陶瓷用于骨组织修复及再生的研究[J].无机材料学报, 2003,28(1):29-39.
[5] Wu C, Chang J. Degradation, bioactivity, and cytocompatibility of diopside, akermanite, and bredigite ceramics. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2007;83(1): 153-160.
[6] Wu C, Chang J, Ni S, et al. In vitro bioactivity of akermanite ceramics. J Biomed Mater Res A. 2006;76(1):73-80.
[7] Wu C, Chang J, Zhai W, et al. Porous akermanite scaffolds for bone tissue engineering: preparation, characterization, and in vitro studies. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2006; 78(1):47-55.
[8] Xu S, Lin K, Wang Z, et al. Reconstruction of calvarial defect of rabbits using porous calcium silicate bioactive ceramics. Biomaterials. 2008;29(17):2588-2596.
[9] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 2006;126(4):663-676.
[10] Burridge PW, Keller G, Gold JD, et al. Production of de novo cardiomyocytes: human pluripotent stem cell differentiation and direct reprogramming. Cell Stem Cell. 2012;10(1):16-28.
[11] Seki T, Fukuda K. Methods of induced pluripotent stem cells for clinical application. World J Stem Cells. 2015;7(1): 116-125.
[12] Zhang M, Wu C, Lin K, et al. Biological responses of human bone marrow mesenchymal stem cells to Sr-M-Si (M = Zn, Mg) silicate bioceramics. J Biomed Mater Res A. 2012;100(11): 2979-2990.
[13] Gu H, Guo F, Zhou X, et al. The stimulation of osteogenic differentiation of human adipose-derived stem cells by ionic products from akermanite dissolution via activation of the ERK pathway. Biomaterials. 2011;32(29):7023-7033.
[14] Wang Y, Lu JY, Zhao W, et al. Preliminary study of akermanite's effect on stem cells from goat deciduous teeth in proliferation and osteogenic differentiation. Shanghai Kou Qiang Yi Xue. 2013;22(2):146-150.
[15] Xia L, Zhang Z, Chen L, et al. Proliferation and osteogenic differentiation of human periodontal ligament cells on akermanite and β-TCP bioceramics. Eur Cell Mater. 2011; 22:68-82.
[16] ISO/EN 10993-5.Biological Evaluation of Medical Devices, Part 12 Sample preparation and reference materials:10. Preparation of extracts of samples.
[17] Huang Y, Jin X, Zhang X, et al. In vitro and in vivo evaluation of akermanite bioceramics for bone regeneration. Biomaterials. 2009;30(28):5041-5048.
[18] Zhai W, Lu H, Wu C, et al. Stimulatory effects of the ionic products from Ca-Mg-Si bioceramics on both osteogenesis and angiogenesis in vitro. Acta Biomater. 2013;9(8):8004- 8014.
[19] Liu Q, Cen L, Yin S, et al. A comparative study of proliferation and osteogenic differentiation of adipose-derived stem cells on akermanite and beta-TCP ceramics. Biomaterials. 2008; 29(36):4792-4799.
[20] Zhai W, Lu H, Chen L, et al. Silicate bioceramics induce angiogenesis during bone regeneration. Acta Biomater. 2012; 8(1):341-349.
[21] Tashiro K, Inamura M, Kawabata K, et al. Efficient adipocyte and osteoblast differentiation from mouse induced pluripotent stem cells by adenoviral transduction.Stem Cells. 2009;27(8): 1802-1811.
[22] Kao CL, Tai LK, Chiou SH, et al. Resveratrol promotes osteogenic differentiation and protects against dexamethasone damage in murine induced pluripotent stem cells. Stem Cells Dev. 2010;19(2):247-258.
[23] Li F, Bronson S, Niyibizi C. Derivation of murine induced pluripotent stem cells (iPS) and assessment of their differentiation toward osteogenic lineage. J Cell Biochem. 2010;109(4):643-652.
[24] Kang H, Shih YR, Hwang Y, et al. Mineralized gelatin methacrylate-based matrices induce osteogenic differentiation of human induced pluripotent stem cells. Acta Biomater. 2014;10(12):4961-4970.
[25] Maeno S, Niki Y, Matsumoto H, et al. The effect of calcium ion concentration on osteoblast viability, proliferation and differentiation in monolayer and 3D culture. Biomaterials. 2005;26(23):4847-4855.
[26] Chang YL, Stanford CM, Keller JC. Calcium and phosphate supplementation promotes bone cell mineralization: implications for hydroxyapatite (HA)-enhanced bone formation. J Biomed Mater Res. 2000;52(2):270-278.
[27] Gough JE, Jones JR, Hench LL. Nodule formation and mineralisation of human primary osteoblasts cultured on a porous bioactive glass scaffold. Biomaterials. 2004;25(11): 2039-2046.
[28] Obata A, Kasuga T. Stimulation of human mesenchymal stem cells and osteoblasts activities in vitro on silicon-releasable scaffolds. J Biomed Mater Res A. 2009;91(1):11-17.
[29] Zreiqat H, Howlett CR, Zannettino A, et al. Mechanisms of magnesium-stimulated adhesion of osteoblastic cells to commonly used orthopaedic implants. J Biomed Mater Res. 2002;62(2):175-184.
[30] Wolf FI, Cittadini A. Magnesium in cell proliferation and differentiation. Front Biosci. 1999;4:D607-617.
[31] 谷辉杰, 巩伦理,张昀,等.镁黄长石浸提液影响人脂肪干细胞增殖和成骨分化的实验研究[J].组织工程与重建外科杂志, 2010, 6(6):301-305.
[32] Smith BS, Nisbet DI. Biochemical and pathological studies on magnesium deficiency in the rat. II. Adult animals. J Comp Pathol. 1972;82(1):37-46.

引言

由于肿瘤、创伤、先天畸形等造成的骨缺损修复一直是临床难题之一，骨组织工程为骨缺损的修复提供了新的治疗策略^[1-3]。骨组织工程是将合适的支架材料与特定的细胞复合，在适当的条件下构建新的组织工程骨，用于修复骨缺损。

镁黄长石(Ca₂MgSi₂O₇)是一种含钙镁硅的生物活性陶瓷^[4]。相对于β-磷酸三钙，镁黄长石具有足够的力学强度，良好的生物相容性，合适的降解速度和三维多孔结构^[5-7]，使其能够满足骨组织工程对支架材料的要求^[8]，从而在构建组织工程骨方面具有广阔的应用前景。

诱导性多潜能干细胞(iPS细胞)是将终末分化的细胞经基因修饰的方法而得到的一种干细胞^[9]，这种干细胞和胚胎干细胞的功能相差无几，不仅具有干细胞的全能性，而且可建系传代。诱导性多潜能干细胞，尤其是患者特异性诱导性多潜能干细胞的出现^[10-11]，克服了伦理和免疫排斥两大难题，显著拓宽了种子细胞的来源，将干细胞研究和再生医学推向了一个全新的境地。

在先前的研究中已经证实，镁黄长石能够促进骨髓间充质干细胞、脂肪干细胞、牙髓干细胞、牙周膜细胞成骨分化，而且镁黄长石溶出的离子产物能诱导骨髓间充质干细胞成骨分化^[12-15]。但对于诱导性多潜能干细胞，镁黄长石是否具有诱导其成骨分化的作用则未见报道。

本实验探讨不同稀释浓度的镁黄长石浸提液对诱导性多潜能干细胞增殖和分化的影响，为下一步体内实验打下基础，为设计开发出更好的用于骨组织工程的支架材料和种子细胞提供依据。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
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材料方法

设计：细胞学体外观察实验。

时间及地点：2014年3至12月在军事医学科学院三所五室完成。

实验方法：

镁黄长石浸提液的制备：按照ISO/EN 10993-5的浸提液制备标准^[16]，将镁黄长石粉体以200︰1的质量体积比(mg/mL)加入到H-DMEM培养液中，37 ℃孵育24 h，将上述悬浊液高速离心，上清以0.1 mol/L的HCl溶液调整pH值到7.4±0.5，用0.22 μm的一次性滤器过滤消毒，得到的浸提液加入体积分数为10%胎牛血清作为初始浸提液。初

始浸提液被H-DMEM培养液稀释X倍后记作“1/X浸提液”，补全胎牛血清至体积分数为10%，用于细胞实验。

实验设阴性对照组(H-DMEM+体积分数为10%胎牛血清)，矿化液组(β-磷酸甘油、地塞米松、维生素C、体积分数为10%胎牛血清)，1/2、1/4、1/8、1/16、1/32浓度的镁黄石浸提液组。初始培养液中的Ca、Si、Mg离子浓度用电感耦合等离子体原子发射光谱法(ICP-AES，Varian Co.)检测(表1)。

细胞活性检测：将诱导性多潜能干细胞以1×10⁴个/孔接种至96孔板中，待24 h细胞贴壁后吸出原来的培养液，换成实验组不同浓度的镁黄石浸提液和矿化诱导培养液各100 µL。培养1，3，5，7 d后，每孔加入20 µL MTT溶液(5 g/L)，继续培养4 h后，吸去孔内的培养液，每孔中加入150 µL二甲基亚砜，在酶联免疫检测仪中低速振荡10 min，然后在560 nm处测量各孔的吸光度值。

细胞成骨诱导：①小鼠胚胎成纤维细胞经丝裂霉素处理后，制成饲养层细胞(Feeder)，24 h后在饲养层细胞上接种诱导性多潜能干细胞，培养3 d后，消化，差速离心，在悬浮皿中培养拟胚体，培养至第5天，收集悬浮皿中的拟胚体，离心，迅速消化成单细胞。②以2×10⁵/cm²密度接种于24孔板，培养24 h后每孔换成1 mL生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液。③培养至第4天，每孔加入0.5 mL相对应生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液。④继续培养至第7天，用1.5 mL EP管收集各组浸提液，同时每孔加入1 mL新的生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液。④培养至第11天，每孔加入0.5 mL生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液。⑤培养至第14天，用1.5 mL EP管收集各组浸提液，同时每孔加入1 mL新的生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液。⑥培养至第18天时，每孔加入0.5 mL生长培养基(阴性对照组)、矿化液、不同浓度的镁黄长石浸提液，继续培养至第21天，用1.5 mL EP管收集每孔的浸提液，备测。

将第7，14，21天收集的各组培养液进行冻干，再分别用0.5 mL H-DMEM溶解冻干后的粉末，用罗氏分析仪对标本进行电化学发光法检测碱性磷酸酶、骨钙素、Ⅰ型胶原蛋白的含量。

待测样本与生物素化的单克隆抗体以及钌标记的单克隆抗体一起孵育，形成抗原抗体夹心复合物，加入包被链霉亲和素的磁珠微粒，复合物与磁珠通过生物素和链霉亲和素的作用结合。通过电磁作用将磁珠吸附在电极表面，给电极加以一定的电压，使复合体化学发光，并通过光电倍增器测量发光强度。

碱性磷酸酶染色：经成骨诱导21 d对各组细胞进行碱性磷酸酶染色，吸去24孔板中的浸提液，每孔加入400 µL清理液清洗细胞表面，加入400 µL固定液固定2 min，清洗。每孔加入400 µL染色工作液，室温下孵育20 min，显微镜下观察、拍照。

茜素红染色：经成骨诱导21 d对各组细胞进行茜素红染色，吸去24孔板中的浸提液，用清洗液清洗细胞表面，每孔加入400 µL固定液固定细胞，再次清洗细胞表面，每孔加入400 µL茜素红染色液，室温下孵育30 min，显微镜下观察、拍照。

主要观察指标：①浸提液对诱导性多潜能干细胞增殖的影响。②浸提液对诱导性多潜能干细胞成骨过程中对碱性磷酸酶、骨钙素、Ⅰ型胶原蛋白的影响。

统计学分析：采用统计软件SPSS 17.0对所得数据进行统计分析，各组资料比较采用方差齐性分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

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讨论

镁黄长石是一种新型的含有钙镁硅基的生物活性陶瓷，具有良好的生物相容性，合适的降解性，其机械性能也优于β-磷酸三钙^[17-19]，并且在诱导骨再生的同时，也能诱导血管生成^[20]。将其浸泡于模拟体液中会有钙镁硅等活性离子析出，能促进细胞成骨分化。诱导性多潜能干细胞是一种将终末分化的细胞经基因修饰的方法而得到的一种干细胞，这种干细胞和胚胎干细胞的功能相差无几，不仅具有干细胞的全能性，而且可建系传代。在一定条件下，诱导性多潜能干细胞能分化为成骨细胞^[21-24]，极大地拓宽了骨组织工程中种子细胞的来源。先前有研究表明，镁黄长石溶解的离子产物能够诱导骨髓间充质干细胞成骨分化。本研究利用镁黄长石溶出的钙、镁、硅离子来对诱导性多潜能干细胞进行诱导。镁黄长石属于硅酸盐生物活性陶瓷，在生物体内具有降解作用，降解溶出的离子产物能够诱导细胞成骨分化，是组织工程骨支架材料的良好选择。与常规成骨诱导液(矿化液)相比，在生物体内实验上有明显优势。

研究表明，镁黄长石能够促进成骨细胞、骨髓间充质干细胞、脂肪干细胞、牙髓干细胞体外成骨分化，镁黄长石能否诱导诱导性多潜能干细胞向成骨细胞转化，则未见报道。

本研究显示，镁黄长石浸提液促进诱导性多潜能干细胞增殖的作用具有时间依赖性，第3天时，诱导性多潜能干细胞增殖明显，第5天与第3天相比差异无显著性意义，至第7天时则明显减弱。同时，浸提液各组中，1/4浓度时促进诱导性多潜能干细胞增殖作用最强，随着浸提液浓度的降低，促进细胞增殖的作用逐渐减弱，这种现象可能是细胞对浸提液中各种离子不同浓度的反应所导致的。作为细胞成骨分化标志的碱性磷酸酶和骨钙素的含量随时间增加而增加，在浸提液各组中，以1/4浓度组含量最高。作为细胞成骨分化早中期标志的Ⅰ型胶原蛋白在第7天时各组均未检出，可能是由于含量过低，低于仪器的检测范围。第14，21天时，除阴性对照组未检出外，其余各组均检出含有Ⅰ型胶原蛋白，在浸提液各浓度组中，1/4浓度组含量最高，这些说明镁黄长石浸提液中的Ca、Mg、Si离子参与了诱导性多潜能干细胞的成骨分化。有研究表明，钙离子可以促进骨髓间充质干细胞、骨母细胞的体外成骨分化和矿质沉积^[25-26]；硅在矿质结节和Ⅰ型胶原、葡萄糖胺聚糖的合成中起重要作用^[27-28]；而镁是机体中一种重要的无机元素，镁在细胞分化和血管组织钙化过程中发挥重要作用^[29-31]，镁离子缺乏可引起骨形成障碍^[32]。在细胞培养过程中，陶瓷材料释放至培养液中的Ca、Mg、Si等离子能够增强细胞的黏附、增殖及分化，其作用的发挥需要将离子浓度控制在一定范围。与现在应用于临床的 β-磷酸三钙生物陶瓷相比，作为一种硅酸盐活性陶瓷的镁黄长石，不仅具有较强的物理性能和良好生物相容性，而且在化学组成上也具有明显的优势。在硅酸盐生物活性陶瓷烧结制备过程中，还可以通过增加其化学组成成分或组成成分的质量来调节硅酸盐生物活性陶瓷的物理性能和化学性质，这些均是硅酸盐生物活性陶瓷所具有的优势，也符合作为骨组织工程支架材料的要求。诱导性多潜能干细胞也是目前干细胞研究的热点，它具有胚胎干细胞的多能型，在合适的条件下，它能分化为成骨细胞、心肌细胞等。上皮细胞、毛囊细胞等均可以制备成诱导性多潜能干细胞，而且，制备的方法也越来越多。特别是患者特异性诱导多潜能干细胞的出现，不受患者的年龄、体质的限制，克服了医学伦理和免疫排斥两大医学难题。因此，作者认为，用硅酸盐生物活性陶瓷和诱导性多潜能干细胞分别作为组织工程骨的支架材料和种子细胞，有很好的临床应用前景。当然，还需要进一步研究和阐明硅酸盐活性陶瓷促进细胞成骨分化的机制。

综上所述，镁黄长石浸提液中的钙、镁、硅等离子产物可以诱导诱导性多潜能干细胞成骨分化，其中以1/4原始浓度时(Ca：2.37 mmol/L、Mg：1.12 mmol/L、Si： 1.05 mmol/L)作用最佳，其作用机制及体内实验有待进一步研究。

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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.