设计:随机对照动物实验。
时间及地点:实验于2013年3至10月在新疆医科大学第一附属医院动物实验中心完成。
材料:
豚鼠脂肪间充质干细胞植入耳聋模型修复听力实验主要试剂和仪器:
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试剂、仪器
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来源
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L-DMEM、胎牛血清
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美国Gibco公司
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Ⅰ型胶原酶
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Worthington
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5-乙羟基-2’脱氧尿嘧啶核苷(EDU)
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Invitrogen
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RapidCal.Immuno脱钙液
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美国Iymed公司
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耳声发射分析仪
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丹麦CATELLA公司
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听性脑干反应测试仪
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美国SYSTEMS公司
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倒置显微镜、激光共聚焦显微镜
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德国Leica公司
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CO2培养箱
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美国Healfore公司
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实验动物:由新疆医科大学第一附属医院动物中心提供健康豚鼠50只,体质量200-300 g,雌雄不限,电耳镜检查外耳道通畅,鼓膜完整,对声反射灵敏。
实验方法:
实验分组:对实验动物编号后应用随机数字法随机分为4组:①正常听力组10只,未给于任何干预措施。②感音神经性耳聋组12只,庆大霉素药物致耳聋。③感音神经性耳聋植入生理盐水组14只,耳蜗鼓阶途径植入生理盐水。④感音神经性耳聋植入脂肪间充质干细胞组14只,耳蜗鼓阶微孔植入脂肪间充质干细胞。
豚鼠感音神经性耳聋模型:测量体质量,腹腔注射庆大霉素100 mg/(kg•d),1次/d,连续15 d,每日测体质量,调整药量,观察豚鼠的生理状况。1周后行听性脑干反应及耳声发射检测,若耳声发射未引出,听性脑干反应检测阈值超过90 dB则造模成功,可用于后期实验。
豚鼠脂肪间充质干细胞的分离及培养:取健康豚鼠腹股沟及双侧附睾处脂肪组织,PBS彻底冲洗,剔除血管和筋膜后剪碎至糊状,用2倍体积的0.1%Ⅰ型胶原酶溶液消化,37 ℃水浴中振荡消化30 min后终止消化,100目筛网过滤,1 500 r/min离心10 min,弃上清及油脂,重悬细胞,按1×109 L-1浓度接种细胞,48 h首次换液,每3 d换液1次。细胞培养传至3-5代用于耳蜗植入。
EDU标记脂肪间充质干细胞后耳蜗鼓阶微孔植入:第3代脂肪间充质干细胞培养至第4天处于对数生长期时,配制浓度为20 μmol/L的EDU溶液半量换液,放入37 ℃,体积分数为5%的CO2培养箱中孵育48 h,收获EDU标记细胞放置冰盒待用,30 min内将收获细胞植入造模成功的动物模型。将豚鼠头部及颈部剃毛,用氯胺酮40 g/kg+地西泮 5 g/kg+阿托品0.05 g/kg腹腔注射麻醉,放置于37 ℃保温毯上以维持体温,碘伏消毒后铺无菌洞巾,耳郭后沟切开皮肤,分离皮下组织及肌肉,直至充分暴露听泡,在显微镜下用耳科磨钻打开听泡,扩大骨孔为3 mm×3 mm,用电钻在耳蜗底转处磨一直径为0.2 mm的小孔,用10 μL的微量注射器取10 μL的细胞悬液包含1×105个脂肪间充质干细胞,在5 min内缓慢注入鼓阶,注射完毕后保留微量注射器在原位2 min,骨蜡封闭骨孔,逐层缝合切口,放入保温箱内待麻醉清醒。为防止内耳感染,肌肉注射头孢唑啉 500 mg/(kg•d),连续注射5 d。
听性脑干反应:造模前及造模后1周时对实验动物进行听性脑干反应及耳声发射检测,评估有无造模成功。造模成功的实验动物植入脂肪间充质干细胞后1,3周进行听性脑干反应检测。用氯胺酮40 g/kg+地西泮5 g/kg+阿托品0.05 g/kg腹腔注射麻醉,针式电极放置皮下,记录电极放置于双侧外耳道连线的颅顶正中皮下,参考电极放置于左侧耳后皮下,地极放置于对侧耳后皮下,插入式耳机放入外耳道内。刺激声为0.10 ms交替短声刺激,带通滤波100-3 000 Hz,扫描时间10 ms,刺激声重复率10次/s, 叠加1 024次,声刺激从100 dB开始,10 dB一档递减,每只豚鼠先测左耳,再测右耳,观察Ⅲ波波形及记录阈值。每分贝重复测2次,取其平均值作为结果。耳蜗组织冰冻切片EDU荧光追踪:每组动物分别在细胞植入后1周和3周各处死一半,豚鼠腹腔过量麻醉处死,快速断头取出听泡,显微镜下打开听泡,暴露耳蜗,40 g/L的多聚甲醛通过圆窗充分灌注耳蜗,置于固定液中4 ℃固定24 h,RapidCal.Immuno脱钙剂脱钙3 d,显微镜下去除多余骨质,修小耳蜗标本,PBS漂洗3遍,置于20%蔗糖内过夜,包埋后行耳蜗中轴快速冰冻切片,片厚约5 μm,切片后用40 g/L多聚甲醛固定5 min,PBS洗3次×5 min,避光配置Clidk-iT反应混合液,配置后15 min内使用,滴加Clidk-iT反应混合液,37 ℃避光孵育30 min,PBS洗3次× 5 min,滴加5 mg/L的Hoechst33342染核,37 ℃避光孵育30 min,PBS洗2遍,滴加PBS封固,置于激光共聚焦显微镜下观察,并拍摄结果。