利用月经血建立的经血源性基质干细胞系

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.50.021

摘要/Abstract

摘要：

背景：经血源性基质干细胞被证实是一种新型的成体干细胞，目前国内关于其系统的建系方法报道极少。
目的：建立经血源性基质干细胞系，并鉴定其表型和多能性。
方法：收集健康成年女性的月经血，通过密度梯度离心法分离出经血源性基质干细胞进行培养，观察细胞的形态及增殖特性；采用CCK-8法检测各株细胞的增殖能力，定期收集细胞进行核型分析，采用流式细胞术检测细胞表面抗原CD34，CD38，CD44，CD45，CD73，CD90，CD105，Oct-4的表达，对细胞进行体外成脂和成骨诱导分化并鉴定。
结果与结论：成功从6名健康志愿者的经血中分离获得4株经血源性基质干细胞系。细胞呈现典型的梭状结构，具有46，XX核型，能在体外稳定迅速增殖，传代后大约48 h进入对数生长期，表达CD44，CD73，CD90，CD105及Oct-4，不表达CD38，CD34，CD45；成脂诱导22 d后油红O染色阳性，成骨诱导2周后茜素红染色阳性。实验表明经血源性基质干细胞具备扩增迅速、核型稳定、多潜能性等优点，通过建立经血源性基质干细胞系，为进一步的临床治疗应用以及科学研究奠定了基础。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 干细胞, 培养, 成体干细胞, 经血源性基质干细胞, 培养, 表型鉴定, 细胞建系, 细胞治疗

Abstract:

BACKGROUND: Menstrual blood-derived mesenchymal stem cells are proved to be a new type of adult stem cells. To date, little is reported on the methods of establishing this kind of cell lines systematically.
OBJECTIVE: To isolate, culture, identify and finally establish menstrual blood-derived mesenchymal stem cell lines.
METHODS: Menstrual blood-derived mesenchymal stem cells were isolated from the menstrual blood of healthy female donors and cultured accordingly using density gradient centrifugation method. Cell morphology and proliferation characteristics were observed, and proliferative ability was detected by cell counting kit-8 assay. Cells were collected periodically for karyotype analysis. Expressions of cell surface antigens such as CD34, CD38, CD44, CD45, CD73, CD90, CD105 and Oct-4 were analyzed using flow cytometry. Cell pluripotency were identified by inducing adipogenesis and osteogenesis in vitro.
RESULTS AND CONCLUSION: We successfully established four menstrual blood-derived mesenchymal stem cell lines from the menstrual blood of six healthy volunteers. The cultured cell lines had a typical spindle shape and kept normal 46, XX karyotype. The cells grew rapidly and entered into the logarithmic growth phase at 48 hours after passaging. The results of flow cytometry showed that menstrual blood-derived mesenchymal stem cells were positive for CD44, CD73, CD90, CD105 and Oct-4, while negative for CD38, CD34 and CD45. Menstrual blood-derived mesenchymal stem cells were positive for oil red O staining at 22 days after adipogenic
induction and also positive for alizarin red staining at 2 weeks after osteogenetic induction. In conclusion, our study suggests that menstrual blood-derived mesenchymal stem cells with stable karyotype and pluripotency can proliferate quickly, and we can provide a new resource for stem cell therapy and regenerative medicine through establishing the menstrual blood-derived mesenchymal stem cell lines.

中图分类号:

R394.2

谭季春，李雅璇，王秋实，李小妮. 利用月经血建立的经血源性基质干细胞系[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(50): 8155-8160.

Tan Ji-chun, Li Ya-xuan, Wang Qiu-shi, Li Xiao-ni. Derivation of mesenchymal stem cell lines from menstrual blood[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(50): 8155-8160.

图/表（结果） 6

2.1 技术路线见图1。

2 经血源性基质干细胞形态从6名志愿者的月经血中成功地分离培养了4株经血源性基质干细胞并稳定传代至15代以上，其中1株细胞已传至26代。
原代分离的细胞在培养24 h后即可看到少量贴壁细胞，细胞体积较小，以梭形和多角形居多(图2A)。培养三四天可观察到有大小不一的集落出现，在皿底分布不均(图2B)。第4-8天细胞迅速增殖，7 d左右细胞可达80%-90%融合，大量贴壁细胞呈漩涡状或辐射状向周边集落扩散，最终铺满皿底(图2C)。随着传代次数的增加，传代细胞变得较扁平，细胞体向两端突起，多数呈纺锤状，当传代至10代以后，细胞胞体变大、变长，呈长梭形(图3)。冻存后复苏的细胞约24 h贴壁完全，细胞形态无明显变化(图4)，在体外继续传代培养其增殖速率并未受到影响。

2.3 经血源性基质干细胞的生长曲线如图5所示，经血源性基质干细胞在传代后大约48 h进入对数生长期，在96 h后逐渐进入平台期，不同代数的细胞增殖速率变化趋势没有太大的差异。

2.4 核型分析核型分析结果显示经血源性基质干细胞在体外稳定增殖，传代22代后核型保持稳定，有正常的46，XX核型(图6)。

2.5 细胞表面标志物表达的鉴定流式细胞仪检测发现经血源性基质干细胞阳性表达间充质细胞表面标志CD44、CD73、CD90、CD105以及胚胎干细胞表面标志Oct-4，不表达造血干细胞表面标志CD34、CD45和CD38(图7)。

2.6 经血源性基质干细胞成脂诱导分化结果经血源性基质干细胞经成脂诱导液诱导7 d有少量脂滴出现，14 d脂滴量显著增加，诱导第22天进行油红O染色可见脂滴被染成橘红色(图8A)。
2.7 经血源性基质干细胞成骨诱导分化结果经血源性基质干细胞经成骨诱导液诱导14 d细胞外基质出现钙盐沉积，茜素红染色阳性(图8B)。

参考文献

[1] Till JE, McCulloch EA. A direct measurement of the radiation sensitivity of normal mouse bone marrow cells. 1961. Radiat Res. 2011;175(2):145-149.

[2] Takahashi K1, Tanabe K, Ohnuki M, et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 2007;131(5):861-872.

[3] Gore A, Li Z, Fung HL, et al. Somatic coding mutations in human induced pluripotent stem cells. Nature. 2011; 471 (7336):63-67.

[4] Lister R, Pelizzola M, Kida YS, et al. Hotspots of aberrant epigenomic reprogramming in human induced pluripotent stem cells. Nature. 2011;471(7336):68-73.

[5] Tuan RS, Boland G, Tuli R.Adult mesenchymal stem cells and cell-based tissue engineering. Arthritis Res Ther. 2003; 5(1): 32-45.

[6] Nikoo S, Ebtekar M, Jeddi-Tehrani M, et al. Effect of menstrual blood-derived stromal stem cells on proliferative capacity of peripheral blood mononuclear cells in allogeneic mixed lymphocyte reaction. J Obstet Gynaecol Res. 2012; 38(5):804-809.

[7] Meng X, Ichim TE, Zhong J, et al. Endometrial regenerative cells: a novel stem cell population. J Transl Med. 2007;5:57.

[8] Musina RA, Belyavski AV, Tarusova OV, et al. Endometrial mesenchymal stem cells isolated from the menstrual blood.Bull Exp Biol Med. 2008;145(4):539-543.

[9] Hida N, Nishiyama N, Miyoshi S, et al. Novel cardiac precursor-like cells from human menstrual blood-derived mesenchymal cells. Stem Cells. 2008;26(7):1695-1704.

[10] 严琰,东健沣,桑运霞,等.血源子宫内膜干细胞培养、鉴定及体外分化潜能的研究[J].中国细胞生物学学报,2014,36(7):892-899.

[11] 周云帆,杨波,胡祥,等.经血源性子宫内膜间充质干细胞的分离、培养与鉴定[J].中国组织工程研究与临床康复,2010,14(32): 5952-5956.

[12] Jabbour HN, Kelly RW, Fraser HM, et al. Endocrine regulation of menstruation. Endocr Rev. 2006;27(1):17-46.

[13] Buckley RH, Schiff SE, Schiff RI, et al. Hematopoietic stem-cell transplantation for the treatment of severe combined immunodeficiency.N Engl J Med. 1999;340(7): 508-516.

[14] Taylor HS. Endometrial cells derived from donor stem cells in bone marrow transplant recipients. JAMA. 2004;292(1):81-85.

[15] Patel AN, Park E, Kuzman M, et al. Multipotent menstrual blood stromal stem cells: isolation, characterization, and differentiation. Cell Transplant. 2008;17(3):303-311.

[16] Gutierrez-Aranda I, Ramos-Mejia V, Bueno C, et al. Human induced pluripotent stem cells develop teratoma more efficiently and faster than human embryonic stem cells regardless the site of injection. Stem Cells. 2010;28(9): 1568-1570.

[17] Lin J, Xiang D, Zhang JL, et al. Plasticity of human menstrual blood stem cells derived from the endometrium. J Zhejiang Univ Sci B. 2011;12(5):372-380.

[18] Gargett CE, Masuda H.Adult stem cells in the endometrium. Mol Hum Reprod. 2010;16(11):818-834.

[19] Schwab KE, Chan RW, Gargett CE. Putative stem cell activity of human endometrial epithelial and stromal cells during the menstrual cycle. Fertil Steril. 2005;84 Suppl 2:1124-1130.

[20] International Stem Cell Initiative, Adewumi O, Aflatoonian B, et al. Characterization of human embryonic stem cell lines by the International Stem Cell Initiative. Nat Biotechnol. 2007; 25(7):803-816.

[21] Khanjani S, Khanmohammadi M, Zarnani AH, et al. Comparative evaluation of differentiation potential of menstrual blood- versus bone marrow-derived stem cells into hepatocyte-like cells. PLoS One. 2014;9(2):e86075.

[22] Cui CH, Uyama T, Miyado K, et al. Menstrual blood-derived cells confer human dystrophin expression in the murine model of Duchenne muscular dystrophy via cell fusion and myogenic transdifferentiation. Mol Biol Cell. 2007;18(5): 1586-1594.

[23] Zhong Z, Patel AN, Ichim TE, et al. Feasibility investigation of allogeneic endometrial regenerative cells. J Transl Med. 2009; 7:15.

[24] Borlongan CV, Kaneko Y, Maki M, et al. Menstrual blood cells display stem cell-like phenotypic markers and exert neuroprotection following transplantation in experimental stroke. Stem Cells Dev. 2010;19(4):439-452.

[25] Murphy MP, Wang H, Patel AN, et al. Allogeneic endometrial regenerative cells: an "Off the shelf solution" for critical limb ischemia. J Transl Med. 2008;6:45.

[26] Lv Y, Xu X, Zhang B, et al. Endometrial regenerative cells as a novel cell therapy attenuate experimental colitis in mice. J Transl Med. 2014;12:344.

[27] Liu T, Huang Y, Zhang J, et al. Transplantation of human menstrual blood stem cells to treat premature ovarian failure in mouse model. Stem Cells Dev. 2014;23(13):1548-1557.

[28] Bozorgmehr M, Moazzeni SM, Salehnia M, et al. Menstrual blood-derived stromal stem cells inhibit optimal generation and maturation of human monocyte-derived dendritic cells. Immunol Lett. 2014;162(2 Pt B):239-246.

引言

干细胞是增殖发育形成人体各种组织细胞的最初来源。1961年，Till等^[1]首次提出了干细胞的基本特性，即具有自我更新，无限增殖以及多向分化的潜能。干细胞根据发育阶段可以分为胚胎干细胞和成体干细胞两类。胚胎干细胞是一种能够向所有特定器官细胞类型分化的细胞，它以在体外诱导分化出属于3个胚层的细胞而一度受到广泛关注。该类细胞只能从早期胚胎的内细胞团中分离得到，有关这些细胞的临床研究与实际应用存在着伦理争议与限制。此外，胚胎干细胞的成瘤性也是临床应用的一大阻碍。由于上述胚胎干细胞的局限性，研究人员通过反转录病毒载体将Oct3/4、Sox2、c-Myc和Klf4这4种转录因子基因转入体细胞，成功诱导出多能干细胞^[2]，其多能性与胚胎干细胞非常相似。然而，逐渐有研究发现诱导多能干细胞存在重编程错误及基因组不稳定性，这些缺陷有可能限制了诱导多能干细胞的临床治疗潜能^[3-4]。
成体干细胞存在于各个组织器官中，它们能够维持内部稳态、修复因疾病所致的器官损伤^[5]。常用的多能成体干细胞之一是骨髓间充质干细胞，然而其在分离过程具有一定的侵入创伤性而易造成患者不适。脐血干细胞也是成体干细胞的重要来源，但由于其获取依赖于母体妊娠使其在来源以及获取机会方面存在局限。其他的成体干细胞例如脂肪干细胞、羊水干细胞、脐带干细胞，由于其可获取性较低且再生能力有限，在某些程度上限制了它们的应用^[6]。因此，寻找一种无创且安全可靠的干细胞来源是目前亟待解决的问题。2007年由Meng等[7]从月经血中分离出了一种高度增生的干细胞，随后这类细胞被称为经血源性基质干细胞^[8-9]。经血源性基质干细胞拥有多项其他干细胞无法企及的优点，包括来源广、无侵袭性、低免疫原性、无成瘤性等，吸引着诸多研究者的兴趣与研究热情。目前已有国外学者尝试研究这种细胞治疗各种损伤和衰老模型的疗效和机制。国内也有不少学者将该类细胞视为新兴的研究热点及方向^[10-11]，但国内尚缺乏完整统一的分离、培养、冻存及鉴定体系。本研究旨在通过建立经血源性基质干细胞系，为其临床应用奠定基础。

材料方法

1.1 设计细胞学体外实验。
1.2 时间及地点于2013年5月至2014年7月在中国医科大学附属盛京医院中心实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 经血来源年龄在20-30岁之间健康成年女性，捐赠者签署中国医科大学附属盛京医院伦理委员会批准的知情同意书，在月经的最初2-4 d收集月经血样本5 mL左右。
1.3.2 主要试剂及仪器 DMEM/F12培养基、PBS (Hyclone公司)，胰蛋白酶、青霉素、链霉素、二甲基亚砜(Sigma公司)，胎牛血清、两性霉素B(Gibco公司)，人外周血淋巴细胞分离液(天津灏洋生物制品科技有限公司)，CCK-8溶液(北京全式金生物技术有限公司)，抗人单克隆抗体CD34-PE，CD38-FITC，CD44-FITC，CD45-APC，CD73-PE，CD90-FITC，CD105-FITC，ENG-FITC，SSEA-4-PE，OCT-4-PE (BD公司)，成骨及成脂诱导分化试剂盒(赛业生物科技有限公司)，改良油红O染色试剂盒(北京雷根生物技术有限公司)，倒置相差显微镜(Olympus公司)。
1.4 实验方法
1.4.1 原代经血源性基质干细胞分离与培养将收集到的经血样本转移到含有2.5 mg/L两性霉素B、100 mg/L链霉素和100 U/mL青霉素的无菌PBS中，4 ℃保存，在获取样品后的24-48 h之内送往实验室处理。经血与PBS等体积混匀，缓慢加入淋巴细胞分离液上层，2 000 r/min离心10 min，吸取中间白膜层，再加入培养基反复漂洗离心细胞2次，最后加入含体积分数为10%胎牛血清、100 g/L青/链霉素的DMEM/F12培养基制成细胞悬液，以1×108 L-1接种于培养瓶中，放入37 ℃、体积分数为5% CO2培养箱中培养，72 h后换液，弃去未贴壁的细胞，之后每3 d或4 d全量换液1次。
1.4.2 细胞传代、冻存与复苏
传代：原代细胞汇合度达到80%-90%时，弃原培养基，用PBS冲洗3次，加入0.25%胰蛋白酶2 mL，放入37 ℃温箱消化1 min，显微镜下观察细胞收缩变圆，弃消化液，加入含胎牛血清的培养基终止消化，Pasteur吸管反复吹打直至细胞从瓶底脱落，形成细胞悬液，以1 500 r/min离心   5 min，弃上清，加入DMEM/F12完全培养基，轻轻吹打、重悬细胞，按合适比例传代，依次标记为第1代，第2代等。
冻存：取第1代以后生长状态良好的细胞，胰蛋白酶消化制成细胞悬液，离心弃上清，加入含10%二甲基亚砜的完全培养基，吹打混匀移入冻存管中。将冻存管放入程序降温冻存盒中并置于-80 ℃冰箱，24 h后移入液氮罐中保存。
复苏：从液氮中取出冻存管后，立即放入温度已至   37 ℃的水浴锅中，轻轻摇动使其在1 min内融化，将细胞移入含大体积培养基的离心管中混匀，以1 500 r/min速度离心5 min，弃去上清液，加入适量培养基重悬细胞，移入培养瓶中培养。
1.4.3 绘制经血源性基质干细胞的生长曲线取第2代与第6代的经血源性基质干细胞，消化离心，用DMEM/F12完全培养基重悬至1×107 L-1，每孔100 μL接种于96孔板内，将培养板置于培养箱中预培养24 h。分别于培养24，48，72，96，120 h测定吸光度值，具体步骤为：每孔加入10 μL CCK-8溶液，在培养箱中孵育4 h，用酶标仪测定450 nm处的吸光度，记录增殖曲线。
1.4.4 核型分析取第2代及第22代对数生长期细胞，根据标准细胞遗传学方法在中国医科大学附属盛京医院临床遗传科进行核型分析。利用空气干燥法和胰蛋白酶瑞氏染色法进行G显带染色。
1.4.5 细胞表面标志物表达的鉴定选取第2，3代生长状态良好的经血源性基质干细胞，弃去培养基，PBS冲洗3遍，0.25%胰蛋白酶消化离心，PBS重悬制成1×109 L-1的细胞悬液，加入含有特定FITC，APC，PE标记的抗体避光孵育15 min，加入PBS混匀，1 000 r/min离心4 min，弃上清，用适量PBS重悬沉淀，流式细胞仪收集数据进行分析。在所有实验中，以相应的同型配对抗体作为阴性对照。
1.4.6 成脂诱导分化将第2-4代细胞以2×104/cm2的密度铺于6孔板中，置于37 ℃，体积分数为5% CO2孵箱内培养，每3 d换液1次，直至细胞汇合度达到100%，再继续培养细胞3 d。小心吸弃原培养基，换用成脂分化诱导培养基A液(由成脂诱导分化基础培养基A、成人脂肪间质干细胞培养专用胎牛血清、谷氨酰胺、青霉素/链霉素、胰岛素、IBMX、罗格列酮、地塞米松组成)，培养3 d后，将培养基换为成脂诱导维持培养基B液(由成脂诱导分化基础培养基B、成人脂肪间质干细胞培养专用胎牛血清、谷氨酰胺、青霉素/链霉素、胰岛素组成)，24 h后将培养基换回A液。重复这一诱导-维持循环3次后，继续用成脂诱导维持培养基B液培养7 d，每3 d换液1次，总诱导过程持续约22 d。
1.4.7 成脂诱导分化鉴定成脂诱导22 d左右，使用油红O对细胞进行染色。具体步骤如下：①临用前将改良油红O染色试剂盒中的A1液与A2液以3︰2比例混合，静置    10 min，即获得改良油红O工作液，不宜提前配制。②诱导完成后，吸弃成脂诱导培养基，用1×PBS冲洗3次，随后每孔加入40 g/L多聚甲醛2 mL固定30 min。③吸弃多聚甲醛，1×PBS冲洗2次，每孔加1 mL油红O工作液避光染色15 min。④分色：加入少量60%异丙醇稍清洗以去除染液。⑤1×PBS冲洗3次，随后在倒置显微镜下观察拍照。
1.4.8 成骨诱导分化取第2-4代对数生长期细胞，将细胞以3×104/cm2的密度铺于预先用0.1%明胶铺被的6孔板中，置于37 ℃，含体积分数为5% CO2的孵箱内培养24 h，小心吸弃原培养基并加入2 mL成骨诱导分化培养基(主要由成人骨髓间质干细胞成骨诱导分化基础培养基、胎牛血清、谷氨酰胺、青霉素/链霉素、抗坏血酸、β-甘油磷酸钠、地塞米松组成)。在培养过程中每隔3 d换液1次，2周后进行茜素红染色。
1.4.9 成骨诱导分化鉴定成骨诱导完成后，使用茜素红对细胞进行染色，具体步骤为：①诱导完成后，吸弃成骨诱导分化培养基，用1×PBS冲洗3次，每孔加入40 g/L多聚甲醛2 mL固定30 min。②吸弃多聚甲醛，用1×PBS冲洗2次，每孔加入1 mL茜素红工作液染色3-5 min。③1×PBS冲洗3次，随后在倒置显微镜下观察并拍照。
1.5 主要观察指标细胞生长形态、倍增时间、核型分析、表面标志表达及多能性。

讨论

子宫内膜是一种随着月经周期动态改变的组织，在女性的生育期有400个左右的周期发生着再生、转化、行经的过程^[12]。经期经阴道流出的经血中含有脱落的功能层子宫内膜碎片，Hida等^[9]通过比较子宫内膜基质干细胞和经血源性基质干细胞的表型及增殖特性得出二者为非常相似的细胞类型，并推断后者源于前者。此外，来源于骨髓造血干细胞的单核细胞在骨髓腔血液中停留两三天随后转移到周围组织中^[13]，Taylor等^[14]从接受过骨髓移植治疗的4例女性白血病患者的子宫内膜组织中，检测到由男性供者骨髓细胞分化而来的子宫内膜细胞。综上，经血源性基质干细胞可能包含了脱落的子宫内膜基质干细胞和循环血液中的骨髓来源间质干细胞，是一个来源相对混杂的细胞群。
与先前的报道一致，本研究通过密度梯度离心法能够成功地从经血中分离培养出基质干细胞。细胞在分离接种24-48 h内，以倍增的速度扩增，且在冻存复苏后其形态学及生长特性没有发生明显变化。通过成脂和成骨诱导分化，确定了干细胞具有多能性^[10-11]。在其基础上，本研究对连续传代的细胞进行核型分析，发现细胞染色体稳定性好。另外也完善了细胞表面标志的鉴定，包括间充质干细胞、造血干细胞和胚胎干细胞标志，最终确定它是具有自身表达特点的一种干细胞。Patel等^[15]发现经血源性基质干细胞传到第12代时，端粒末端转移酶活性仍显著超过胚胎干细胞，这说明其细胞稳定性优于骨髓间充质干细胞和脐血源性间充质干细胞^[7，16]。此外，经血源性基质干细胞还有着较强的抵抗力，在收集后96 h进行分离培养，细胞仍有较高活力和生存力^[14]。经血源性基质干细胞表达间充质细胞表面标志CD44、CD73、CD90、CD105以及胚胎干细胞表面标志OCT-4，不表达造血干细胞表面标志CD34、CD45等，这些与Lin等^[17-19]的报道相符。Oct-4是细胞全能性标志之一，它与Nanog，SOX2，SSEA-4共同维持胚胎干细胞的多能性^[20]，标志着细胞具有分化成多胚层细胞类型的能力。另外有研究表明经血源性基质干细胞同时表达Oct-4和SSEA-4，这同样佐证了经血源性基质干细胞的多潜能性^[15]，也使得它同时兼具间充质干细胞和胚胎干细胞的优点与特性。经血源性基质干细胞的获得并没有经过任何基因组的改造，这一点优于人工诱导的诱导多能干细胞。
Khanjani等[21]研究发现经血源性基质干细胞分化为软骨和成骨细胞系的能力与骨髓间充质干细胞相类似。然而，经血源性基质干细胞向脂肪分化的潜能显著低于骨髓间充质干细胞。因此，在后续的研究中将对比两种细胞向其他细胞系的分化潜能，从而更好地理解经血源性基质干细胞独具的分化特性。目前已经有研究将经血源性基质干细胞用于治疗杜氏肌营养不良、心肌梗死、多发性硬化、肠炎、下肢缺血、卵巢早衰等动物模型^[8，22-27]，虽然这些应用尚处于探索阶段，作用机制也尚待探讨，但基于其自我更新能力强，易于获得且不具伦理争议等优点，经血源性基质干细胞在远期临床应用前景上远远超越骨髓间充质干细胞。此外，Bozorgmehr等^[28]发现经血源性基质干细胞共培养能抑制外周血单个核细胞分化为不成熟树突状细胞及其成熟树突状细胞。树突状细胞是已知体内功能最强、惟一能活化静息T淋巴细胞的专职抗原提呈细胞，是参与启动、调控和维持免疫应答等过程中不可或缺的重要环节。它在摄取抗原或受到刺激之后便逐渐分化成熟，进而激发T细胞免疫应答。经血源性基质干细胞与单个核细胞共培养能显著阻碍其向树突状细胞的分化和成熟，提示这种干细胞具有免疫调节功能。低免疫原性的特点使得经血源性基质干细胞能避免因宿主抗移植物排斥反应而造成患者不适甚至移植失败。然而，正如前述经血源性基质干细胞的组成成分较为混杂，尚需要建立一种纯化细胞群的方法以保持其性状稳定。
综上所述，实验成功分离培养并建立经血源性基质干细胞系，其来源易于获得、能迅速增殖、多潜能性、不具伦理学争议以及低免疫原性，为进一步的临床治疗应用以及科学研究奠定了基础。