前列腺素E1干预大鼠骨髓间充质干细胞的旁分泌和迁移

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.0536

中国组织工程研究 ›› 2018, Vol. 22 ›› Issue (17): 2656-2660.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.0536

• 骨髓干细胞 bone marrow stem cells • 上一篇下一篇

前列腺素E1干预大鼠骨髓间充质干细胞的旁分泌和迁移

曾宽¹，张露¹，邓保平¹，高敏楠¹，江慧琦¹，王萌²，邓宇斌²，杨艳旗¹

¹中山大学孙逸仙纪念医院心脏外科，广东省广州市 510120；²中山大学附属第一医院转化医学中心，广东省广州市 510080

修回日期:2018-04-20 出版日期:2018-06-18 发布日期:2018-06-18
通讯作者: 杨艳旗，博士，教授，主任医师，博士生导师，中山大学孙逸仙纪念医院心脏外科，广东省广州市 510120
作者简介:曾宽，男，1981 年生，广东省韶关市人，汉族，2013年中山大学毕业，博士，主治医师，主要从事干细胞治疗心肌缺血方面的研究。
基金资助:
中山大学百人计划专项基金(F002009011)；广东省企业技术研发与升级改造专项基金(第一批) (2013B021800102)

Effect of prostaglandin E1 on paracrine and migration of rat bone marrow mesenchymal stem cells

Zeng Kuan¹, Zhang Lu¹, Deng Bao-ping¹, Gao Min-nan¹, Jiang Hui-qi¹, Wang Meng², Deng Yu-bin², Yang Yan-qi¹

¹Department of Cardiothoracic Surgery, Sun Yat-Sen Memorial Hospital, Sun Yat-Sen University, Guangzhou 510120, Guangdong Province, China; ²Translational Medicine Center, the First Affiliated Hospital of Sun Yat-Sen University, Guangzhou 510080, Guangdong Province, China

Revised:2018-04-20 Online:2018-06-18 Published:2018-06-18
Contact: Yang Yan-qi, M.D., Professor, Chief physician, Doctoral supervisor, Department of Cardiothoracic Surgery, Sun Yat-Sen Memorial Hospital, Sun Yat-Sen University, Guangzhou 510120, Guangdong Province, China
About author:Zeng Kuan, M.D., Attending physician, Department of Cardiothoracic Surgery, Sun Yat-Sen Memorial Hospital, Sun Yat-Sen University, Guangzhou 510120, Guangdong Province, China
Supported by:
the Program of “One Hundred Talented Scholars” of Sun Yat-Sen University, No. F002009011; the Guangdong Provincial Enterprise Technology R&D and Upgrade Special Fund (First Batch), No. 2013B021800102

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
前列腺素E1：是广泛存在体内的生物活性物质，1960年由Bergsrtoem等首先分离出并详细研究其分子结构，具有扩张血管、降低周围血管阻力、稳定生物膜降低血小板黏附率、改善血液黏度和红细胞变形能力、抑制血小板黏附聚集及血栓素A2生成、抑制炎症反应等作用。
血管内皮生长因子：是Ferrara等在1989年发现，能特异性的作用于内皮细胞，是促进细胞有丝分裂和血管生成的一种细胞因子。近年来国内外学者发现血管内皮生长因子具有促进血管生成及侧支循环形成、保护梗死心肌等作用，是目前研究最多并且特异性最强的一种促血管生长因子。

摘要
背景：目前还缺乏前列腺素E1对骨髓间充质干细胞旁分泌和迁移影响的研究。
目的：观察前列腺素E1与骨髓间充质干细胞共培养对细胞旁分泌和迁移的影响。
方法：取第3代骨髓间充质干细胞与10 μg/L前列腺素E1共培养，在3，6，9，12，24，48，72 h各时间点收集培养孔内上清液100 μL，利用酶联免疫吸附法检测不同时间骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子水平。采用细胞划痕实验及Transwell迁移实验观察前列腺素E1干预后骨髓间充质干细胞的迁移能力。
结果与结论：①前列腺素E1作用3 h后骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子水平开始升高，作用24 h时血管内皮生长因子分泌达到峰值，随后逐渐下降；②细胞划痕实验和Transwell迁移实验显示，前列腺素E1作用后迁移的骨髓间充质干细胞显著增多(P < 0.05)；③结果可见，前列腺素E1可促进骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子，并能提高它的迁移能力。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0002-7178-6915(曾宽)

关键词: 骨髓间充质干细胞, 前列腺素E1, 旁分泌, 迁移, 血管内皮生长因子, 干细胞

Abstract:

BACKGROUND: Currently, there are few studies about prostaglandin E1 in the paracrine and migration of bone marrow mesenchymal stem cells.
OBJECTIVE: To explore the effects of prostaglandin E1 in the paracrine and migration of bone marrow mesenchymal stem cells.
METHODS: Bone marrow mesenchymal stem cells isolated from Sprague Dawley rats were cultured in vitro. Passage 3 cells were co-cultured with prostaglandin E1 at concentrations of 10 μg/L, and then culture supernatant was collected at 3, 6, 9, 12, 24, 48, and 72 hours after co-culture. The level of vascular endothelial growth factor was detected by enzyme- linked immunosorbent assay. Effects of prostaglandin E1 on the migration of bone marrow mesenchymal stem cells were detected by Transwell assay and cell scratch assay.
RESULTS AND CONCLUSION: After treatment with prostaglandin E1 for 3 hours, bone marrow mesenchymal stem cells began to secrete vascular endothelial growth factors, and the secretion level was peaked at 24 hours and then gradually decreased. Results from the Transwell assay and cell scratch assay showed that the migration ability of bone marrow mesenchymal stem cells was significantly promoted by prostaglandin E1 (P < 0.05). Overall findings reveal that prostaglandin E1 promotes the secretion of vascular endothelial growth factor from bone marrow mesenchymal stem cells and enhances cell migration.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Bone Marrow, Mesenchymal Stem Cells, Prostaglandins E, Vascular Endothelial Growth Factors, Cell Movement, Tissue Engineering

中图分类号:

R394.2

曾宽，张露，邓保平，高敏楠，江慧琦，王萌，邓宇斌，杨艳旗. 前列腺素E1干预大鼠骨髓间充质干细胞的旁分泌和迁移[J]. 中国组织工程研究, 2018, 22(17): 2656-2660.

Zeng Kuan, Zhang Lu, Deng Bao-ping, Gao Min-nan, Jiang Hui-qi, Wang Meng, Deng Yu-bin, Yang Yan-qi. Effect of prostaglandin E1 on paracrine and migration of rat bone marrow mesenchymal stem cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2018, 22(17): 2656-2660.

图/表（结果） 2

2.1 前列腺素E1(10 μg/L)对骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子的影响 为观察前列腺素E1对骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子的时效关系，应用10 μg/L前列腺素E1与骨髓间充质干细胞共培养，在3，6，9，12，24，48，72 h各时间点收集培养孔内上清液100 μL统一检测。ELISA检测结果显示，10 μg/L前列腺素E1作用3 h后细胞上清液中血管内皮生长因子水平开始升高，并随时间延长逐渐递增，作用24 h血管内皮生长因子分泌达到峰值，随后逐渐下降(表1，图1)。

用10 μg/L前列腺素E1与骨髓间充质干细胞共培养24 h，对照组用不含前列腺素E1的培养液培养24 h，收集上清液，用ELISA法检测。结果显示，前列腺素E1组分泌血管内皮生长因子(976.13±43.53) ng/L与对照组(822.94± 105.82) ng/L比较，差异有显著性意义(P < 0.05)，提示前列腺素E1对骨髓间充质干细胞分泌有促进作用(图2)。

2.2 前列腺素E1对骨髓间充质干细胞迁移能力的影响

2.2.1 划痕实验结果 细胞迁移是血管形成过程中的重要阶段。划痕实验结果显示，12 h开始两组细胞已经出现迁移现象，划痕区见少许迁移的细胞，划痕24 h后，前列腺素E1组部分细胞已经迁移至对侧，迁移细胞明显多于对照组(58.60±12.78，46.70±11.16，P < 0.05)，见图3-5。

2.2.2 Transwell迁移实验结果 两组骨髓间充质干细胞在Transwell小室培养24 h后，均能观察到骨髓间充质干细胞穿越滤膜到达下室。将迁移于Transwell小室下表面的细胞进行计数，结果显示前列腺素E1组穿越Transwell小室细胞数目明显多于对照组(51.50±9.74，42.10±7.59，P < 0.05)。实验结果显示，前列腺素E1可以促进骨髓间充质干细胞体外迁移能力，见图6，7。

参考文献

[1] Lazarus HM, Koc ON, Devine SM, et al. Cotransplantation of HLA-identical sibling culture-expanded mesenchymal stem cells and hematopoietic stem cells in hematologic malignancy patients. Biol Blood Marrow Transplant. 2005;11(5):389-398.

[2] Tambara K, Sakakibara Y, Sakaguchi G, et al. Transplanted skeletal myoblasts can fully replace the infarcted myocardium when they survive in the host in large numbers. Circulation. 2003;108 Suppl 1:II259-263.

[3] Kinnaird T, Stabile E, Burnett MS, et al. Local delivery of marrow-derived stromal cells augments collateral perfusion through paracrine mechanisms. Circulation. 2004;109(12):1543-1549.

[4] Boomsma RA, Geenen DL. Mesenchymal stem cells secrete multiple cytokines that promote angiogenesis and have contrasting effects on chemotaxis and apoptosis. PLoS One. 2012;7(4):e35685.

[5] Abarbanell AM, Coffey AC, Fehrenbacher JW, et al. Proinflammatory cytokine effects on mesenchymal stem cell therapy for the ischemic heart. Ann Thorac Surg. 2009;88(3):1036-1043.

[6] Yagi H, Soto-Gutierrez A, Parekkadan B, et al. Mesenchymal stem cells: Mechanisms of immunomodulation and homing. Cell Transplant. 2010;19(6):667-679.

[7] Yang Y, Shim SK, Kim HA, et al. CXC chemokine receptor 4 is essential for Lipo-PGE1-enhanced migration of human dermal fibroblasts. Exp Dermatol. 2012;21(1):75-77.

[8] Haider DG, Bucek RA, Giurgea AG, et al. PGE1 analog alprostadil induces VEGF and eNOS expression in endothelial cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2005;289(5):H2066-2072.

[9] Taetle R, Mendelsohn J. Modulation of normal and abnormal myeloid progenitor proliferation by cyclic nucleotides and PGE1. Blood Cells. 1980;6(4):701-718.

[10] Mangi AA, Noiseux N, Kong D, et al. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 2003;9(9):1195-1201.

[11] Psaltis PJ, Zannettino AC, Worthley SG, et al. Concise review: mesenchymal stromal cells: potential for cardiovascular repair. Stem Cells. 2008;26(9):2201-2210.

[12] Toma C, Pittenger MF, Cahill KS, et al. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. Circulation. 2002;105(1):93-98.

[13] Shake JG, Gruber PJ, Baumgartner WA, et al. Mesenchymal stem cell implantation in a swine myocardial infarct model: engraftment and functional effects. Ann Thorac Surg. 2002;73(6):1919-1925

[14] Wang XJ, Li QP. The roles of mesenchymal stem cells (MSCs) therapy in ischemic heart diseases. Biochem Biophys Res Commun. 2007;359(2):189-193.

[15] Bao XJ, Liu FY, Lu S, et al. Transplantation of Flk-1+ human bone marrow-derived mesenchymal stem cells promotes behavioral recovery and anti-inflammatory and angiogenesis effects in an intracerebral hemorrhage rat model. Int J Mol Med. 2013;31(5): 1087-1096.

[16] Gao Y, Xu P, Chen L, et al. Prostaglandin E1 encapsulated into lipid nanoparticles improves its anti-inflammatory effect with low side-effect. Int J Pharm. 2010;387(1-2):263-271.

[17] Zhao XS, Pan W, Bekeredjian R, et al. Endogenous endothelin-1 is required for cardiomyocyte survival in vivo. Circulation. 2006;114(8): 830-837.

[18] Feng J, Wu G, Liu R, et al. Prostaglandin E1 (PGE1) reduces cardiac-derived TXA2 release in ischaemic arrest in isolated working rat heart. Int J Cardiol. 1996;55(3):265-270.

[19] Li JH, Yang P, Li AL, et al. Cardioprotective effect of liposomal prostaglandin E1 on a porcine model of myocardial infarction reperfusion no-reflow. J Zhejiang Univ Sci B. 2011;12(8):638-843.

[20] Ferrara N, Henzel WJ. Pituitary follicular cells secrete a novel heparin-binding growth factor specific for vascular endothelial cells. Biochem Biophys Res Commun. 1989;161(2):851-858.

[21] Ylä-Herttuala S, Alitalo K. Gene transfer as a tool to induce therapeutic vascular growth. Nat Med. 2003;9(6):694-701.

[22] Guo HD, Cui GH, Yang JJ, et al. Sustained delivery of VEGF from designer self-assembling peptides improves cardiac function after myocardial infarction. Biochem Biophys Res Commun. 2012;424(1): 105-111.

[23] Chung HJ, Kim JT, Kim HJ, et al. Epicardial delivery of VEGF and cardiac stem cells guided by 3-dimensional PLLA mat enhancing cardiac regeneration and angiogenesis in acute myocardial infarction. J Control Release. 2015; 205:218-230.

[24] Zhu H, Jiang X, Li X, et al. Intramyocardial delivery of VEGF165 via a novel biodegradable hydrogel induces angiogenesis and improves cardiac function after rat myocardial infarction. Heart Vessels. 2016; 31(6):963-975.

[25] Tang J, Wang J, Kong X, et al. Vascular endothelial growth factor promotes cardiac stem cell migration via the PI3K/Akt pathway. Exp Cell Res. 2009; 315(20):3521-3531.

[26] Awada HK, Johnson NR, Wang Y. Sequential delivery of angiogenic growth factors improves revascularization and heart function after myocardial infarction. J Control Release. 2015; 207:7-17.

[27] Silva EA, Mooney DJ. Spatiotemporal control of vascular endothelial growth factor delivery from injectable hydrogels enhances angiogenesis. J Thromb Haemost. 2007;5(3):590-598.

[28] Hao X, Silva EA, Månsson-Broberg A, et al. Angiogenic effects of sequential release of VEGF-A165 and PDGF-BB with alginate hydrogels after myocardial infarction. Cardiovasc Res. 2007;75(1): 178-185.

[29] Matsuo H, Shigematsu H. Patient-based outcomes using the Walking Impairment Questionnaire for patients with peripheral arterial occlusive disease treated with Lipo-PGE1. Circ J. 2010;74(2): 365-370.

[30] Tokuda H, Kozawa O, Miwa M, et al. p38 mitogen-activated protein (MAP) kinase but not p44/p42 MAP kinase is involved in prostaglandin E1-induced vascular endothelial growth factor synthesis in osteoblasts. J Endocrinol. 2001;170(3):629-638.

[31] 曾宽,江慧琦,王萌,等. 前列腺素E1对大鼠骨髓间充质干细胞增殖的影响[J]. 中国组织工程研究, 2014,18(14):2161-2166.

[32] Walter MN, Wright KT, Fuller HR, et al. Mesenchymal stem cell-conditioned medium accelerates skin wound healing: an in vitro study of fibroblast and keratinocyte scratch assays. Exp Cell Res. 2010;316(7):1271-1281.

[33] Yang Y, Shim SK, Kim HA, et al. CXC chemokine receptor 4 is essential for Lipo-PGE1-enhanced migration of human dermal fibroblasts. Exp Dermatol. 2012;21(1):75-77.

[34] Fu XY, Cai CQ, Zheng H, et al. Promoting effects and mechanisms of prostaglandin E1 on proliferation and migration of endothelial cells. Zhonghua Yi Xue Za Zhi. 2013;93(3):222-225.

引言

材料方法

1.1 设计 细胞体外观察实验。

1.2 时间及地点 实验于2013年1月至2014年1月在中山大学附属第一医院转化中心和中山大学孙逸仙纪念医院医学研究中心完成。

1.3 材料

1.3.1 实验动物 2周龄SD大鼠，体质量80-120 g，雌雄不拘，购自中山大学动物实验中心，达到清洁级标准，无人畜共患疾病。实验过程中对动物处置符合动物伦理学标准。

1.3.2 实验仪器 Thermo Multiskan MK3 酶标仪(美国Thermo公司)；CO₂恒温培养箱(美国Thermo公司)；自动摄影倒置相差显微镜(日本Olympus公司)；细胞培养板(美国Corning公司)；Transwell小室(8 μm)(美国Corning公司)。

1.3.3 实验试剂 Accutase-Enzyme Cell(GIBCO公司)；大鼠血管内皮生长因子试剂盒(武汉博士德公司)；DMEM培养液、优质胎牛血清(GIBCO公司)。

1.4 实验方法

1.4.1 骨髓间充质干细胞的分离和培养 SD大鼠颈椎脱臼处死后，超净工作台无菌条件下取其双侧股骨，PBS反复冲洗骨髓腔，然后将冲洗液收集于10 mL离心管，1 000 r/min离心5 min，弃尽上清液，用含体积分数为10%胎牛血清的DMEM/F12培养液重新悬浮细胞，将其接种于25 cm²塑料培养瓶中，调整密度为每瓶2×10⁷个细胞，略旋松瓶口，放置在体积分数为5%CO₂、37 ℃、饱和湿度培养箱培养。根据细胞生长代谢情况，每两三天半量换培养液1次，逐渐去除悬浮细胞。待细胞生长达80%-90%融合后进行传代，0.25%胰酶37 ℃消化，1︰2接种传代。以下实验均选用第3代细胞。

1.4.2 ELISA法检测前列腺素E1对骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子的影响 将第3代骨髓间充质干细胞以1×10⁵/孔(500 μL)接种在24孔细胞培养板中，置于37 ℃、体积分数为5%CO₂细胞培养箱培养，接种24 h细胞贴壁生长后，全部培养孔内的细胞换液，PBS洗3遍，对照组继续使用含体积分数为10%胎牛血清的高糖DMEM培养基(500 μL)培养，前列腺素E1组加入含质量浓度为10 μg/L前列腺素E1、体积分数为10%胎牛血清的高糖DMEM培养基(500 μL)培养。在3，6，9，12，24，48，72 h各时间点收集培养孔内上清液100 μL，迅速置于-20 ℃冻存待检，待标本收集完毕后统一检测。按照试剂盒说明书，采用双抗体夹心ABC-ELISA法操作步骤进行。

1.4.3 迁移小室实验观察前列腺素E1对骨髓间充质干细胞迁移的影响 用0.25%胰酶消化第3代骨髓间充质干细胞，置于37 ℃培养箱5 min，加入含体积分数为10%胎牛血清的DMEM培养基终止消化，收集细胞至离心管，300×g离心5 min，弃尽上清液，用PBS重悬细胞，调整细胞浓度为1×10⁹ L^-¹，收集10⁵个细胞加入离心管，300×g离心5 min，使用100 μL无血清培养基重悬细胞加入Transwell上室，对照组加无血清DMEM培养基，前列腺素E1组加入含有前列腺素E1、体积分数为10%胎牛血清的高糖DMEM培养基，下室加入含体积分数为10%胎牛血清的低糖DMEM培养基600 μL，使上室完全浸泡在下室培养基里，吸引上室细胞穿越滤膜到达下室，操作时注意勿留气泡影响细胞迁移，于37 ℃，体积分数为5%CO₂细胞培养箱培养48 h后取出Transwell小室，弃尽上、下室的液体，PBS洗涤3遍，40 g/L多聚甲醛固定30 min，PBS洗涤2遍，结晶紫染色液染15 min，PBS洗2遍，用棉球擦去上室未迁移的细胞，高倍显微镜下计数细胞，每组取10个视野观察计算平均值，穿越滤膜的细胞数越多表明细胞迁移能力越强。

1.4.4 细胞划痕实验观察前列腺素E1对骨髓间充质干细胞迁移的影响 将第3代骨髓间充质干细胞以2×10⁵个/孔接种至6孔培养板，置于37 ℃、体积分数为5%CO₂细胞培养箱培养，待细胞生长至70%-80%密度时，用含体积分数为1%胎牛血清的DMEM培养基饥饿过夜，使细胞停止生长，次日用无菌10 μL枪头在培养板的底部均匀划一条直线，使底部贴壁细胞形成一条“裸露”区域，划痕完毕全部培养孔内的细胞换液，PBS洗涤3遍，移去漂浮细胞，分别在划痕0，12，24 h在显微镜下拍照。采集的图片使用Image-pro Plus 5.0计算各时间点细胞未覆盖的面积。迁移至划痕区的细胞数越多证明细胞迁移能力越强。细胞迁移率(%)=(1-培养后划痕距离/划痕初始距离)×100%，每组实验重复3次。

1.5 主要观察指标 ①前列腺素E1干预后骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子水平；②前列腺素E1干预后骨髓间充质干细胞的迁移能力。

1.6 统计学分析 使用SPSS 17.0 for windows统计软件进行统计学处理。计量资料数据用x(_)±s表示，P < 0.05为差异有显著性意义。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

讨论

骨髓间充质干细胞因良好的再生潜能被广泛应用于缺血性心脏病及其他再生疾病的治疗^[10-11]。心肌梗死后造成不可逆的心肌损伤和功能障碍，移植骨髓间充质干细胞到缺血心肌可有效促进心功能恢复，目前这种细胞再生治疗逐渐成为挽救心肌梗死的可供选择手段之一^[12-13]。近年的研究观点认为骨髓间充质干细胞移植治疗缺血性心脏病的主要机制为直接转化为心肌细胞参与修复受损心肌组织、通过旁分泌作用抑制心肌细胞凋亡、促进梗死区血管再生、抑制炎症反应、限制心室重构等^[14-15]。尽管骨髓间充质干细胞的生物治疗取得了举目的成就，然而移植到心肌梗死区后的低存活率和干细胞归巢及远期疗效欠佳仍然是待需解决的问题。因此实验从骨髓间充质干细胞治疗缺血性心脏病有关机制进行探讨，研究前列腺素E1对细胞增殖、分泌、归巢能力的影响。

前列腺素E1是广泛存在体内的生物活性物质，1960年由Bergsrtoem等首先分离出并详细研究其分子结构，具有扩张血管、降低周围血管阻力、稳定生物膜降低血小板黏附率、改善血液黏度和红细胞变形能力、抑制血小板黏附聚集及血栓素A2生成、抑制炎症反应等作用^[16-17]。研究发现前列腺素E1具有保护冠状动脉血管内皮，促进缺血心肌微血管的开放，改善微循环作用^[18]。在动物实验中观察到可以减轻急性心肌梗死后的炎症反应，减少心肌无复流面积等心肌保护作用^[19]。前列腺素E1在心血管疾病、缺血性心脏病、血管重塑中得到广泛应用。

血管内皮生长因子是Ferrara等在1989年发现，能特异性作用于内皮细胞，促进细胞有丝分裂和血管生成的一种细胞因子^[20]。近年来国内外学者发现血管内皮生长因子具有促进血管生成及侧支循环形成、保护梗死心肌等作用，是目前研究最多并且特异性最强的一种促血管生长因子^[21-28]。前列腺素E1与细胞表面前列腺素特异性受体结合，使细胞内cAMP大量生成，并依赖cAMP机制诱导细胞内发生一系列生物化学反应，刺激血管内皮生长因子合成，若抑制cAMP生成，前列腺素E1诱导血管内皮生长因子合成则减少^[29-30]。实验发现，前列腺素E1可促进骨髓间充质干细胞分泌血管内皮生长因子，并在24 h逐渐达峰值且高于对照组(P < 0.05)，而这个时间段前期研究发现细胞增殖不明显^[31]，可推测血管内皮生长因子的升高可能与细胞数量改变无关。在前列腺素E1作用48 h后细胞开始增殖，但血管内皮生长因子分泌反而逐渐降低，由于前面推测血管内皮生长因子的升高可能与细胞数量改变无关，因此推测其下降可能与前列腺素E1影响旁分泌的药效作用下降从而导致血管内皮生长因子分泌逐渐减少有关，具体的相关机制需要进一步的深入实验探讨。由于血管内皮生长因子的增加有利于促进心肌梗死区域血管的形成，改善缺血心肌的血液供应，从而反馈性提高移植细胞的生存率，提高移植疗效具有重要的临床意义。

骨髓间充质干细胞移植治疗缺血性心脏病，迁移归巢能力是发挥疗效的前提。实验通过划痕实验发现对照组和前列腺素E1组在划痕12 h后均能观察到骨髓间充质干细胞爬行到划痕区域，24 h能观察到迁移细胞合拢现象，同样的迁移现象可以通过Transwell小室实验进一步证实。为了观察前列腺素E1处理后是否能促进骨髓间充质干细胞迁移，实验分析了迁移细胞数目，结果表明前列腺素E1作用后骨髓间充质干细胞通过划痕区的细胞增多及迁移到Transwell下室的细胞增多。骨髓间充质干细胞的迁移机制复杂，细胞因子和炎症介质均参与这一过程^[32]。研究发现前列腺素E1也参与细胞迁移的过程，Yang等^[33]发现前列腺素E1能提高CXCR4表达促进人皮肤成纤维细胞的迁移，siRNA干扰CXCR4因子的蛋白水平可抑制迁移。Fu等^[34]研究发现前列腺素E1通过促进血管内皮生长因子表达进而促进人脐静脉内皮细胞迁移，使用贝伐单抗抑制剂后，血管内皮生长因子的表达减少41%，细胞迁移能力则下降38%。前列腺素E1是否通过提高骨髓间充质干细胞分泌细胞因子血管内皮生长因子提高从而其迁移能力，仍需进一步的深入探讨。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

前列腺素E1干预大鼠骨髓间充质干细胞的旁分泌和迁移

Effect of prostaglandin E1 on paracrine and migration of rat bone marrow mesenchymal stem cells

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 2

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[2]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.