2.1   大鼠骨髓间充质干细胞鉴定结果   通过组织块贴壁法提取了大鼠骨髓间充质干细胞，在原代培养24 h后可见有细胞从骨组织块中分离并贴壁。光学显微镜观察单个细胞形态呈梭形，成骨分化培养第25天，茜素红染色可见被染成红色的钙化结节，成脂分化培养第28天，油红O染色显示细胞内可见大量橙红色脂滴，见图1A。流式细胞仪检测显示骨髓间充质干细胞表面抗原CD29、CD90的阳性表达率分别为98.72%和96.68%，CD34和CD45的阳性表达率分别为2.08%和3.65%，见图1B。



2.2   大鼠骨髓间充质干细胞来源外泌体鉴定结果   透射电子显微镜观察显示外泌体呈杯口状结构，符合外泌体的基本特征，见图2A。纳米颗粒跟踪测定结果显示外泌体的粒径分布在30-150 nm之间，峰尺寸在140 nm左右，见图2B。Western blot检测进一步证实外泌体表面蛋白CD9和TSG101表达阳性，见图2C。这些结果表明已成功分离出骨髓间充质干细胞来源外泌体。



2.3   成肌细胞摄取外泌体结果    PKH26标记的外泌体与成肌细胞共同培养24 h，通过激光共聚焦显微镜观察发现成肌细胞的细胞核被DAPI标记呈蓝色，细胞骨架被Phalloidin标记为绿色，而大量被红色荧光PKH26标记的外泌体则出现在成肌细胞核的周围，这表明了成肌细胞能够摄取骨髓间充质干细胞来源外泌体，见图3。



2.4   不同浓度的氯化钴对成肌细胞增殖活性的影响   分别用0，50，100，200 μmol/L氯化钴处理成肌细胞，在1，3，5，7 d后进行观察。如图4所示，与0 μmol/L 氯化钴组相比，100 μmol/L氯化钴和200 μmol/L 氯化钴处理成肌细胞1 d后细胞活性降低(P < 0.05)，50 μmol/L 氯化钴组细胞活性未发生改变(P > 0.05)，处理 3 d后所有氯化钴组细胞活性均显著降低，并且随着时间的延长，成肌细胞活性下降更加明显(P < 0.05)。与100 μmol/L 氯化钴组相比，200 μmol/L 氯化钴处理成肌细胞1 d后细胞活性无显著变化(P > 0.05)，处理成肌细胞3 d后细胞活性显著下降(P < 0.05)。



2.5   不同浓度氯化钴对成肌细胞分化的影响   各组成肌细胞诱导分化5 d后，qRT-PCR统计结果显示，与0 μmol/L 氯化钴组比较，50，100，200 μmol/L 氯化钴组的成肌分化基因MyHC，MyoD，MyoG表达水平均显著性下降(P < 0.01)。用改良的吉姆萨染色试剂对分化5 d的成肌细胞进行肌管染色，结果显示0 μmol/L氯化钴组分化的肌管细胞质为蓝色，紫红色的细胞核呈线状排列，50，100，200 μmol/L 氯化钴组成肌细胞融合现象不明显，见图5。



2.6   不同浓度氯化钴对成肌细胞凋亡和活性氧的影响   流式细胞检测结果显示，干预3 d后0，50，100，200 μmol/L氯化钴组凋亡率分别为(4.40±1.13)%，(8.67±1.53)%，(7.03±0.63)%，(12.67±2.17)%；干预5 d后0，50，100，200 μmol/L氯化钴组凋亡率分别为(8.62±3.03)%，(15.09± 2.52)%，(17.16±1.88)%，(32.92±1.075)%。与0 μmol/L 氯化钴组相比，50，100，200 μmol/L 氯化钴组在干预3，5 d后均能显著增加成肌细胞的凋亡率(P < 0.05)，见图6。0，50，100，200 μmol/L 氯化钴处理成肌细胞3 d后进行了活性氧定性观察，发现200 μmol/L氯化钴组活性氧检测的荧光相较于其他组产生了相对的变化，为后续实验垫定基础，见图6。综合考虑，后续实验选择200 μmol/L氯化钴处理成肌细胞3 d。




2.7   外泌体降低氯化钴引起的活性氧产生和细胞凋亡   与对照组、外泌体组、NAC组比较，氯化钴组中的成肌细胞凋亡率增加更明显(P < 0.01)。与氯化钴组比较，外泌体组和NAC组成肌细胞凋亡率显著降低(P < 0.01)，这说明了外泌体组中的外泌体和NAC组中的NAC能够降低200 μmol/L氯化钴所诱导的成肌细胞缺氧凋亡。此外，结合荧光显微镜对成肌细胞内活性氧定性观察和流式细胞仪定量检测结果，氯化钴能够显著增加细胞内活性氧水平，外泌体和抗氧化剂NAC可以降低活性氧水平，见图7。

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严重创伤是44岁以下人群的首要死亡原因，会导致全身各种组织的损伤，发生于四肢肢体远端的创伤往往伴随着严重的骨折和肌肉损害[1-2]。创伤会造成肢体远端动脉血流减少，组织因缺血发生不可逆性损害。缺氧与缺血是相互伴行的，损伤缺血的组织通常为缺氧状态，能够引起细胞出现缺氧的病理性变化[3-4]。体内的成肌细胞位于肌纤维肌膜与基底膜之间，以肌卫星细胞的形式存在，在骨骼肌发生创伤后可以自身增殖和分化为肌纤维，修复肌肉组织的损伤[5-6]。然而，一旦创伤发生在血流量不充足的损伤部位，血液就不能向成肌细胞提供足够的氧气和营养物质，进而导致体内成肌细胞增殖、分化、凋亡等细胞功能发生变化。

间充质干细胞是一种具有高度自我更新和多向分化潜能的细胞，可来源于骨髓、外周血、脐血、胎盘等组织[7]。间充质干细胞具有向成骨细胞、脂肪细胞、软骨细胞分化的能力，一直是细胞移植领域的研究热点[8-9]。然而，间充质干细胞移植可能会导致不确定的分化，并且外源间充质干细胞的遗传不稳定性也可能促进肿瘤形成或组织钙化[10]。近年来，间充质干细胞分泌的外泌体被发现是一种新的旁分泌机制，可以通过减少氧化应激、抗纤维化形成、促进血管生成和抑制细胞凋亡等多种功能过程，在不同类型的缺氧性疾病中发挥保护和治疗作用[11-14]。

目前，常用的体外诱导缺氧方法有物理性缺氧法和化学性缺氧法。体外诱导缺氧的化学试剂有氯化钴(CoCl2)、去铁胺(DFO)、二甲氧乙二酰甘氨酸(DMOG)。该研究采用氯化钴作为体外缺氧模拟试剂，可以在实验操作过程稳定低氧诱导因子，并且更经济、方便，能够产生与体内类似的缺血缺氧微环境，氯化钴也能引起细胞内活性氧的增加，给细胞带来功能性损害[15-16]。因此，为了进一步探讨成肌细胞在缺血缺氧过程中的变化，使用不同浓度氯化钴以不同时间处理成肌细胞，研究成肌细胞的增殖活性、分化、凋亡及活性氧的变化。同时，评价了骨髓间充质干细胞来源外泌体对缺氧条件下成肌细胞凋亡和活性氧产生的作用。该研究结果可能会加深人们理解缺氧对细胞功能的变化以及为间充质干细胞来源外泌体在临床上的应用提供希望。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

1.1   设计   体外细胞学实验，两组间数据比较采用独立样本t检验。
1.2   时间及地点   实验于2021年6-12月在北京大学人民医院创伤与神经再生教育部重点实验室完成。
1.3   材料   C2C12成肌细胞系(中科院上海细胞所，中国)；低糖DMEM培养基(Hyclone，美国)；高糖DMEM培养基(Hyclone，美国)；胎牛血清(Gibco，美国)；PBS(Hyclone，美国)；胰酶(HyClone，美国)；氯化钴(Sigma，美国)；CCK-8试剂盒(Dojindo，日本)；活性氧检测试剂盒(碧云天，中国)；改良的吉姆萨染色试剂盒(碧云天，中国)；细胞凋亡检测试剂盒(碧云天，中国)；大鼠骨髓间充质干细胞诱导分化试剂盒(赛业生物，中国)；NAC抗氧化剂(碧云天，中国)；PKH26(Sigma，美国)；流式细胞仪(Beckman，美国)；酶联免疫检测仪(Bio-Rad，美国)；倒置荧光显微镜(Leica，德国)；超速离心机(Beckman，美国)；透射电子显微镜(TEM，JEOL，日本)；纳米颗粒跟踪分析仪(NTA，Malvern，英国)；激光共聚焦显微镜(Zeiss，德国)。

该研究的实施符合北京大学人民医院伦理委员会的伦理要求(伦理批件号为：2019PHE040)。实验过程遵循了国际兽医学编辑协会《关于动物伦理与福利的作者指南共识》和本地及国家法规。实验动物在麻醉下进行所有的手术，并尽一切努力最大限度地减少其疼痛、痛苦和死亡。
1.4   实验方法   
1.4.1   骨髓间充质干细胞的提取与鉴定   取4只出生72 h的雌性SD大鼠(购自北京维通利华实验动物技术有限公司)，吸入高浓度二氧化碳进行安乐死，随后浸泡于体积分数为75%乙醇中5 min，转入生物安全柜，在无菌条件下将乳鼠的股骨和胫骨从躯干上分离，去除骨组织表面的软组织。将骨组织剪成1 mm3小块，加入含体积分数为10%胎牛血清、1%青-链霉素的低糖DMEM完全培养基，置于37 ℃，体积分数为5% CO2细胞培养箱中培养，当细胞达到80%汇合后，PBS清洗3次，加入0.25%胰酶消化成单细胞悬液，经1 500 r/min离心5 min后按1∶2比例传代，取第3-5代的骨髓间充质干细胞进行进一步实验。

通过流式细胞术和间充质干细胞分化潜能鉴定骨髓间充质干细胞。①流式细胞术鉴定：将12孔板中培养的第3代骨髓间充质干细胞用 0.25%胰酶消化；获得的单细胞悬液，1 500 r/min离心5 min后弃上清，加入500 μL PBS重悬细胞再次离心；弃上清后每个EP管加入100 μL PBS和2 μL稀释的兔抗大鼠CD29-PE、CD34-FITC、CD45-FITC、CD90-FITC的单克隆抗体，4 ℃条件下避光孵育30 min；每管加入500 μL PBS洗涤，1 500 r/min离心5 min，弃去上清；加入PBS重悬后上流式细胞仪进行检测。②多向分化潜能鉴定：第3代骨髓间充质干细胞接种于6孔板中，1.5×105个/孔，待细胞生长密度达到80%左右更换为成骨诱导分化培养基培养25 d，使用茜素红染色观察钙化结节形成情况；第3代骨髓间充质干细胞接种于6孔板中，1.5×105个/孔，待细胞生长密度达到80%左右更换为成脂诱导分化培养基培养28 d，使用油红O染色观察脂滴形成情况。 

1.4.2   外泌体的提取与鉴定   根据以往文献[17]，选择超速离心法从骨髓间充质干细胞培养上清液中提取外泌体。①第3-5代骨髓间充质干细胞接种于10 cm培养皿中，1.2×106个/皿，培养至80%的生长密度，更换为含体积分数为10%无外泌体胎牛血清的低糖DMEM完全培养基继续培养48 h，收集培养上清液；②300×g离心10 min，弃去沉淀，收集上清液；③2 000×g离心10 min，弃去沉淀的死细胞，收集上清液；④10 000×g超速离心30 min，弃去细胞碎片，收集上清；⑤使用0.22 μm的过滤器过滤上清；⑥100 000×g超速离心70 min，弃去上清，用PBS重悬所获得的沉淀；⑦重复步骤⑥，最后的沉淀物悬浮于100 μL PBS中；⑧通过BCA方法测定外泌体浓度。

取10 μL上述外泌体悬液，滴加于承载样品的铜网上，在室温下吸附10 min后用滤纸小心吸去多余液体，再滴加2%磷钨酸溶液，在室温下晾干处理，通过透射电子显微镜观察外泌体的形态；按照1∶50倍稀释外泌体后取1 mL吸入注射器中，再缓慢向前推进注射器，观察粒子的布朗运动，利用纳米颗粒跟踪分析仪(NTA)检测外泌体的粒径和尺寸分布；Western blot鉴定外泌体表面特异性蛋白CD9、TSG101的表达，具体方法如下：根据BCA法测定的结果，将处理好的样本以每孔20 μL的体积进行上样，以恒压80 V跑浓缩胶，待marker分离后，切换为恒压120 V跑分离胶，当marker中的条带处于分离胶面的最底层位置时停止电泳，经转膜，封闭，CD9、TSG101一抗孵育过夜，二抗孵育 2 h，显色曝光得到最终结果。
1.4.3   成肌细胞培养   成肌细胞C2C12购自于中科院上海细胞所，快速复苏后接种于10 cm培养皿(1.2×106个/皿)进行细胞扩增，待细胞汇合至皿底80%时吸去培养基，用PBS清洗3次，加入胰酶消化至细胞漂浮。根据实验目的接种于6孔板、12孔板、96孔板，加入含体积分数为10%胎牛血清、1%双抗的高糖DMEM完全培养基，放入37 ℃、体积分数为5% CO2 培养箱中培养。
1.4.4   成肌细胞摄取外泌体   根据Sigma的产品说明，将4 μL PKH26用1 mL稀释液C稀释成工作液，红色荧光染料PKH26工作液与重悬的外泌体混合避光孵育5 min，加入1 mL无外泌体血清终止染色，100 000×g超速离心 70 min得到PKH26标记的外泌体。随后将50 μL被标记的外泌体与2.5×104个成肌细胞在Confocal专用培养皿中共同孵育培养24 h；PBS洗涤细胞，40 g/L多聚甲醛固定10 min；PBS洗涤2次，0.5% Triton-X-100处理5 min；用FITC标记的Phalloidin标记细胞骨架，细胞核用DAPI标记，使用激光共聚焦显微镜观察结果。
1.4.5   成肌细胞增殖活性检测   取生长状态良好的成肌细胞接种于96孔板，每孔接种4 000个细胞，每组设置3个复孔；24 h细胞贴壁后，向96孔板中加入终浓度为0，50，100，200 μmol/L 氯化钴的高糖DMEM完全培养基进行缺氧诱导；处理1，3，5，7 d后，弃去原高糖DMEM完全培养基，加入含有10 μL CCK-8的新鲜培养基，在细胞培养箱中孵育1 h后，利用酶联免疫检测仪检测各孔在450 nm波长处吸光度值。
1.4.6   成肌细胞分化检测   将成肌细胞接种于6孔板中，1.5×105个/孔，使用含0，50，100，200 μmol/L 氯化钴的成肌诱导分化培养基(含体积分数为2%马血清、1%青-链霉素的高糖DMEM培养基)处理成肌细胞5 d后，按照奕杉生物RNA快速提取试剂盒的说明提取总RNA，根据爱必梦生物科技有限公司反转录试剂盒说明书进行反转录，使用MyHC、MyoD、MyoG引物扩增目的基因并进行qRT-PCR检测，目的基因的表达量通过2ΔΔct方法进行统计。引物序列见表1。

此外，成肌细胞分化5 d后吸去成肌诱导分化培养基，蒸馏水清洗3次，使用体积分数为70%乙醇固定10 min，随后用改良吉姆萨染色工作液染色45 min，蒸馏水充分洗涤，使用光学显微镜对成肌细胞融合情况进行观察。
1.4.7   成肌细胞内活性氧变化   将成肌细胞以每孔1×105个接种于12孔板中，24 h贴壁后分别加入含0，50，100，200 μmol/L 氯化钴的高糖DMEM培养基处理3 d，检测前先用无血清培养基清洗细胞1次，按照1∶1 000稀释DCFH-DA荧光染料，每孔加入500 μL稀释好的荧光染料，放于37 ℃ 培养箱中避光孵育30 min，然后使用倒置荧光显微镜进行定性观察。
1.4.8   成肌细胞凋亡率的变化    将成肌细胞以每孔1×105个接种于12孔板中，待汇合度达80%时加入含0，50，100，200 μmol/L氯化钴的高糖DMEM培养基处理3，5 d，检测前用PBS清洗2次，加入胰酶消化各孔细胞，加入195 μL Annexin V-FITC结合液重悬细胞，5 μL FITC与重悬的细胞混匀后避光孵育10-20 min，上机前10 min加入10 μL PI，流式细胞仪检测成肌细胞凋亡率。
1.4.9   外泌体对缺氧条件下成肌细胞凋亡和活性氧产生的作用   取生长状态良好的成肌细胞接种于12孔板中，1×105个/孔，随机分成对照组(0 μmol/L氯化钴)、氯化钴组(200 μmol/L氯化钴)、外泌体组(200 μmol/L氯化钴+50 mg/L外泌体)，NAC组(200 μmol/L氯化钴+2 mmol/L抗氧化剂NAC)进行处理，每组设置3个复孔。待成肌细胞生长密度达到80%时，氯化钴组、外泌体组和NAC组每孔加入200 μmol/L氯化钴，外泌体组同时加入50 mg/L外泌体，NAC组同时加入2 mmol/L抗氧化剂NAC，共同干预3 d后按1.4.7方法对各组成肌细胞进行DCFH-DA荧光染料染色，使用倒置荧光显微镜进行观察。观察结束后，使用胰酶消化成肌细胞，1 500 r/min离心5 min，加入200 μL PBS重悬细胞，使用流式细胞仪定量检测成肌细胞内活性氧水平。此外，干预3 d后按1.4.8方法使用流式细胞仪检测各组成肌细胞凋亡率，每组设置3个复孔进行检测。
1.5   主要观察指标   ①大鼠骨髓间充质干细胞鉴定结果；②外泌体鉴定结果；③成肌细胞摄取外泌体结果；④不同浓度氯化钴对成肌细胞增殖活性、分化、活性氧、凋亡的影响；⑤外泌体对氯化钴处理的成肌细胞凋亡和活性氧的影响。
1.6   统计学分析   数据资料均采用x±s表示，应用Graphpad Prism 8.0软件对实验数据进行两独立样本t检验。P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法已经通过北京大学人民医院生物统计学专家审核。

肌肉损伤后，成肌细胞可以通过自我增殖和分化修复受损的骨骼肌[18]。然而，肌肉组织严重缺血缺氧导致成肌细胞长期处于缺氧环境中，难以发挥生理性作用。近年来，骨髓间充质干细胞因其多向分化潜能、高度增殖能力以及旁分泌的特点被广泛应用于骨骼、脊髓、肌肉损伤后的组织工程研究，尤其是骨髓间充质干细胞来源外泌体在再生医学中发挥了重要作用[7，19]。

已有研究报道了在氯化钴中培养的星形细胞瘤和神经母细胞瘤细胞增殖活性显著下降[20]，并且能够促进血管平滑肌细胞的凋亡[21]，抑制乳牙干细胞的分化作用[22]，其机制可能为Co2+能够取代血红素中的Fe2+，抑制氧合血红蛋白的形成而丧失与O2结合的能力，诱发一系列类似缺氧反应，从而导致细胞在缺氧状态下功能发生改变[23]。该研究应用50，100，200 μmol/L 氯化钴处理成肌细胞，CCK-8结果表明，与0 μmol/L 氯化钴组相比，短时间(1 d)和低浓度(50 μmol/L)氯化钴对成肌细胞的增殖并没有影响，但高浓度的氯化钴和长时间的处理对细胞有严重的毒性作用，表明成肌细胞增殖与氯化钴之间存在剂量和时间依赖关系，并且这种依赖关系也体现在细胞凋亡方面。qRT-PCR显示成肌分化基因MyHC、MyoG、MyoD表达有明显下降趋势，反映氯化钴诱导的缺氧环境抑制了成肌细胞分化。WAGATSUMA等[24]发现氯化钴处理的成肌细胞分化能力下降的原因可能与Akt/Foxo和AMPK/Foxo信号通路的改变以及肌肉特异性的E3泛素连接酶MAFbx上调有关。

活性氧是氧化应激反应中的重要信号分子，包括氧自由基、超氧阴离子自由基、羟基自由基、单线态氧等，在创伤性脑损伤、脑缺血再灌注、肿瘤缺氧等病理条件下，活性氧的过量积聚可破坏细胞内稳态，导致氧化应激和线粒体功能障碍[25-26]。研究表明，氯化钴诱导的缺氧可以增加细胞内活性氧水平，进而导致PC12细胞、HK-2细胞和H9C2细胞的凋亡[27-29]。NAC是一种很好的抗活性氧化学试剂，可以清除肩袖成纤维细胞产生的活性氧，从而抑制氯化钴诱导的细胞凋亡[30]。该研究使用不同浓度的氯化钴处理成肌细胞后，可以观察到200 μmol/L氯化钴组的细胞内活性氧荧光相对性增加，但未通过流式细胞术的方式定量检测，成肌细胞凋亡率也显著增加。另一方面，由于Co2+能够导致脯氨酸羟化酶和天冬氨酸羟化酶活性下降，抑制低氧诱导因子1α降解，引起细胞缺氧损伤[31]。但是低氧诱导因子1α和活性氧是否共同发挥作用促进成肌细胞凋亡仍需要后续实验验证。

自从1981年首次发现外泌体以来[32]，对外泌体功能的研究不断取得突破性进展，例如发现了外泌体的内容物[33]、外泌体作为诊断标志物[34]、细胞间通讯和外泌体携带药物[35]。考虑到外泌体的应用可以避免骨髓间充质干细胞移植引起的免疫排斥和肿瘤发生，该实验从大鼠体内提取骨髓间充质干细胞，并通过超速离心分离出胞外囊泡，经透射电子显微镜、纳米颗粒跟踪分析和Western blot鉴定与外泌体的特性一致。研究表明，体外培养的骨髓间充质干细胞来源外泌体可以减少缺氧处理的H9C2细胞凋亡[36]。然而，有关骨髓间充质干细胞来源外泌体在缺氧条件下对成肌细胞凋亡作用的研究较少。该研究发现50 mg/L骨髓间充质干细胞来源外泌体可逆转缺氧所致的细胞凋亡和细胞内活性氧水平增加。此外，研究还发现骨髓间充质干细胞来源外泌体在缺氧条件下抗缺氧凋亡和降低活性氧水平的作用与NAC相似，表明外泌体进入成肌细胞后通过降低氯化钴诱导的活性氧水平从而产生抗缺氧凋亡的作用。一些研究已经报道，外泌体减轻缺氧凋亡的作用可能与受体细胞内受外泌体RNA调控的特定信号通路有关[36-37]。因此，骨髓间充质干细胞来源外泌体对成肌细胞的作用机制值得进一步研究。

综上所述，氯化钴模拟化学缺氧过程中伴随着对成肌细胞增殖活性、分化和凋亡的复杂影响，也影响着细胞内活性氧的形成，因此以氯化钴在体外构建模拟成肌细胞缺氧诱导模型是可行的。此外，骨髓间充质干细胞来源外泌体被成肌细胞吞噬后能够发挥抗缺氧凋亡和减少活性氧产生的作用，但是其具体的机制未能阐明，未来的研究重点将聚焦于比较不同来源的间充质干细胞外泌体及其所携带的miRNA对成肌细胞缺氧状态的影响。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

文题释义：
活性氧：是氧化应激反应中的重要信号分子，包括氧自由基、超氧阴离子自由基、羟基自由基、单线态氧等，活性氧的过量积聚可破坏细胞内稳态，导致氧化应激和线粒体功能障碍。
外泌体：是直径30-150 nm的细胞膜来源囊泡，是几乎所有细胞均能分泌的功能性囊泡，通过携带蛋白质、脂质、RNA分子等参与细胞间的通讯。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

间充质干细胞来源外泌体已经被证实在体内和体外能够改善缺血缺氧条件下心肌细胞的病理损伤。然而，外泌体对于创伤引起的肢体缺血缺氧条件下骨骼肌的修复作用未见有详细报道。通过体外应用不同浓度的氯化钴缺氧诱导剂，观察了成肌细胞在体外增殖、分化、凋亡、活性氧的变化，模拟了体内不同程度缺血对于成肌细胞生理功能的影响。另外，实验发现经外泌体处理缺氧诱导的成肌细胞比单独缺氧诱导组具有更好的降低细胞凋亡率和活性氧产生的作用，结合以往的研究可以推断这种作用与外泌体携带的内容物在骨髓间充质干细胞与成肌细胞之间架起了信息交流的桥梁有关，因此外泌体具有较好的临床应用前景。

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