脂肪源性干细胞体外分离培养及向内皮祖细胞的诱导分化

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.32.018

中国组织工程研究 ›› 2015, Vol. 19 ›› Issue (32): 5182-5187.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2015.32.018

• 脂肪干细胞 adipose-derived stem cells • 上一篇下一篇

脂肪源性干细胞体外分离培养及向内皮祖细胞的诱导分化

刘子琪，孙同文，万有栋，姚瑞，阚全程

郑州大学第一附属医院综合ICU，河南省郑州市 450052

出版日期:2015-08-06 发布日期:2015-08-06
通讯作者: 孙同文，博士，主任医师，郑州大学第一附属医院综合ICU，河南省郑州市 450052
作者简介:刘子琪，女，1989年生，河南省商丘市人，汉族，郑州大学在读硕士，主要从事重症医学专业研究。
基金资助:
国家自然科学基金(81370364)；河南省卫生科技创新人才工程专项基金

Adipose-derived stem cells: isolation, culture and differentiation into endothelial progenitor cells

Liu Zi-qi, Sun Tong-wen, Wan You-dong, Yao Rui, Kan Quan-cheng

Department of ICU, the First Affiliated Hospital of Zhengzhou University, Zhengzhou 450052, Henan Province, China

Online:2015-08-06 Published:2015-08-06
Contact: Sun Tong-wen, M.D., Chief physician, Department of ICU, the First Affiliated Hospital of Zhengzhou University, Zhengzhou 450052, Henan Province, China
About author:Liu Zi-qi, Studying for master’s degree, Department of ICU, the First Affiliated Hospital of Zhengzhou University, Zhengzhou 450052, Henan Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 81370364; the Special Fund for Medical Innovative Talents of Henan Province

摘要/Abstract

摘要：

背景：脂肪源性干细胞是目前组织工程种子细胞的研究热点，通常采用胶原酶消化脂肪组织来获得，但是存在着操作繁琐，花费高等不足。
目的：观察组织块培养法分离的脂肪源性干细胞的基本生物学特性及其向骨细胞、脂肪细胞及内皮祖细胞的诱导分化潜能。
方法：无菌条件下切取大鼠双侧腹股沟脂肪组织，组织块法分离培养脂肪源性干细胞，CCK-8法检测细胞增殖活性，流式细胞仪分析干细胞表面标志表达。取第4代脂肪源性干细胞用成骨诱导液、成脂诱导液、内皮祖细胞诱导液培养两三周并进行鉴定。
结果与结论：组织块培养法得到的脂肪源性干细胞易扩增，传代后以长梭形细胞生长为主，呈漩涡状排列，克隆样生长；经多次传代仍能保持较强的增殖能力，细胞生长曲线呈抛物线形；细胞表面标志CD44、CD90、CD29呈阳性表达，CD45、CD31呈阴性表达。成脂诱导后细胞油红O染色阳性、成骨诱导后细胞茜素红染色阳性。诱导后的内皮祖细胞CD34及DiI-ac-LDL和FITC-UEA-1双荧光染色阳性。以上结果显示组织块培养法能成功分离培养出脂肪源性干细胞，且获得的细胞纯度较高、易于增殖培养，能高表达干细胞表面抗原以及具有向骨细胞、脂肪细胞及内皮祖细胞多向分化的潜能，可以满足组织工程研究种子细胞的需求。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 干细胞, 脂肪干细胞, 内皮祖细胞, 脂肪源性干细胞, 组织块培养法, 分离, 培养, 诱导, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Adipose-derived stem cells are regarded as the potential seed cells for tissue engineering. Collagenase digestion is used to isolate adipose-derived stem cells from fat pads currently. However, there are some problems, such as cumbersome operation and high cost.
OBJECTIVE: To study the basic biological characteristics of adipose-derived stem cells by tissue explants culture and to explore the differentiation potential into osteoblasts, adipocytes and endothelial progenitor cells in vitro.
METHODS: Adipose-derived stem cells were isolated by tissue explants technique from the bilateral groin fat pads of rats under aseptic conditions, and cultured in vitro. Cell counting kit-8 was used to detect the proliferative activity, and flow cytometry was employed to analyze the expression of cell surface markers. Passage 4 adipose-derived stem cells were cultured in osteogenic medium, adipogenic medium and endothelial progenitor cell medium for 2-3 weeks, and then the cells were identified.
RESULTS AND CONCLUSION: Adipose-derived stem cells that were isolated by tissue explants culture were easily cultured, and after subculture, cells were mainly spindle-shaped and grew in clone-like manner with swirling arrangement. Cells that experienced repeated subcultures still kept stronger proliferative ability and the cell growth curve was shaped as a parabola. Immunochemical staining analysis revealed that adipose-derived
stem cells were positive for CD44, CD90 and CD29, but negative for CD31, CD45. After adipogenic/osteogenic induction, the cells were respectively positive for oil red O staining and alizarin red staining. Induced endothelial progenitor cells were identified with CD34 and the ability to uptake Dil-ac-LDL and FITC-UEA. These findings indicate using the using tissue explants culture, high-purity adipose-derived stem cells easy to proliferate can be harvested, highly express stem cells-related antigens, and have the ability to differentiate into osteoblasts, adipocytes and endothelial progenitor cells, which meet the needs of seed cells in tissue engineering research.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Stem Cells, Adipose Tissue, Cell Differentiation, Endothelial Cells

中图分类号:

R394.2

刘子琪，孙同文，万有栋，姚瑞，阚全程. 脂肪源性干细胞体外分离培养及向内皮祖细胞的诱导分化[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(32): 5182-5187.

Liu Zi-qi, Sun Tong-wen, Wan You-dong, Yao Rui, Kan Quan-cheng. Adipose-derived stem cells: isolation, culture and differentiation into endothelial progenitor cells [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(32): 5182-5187.

图/表（结果） 3

2.1 脂肪源性干细胞的形态学变化及鉴定组织块贴壁 5 d后，有少量细胞从组织块爬出，单层生长，细胞大小不一，形态各异(图1)。之后细胞生长形态多为中间较饱满的梭形或扁平形的成纤维样细胞，胞质透明，折光度好，核为圆形、色暗，14 d后细胞生长接近80%-90%融合。传代后的细胞在最初的一两天，生长较缓慢，之后进入指数增殖期，两三天达到高峰，以后细胞生长速度减慢，进入生长平台期，三四天可生长接近铺满瓶底约100%(图2A)。细胞高密度生长时呈漩涡状或放射状生长排列，每代细胞之间形态学和增殖速度无明显改变，可稳定传至9，10代(图2B，C)。流式检测结果显示，脂肪源性干细胞CD44、CD29、CD90呈阳性表达，而CD45、CD31呈阴性表达(图3)。

2.2 脂肪源性干细胞的成骨成脂诱导分化及鉴定
成骨诱导：脂肪源性干细胞经成骨诱导培养5-7 d时，细胞形态发生变化，呈多角形或立方形，细胞体积较前略增大，细胞呈多层重叠生长。诱导至14 d时，茜素红染色后可见桔红色矿化结节形成(图4A，B)。 成脂诱导：脂肪源性干细胞诱导分化4 d时，可见细胞从长梭形逐渐变得短缩，逐渐呈三角形或多边形，诱导第5-7天时，部分细胞呈圆形，细胞核居中间，细胞核旁边有少量脂滴，在接下来的诱导中，圆形细胞逐渐增多，大小细胞聚集成团，细胞中的脂滴也逐渐增多。诱导10-12 d后，70%-80%的细胞呈类圆形或胞体突出呈多角形，分化良好，胞浆丰富的圆形细胞胞浆内有大量的脂滴，围绕在细胞核周边，有部分富含脂滴的脂肪细胞具有双核结构。经油红O染色后细胞呈现红色(图4C，D)。 2.3 脂肪源性干细胞向内皮祖细胞分化诱导及鉴定脂肪源性干细胞诱导分化两三天后逐渐变得短缩，7 d后成短梭形，扁平，单层生长(图5A)，此时细胞免疫荧光CD34检测阳性(图6A)，细胞FITC-UEA-1、Dil-ac-LDL双标检测阳性(图6B-D)。诱导第14天后，细胞呈三角形或多边形，总体形态呈致密“铺路石样”(图5B)。传代后第1天，细胞生长缓慢，第2天进入细胞增殖期，两三天细胞生长达到顶峰，细胞逐渐增长缓慢，三四天可铺满瓶底100%。培养后期细胞形态较原代有差异，形成血管状结构(图5C)。

参考文献

[1] Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol Biol Cell. 2002;13(12): 4279-4295.
[2] Meliga E, Strem BM, Duckers HJ, et al. Adipose-derived cells. Cell Transplant. 2007;16(9):963-970.
[3] Park IS, Chung PS, Ahn JC. Enhancement of Ischemic Wound Healing by Spheroid Grafting of Human Adipose-Derived Stem Cells Treated with Low-Level Light Irradiation. PLoS One. 2015;10(6):e0122776.
[4] Bunnell BA, Estes BT, Guilak F, et al. Differentiation of adipose stem cells. Methods Mol Biol. 2008;456:155-171.
[5] Toyoda M, Matsubara Y, Lin K, et al. Characterization and comparison of adipose tissue-derived cells from human subcutaneous and omental adipose tissues. Cell Biochem Funct. 2009;27(7):440-447.
[6] 谢泽飞,黄聪武.不同年龄段、不同取材部位大鼠脂肪间充质干细胞生物学特性的对比研究[D].汕头:汕头大学, 2013.
[7] Zeng G, Lai K, Li J, et al. A rapid and efficient method for primary culture of human adipose-derived stem cells. Organogenesis. 2013;9(4):287-295.
[8] Gagliardi C, Bunnell BA. Isolation and culture of rhesus adipose-derived stem cells. Methods Mol Biol. 2011;702:3-16.
[9] Yu G, Floyd ZE, Wu X, et al. Isolation of human adipose-derived stem cells from lipoaspirates. Methods Mol Biol. 2011;702:17-27.
[10] 方小魁,李光早.种子细胞在骨组织工程中的研究进展[J].中华全科医学,2012,10(4):608-609.
[11] Zanetti AS, Sabliov C, Gimble JM, et al. Human adipose-derived stem cells and three-dimensional scaffold constructs: a review of the biomaterials and models currently used for bone regeneration. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2013;101(1):187-199.
[12] De Ugarte DA, Alfonso Z, Zuk PA, et al. Differential expression of stem cell mobilization-associated molecules on multi-lineage cells from adipose tissue and bone marrow. Immunol Lett. 2003;89(2-3):267-270.
[13] 田霖,孙筱放,刘海波,等. 人脂肪干细胞的分离培养与生物学特性[J].中国组织工程研究,2012,16(32): 5946-5952.
[14] 彭智,陈崎,贾振华,等. 组织块培养法扩增人脂肪源性干细胞的生物学特征鉴定[J].中国组织工程研究与临床康复,2010,14(36): 6689-6694.
[15] Asahara T, Murohara T, Sullivan A,et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 1997; 275(5302):964-967.
[16] Rehman J, Li J, Orschell CM, et al. Peripheral blood "endothelial progenitor cells" are derived from monocyte/macrophages and secrete angiogenic growth factors. Circulation. 2003;107(8):1164-1169.
[17] Shibuya M. Vascular endothelial growth factor receptor-2: its unique signaling and specific ligand, VEGF-E. Cancer Sci. 2003p;94(9):751-756.
[18] Strassburg S, Nienhueser H, Stark GB, et al. Human adipose-derived stem cells enhance the angiogenic potential of endothelial progenitor cells, but not of human umbilical vein endothelial cells. Tissue Eng Part A. 2013;19(1-2):166-174.
[19] Ahrens I, Domeij H, Topcic D, et al. Successful in vitro expansion and differentiation of cord blood derived CD34+ cells into early endothelial progenitor cells reveals highly differential gene expression. PLoS One. 2011;6(8):e23210.
[20] Link H, Arseniev L, Bähre O, et al. Transplantation of allogeneic CD34+ blood cells. Blood. 1996;87(11):4903-4909.
[21] Kalka C, Masuda H, Takahashi T, et al. Transplantation of ex vivo expanded endothelial progenitor cells for therapeutic neovascularization. Proc Natl Acad Sci U S A. 2000;97(7): 3422-3427.
[22] Au P, Daheron LM, Duda DG, et al. Differential in vivo potential of endothelial progenitor cells from human umbilical cord blood and adult peripheral blood to form functional long-lasting vessels. Blood. 2008;111(3):1302-1305.
[23] Hirschi KK, Ingram DA, Yoder MC. Assessing identity, phenotype, and fate of endothelial progenitor cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2008;28(9):1584-1595.
[24] Gimble JM, Katz AJ, Bunnell BA. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine. Circ Res. 2007;100(9):1249-1260.
[25] Vasa M, Fichtlscherer S, Aicher A, et al. Number and migratory activity of circulating endothelial progenitor cells inversely correlate with risk factors for coronary artery disease. Circ Res. 2001;89(1):E1-7.

引言

材料方法

设计：细胞学体外培养实验。

时间及地点：实验于2014年12月至2015年6月在郑州大学基础医学院实验室完成。

材料：

实验动物：Sprague-Dawley成年雄性大鼠3-5只，体质量(200±50) g，由河南省动物实验中心提供，许可证号：SCXK(豫)2010-0002。实验过程中对动物的处置符合2009年科技部《关于善待实验动物的指导性意见》的规定。

大鼠脂肪源性干细胞体外分离培养及向内皮祖细胞诱导分化所用主要试剂：
试剂	来源
低糖型DMEM/F12	Hyclone
胎牛血清	四季青
胰蛋白酶	碧云天
青-链霉素	Gibco
FITC-anti-rat-CD44、PE-anti-rat-CD90、PE-anti-rat-CD45、FITC-anti-rat-CD29	Biolegend
anti-rat-CD34、FITC-anti-rab-CD31	Abcam
FITC标记的二抗(羊抗鼠)	北京鼎国
FITC-UEA-I，DiI-acLDL	Sigma

实验方法：

大鼠脂肪源性干细胞的分离：无菌条件下取适量大鼠腹股沟皮下脂肪组织，清除明显的结缔组织及肉眼可见的小血管，PBS清洗2次，除去上层脂肪滴和过于细小脂肪粒，眼科剪剪成小块状，每块大小约1 mm³。一个25 cm²培养皿，放置20-30块脂肪组织，间隔5 mm左右，放置前先在无菌培养瓶底部滴加几滴血清，并使其均匀铺一薄层于瓶底部。放置后加入少量完全培养液(90%低糖DMEM+体积分数为10%胎牛血清+100 U/mL青霉素+100 mg/L链霉素)，缓慢倒置培养瓶，置于体积分数为5%的CO₂培养箱，100%湿度，37 ℃温育4 h，然后再翻转培养瓶，加入完全培养液3.0-4.0 mL浸润组织块。每两三天更换培养液，1周后刮除组织块。每天于倒置显微镜下观察并记录脂肪源性干细胞生长的形态、结构变化。、

脂肪源性干细胞的传代：待原代细胞生长接近铺满瓶底约80%时，去除培养液，PBS清洗一两次，加入2.5 g/L胰蛋白酶，37 ℃条件下消化一两分钟，倒置相差显微镜下观察到细胞回缩、变圆、间隙增大时，立即加入完全培养液终止消化。用吸管轻轻吹打培养瓶底壁，制成单细胞悬液，1 500 r/min离心5 min，弃上清，加入培养液，按1︰2接种到新的培养瓶，置于培养箱中传代培养。每两三天换液1次，直至贴壁细胞爬片接近铺满瓶底约80%时重复上述操作，继续传代。

脂肪源性干细胞增殖能力检测并绘制生长曲线：用CCK-8法检测细胞增殖活性：分别取第3-6代细胞，胰蛋白酶消化，以6×10³/cm²接种24孔板，加入100 μL CCK-8溶液孵育4 h后，从各孔内吸出混合液100 μL转入96孔板，用酶联免疫检测仪测定450 nm处的吸光度值，绘制细胞生长曲线。

脂肪源性干细胞的鉴定：取第4代脂肪源性干细胞 (>10⁸ L^-¹)，离心，PBS吹悬，分装至数个EP管内(1 μL/管)，1 500 r/min离心5 min，弃上清，吹悬细胞，加入抗大鼠CD45、CD44、CD90、CD31、CD29单克隆抗体，4 ℃避光孵育30 min，同时设立空白同型对照，1 000 r/min离心　5 min，弃上清，PBS洗涤2遍，流式细胞仪分析。

脂肪源性干细胞成骨诱导分化：取第4代脂肪源性干细胞，分为实验组和对照组。待细胞生长接近铺满瓶底80%-90%时，传代细胞至有明胶铺底的6孔板中，每孔加入2 mL干细胞培养液，置于培养箱中培养。培养24 h后更换成骨诱导液(含90%低糖DMEM、体积分数为10%胎牛血清、0.1 μmol/L地塞米松、50 μmol/L抗坏血酸、10 mmol/L β-甘油磷酸)，两三天换液1次，观察细胞形态变化并记录，对照组用完全培养液培养，连续培养两三周后，进行茜素红染色。

脂肪源性干细胞成脂诱导分化：取第4代脂肪源性干细胞，分为实验组和对照组。待干细胞生长接近铺满6孔板约100%时，每孔更换A型成脂诱导液(含90%成脂诱导基础培养基、体积分数为10%胎牛血清、青-链霉素、谷氨酸盐、胰岛素、地塞米松、罗格列酮、IBMX)2 mL，3 d后更换为B型成脂诱导液(含90%成脂诱导基础培养基、体积分数为10%胎牛血清、青-链霉素、谷氨酸盐、胰岛素)2 mL，24 h后再换回A型成脂诱导液，进行3-5个此类循环后，持续使用B型成脂诱导液培养1周，两三天换液1次，观察细胞形态变化并记录。对照组用完全培养液培养，连续培养两三周后，进行油红O染色。

脂肪源性干细胞诱导分化为内皮祖细胞：取第4代脂肪源性干细胞，分为实验组和对照组。待干细胞生长接近铺满6孔板约100%时，每孔更换血管内皮细胞诱导液2 mL (90%低糖DMEM+体积分数为10%胎牛血清+50 μg/L血管内皮生长因子+10 μg/L成纤维细胞生长因子)，两三天换液1次，观察细胞形态变化并记录。对照组用完全培养液培养，连续培养两三周。

内皮祖细胞的鉴定：内皮祖细胞用EGM-2MV专用培养基培养，两三周后取第1代细胞以胰酶消化，再传代至6孔板中，用CD133及DiI-ac-LDL和FITC-UEA-1双荧光染色鉴定。

主要观察指标：脂肪源性干细胞的细胞形态、增长速度以及向骨细胞、脂肪细胞、内皮祖细胞诱导分化能力。

讨论

3.1 关于脂肪组织部位选择问题脂肪源性干细胞可以从大鼠脂肪中获得，文献报道获取脂肪源性干细胞多选择的是大鼠腹股沟皮下脂肪^[5-6]，或者腹壁脂肪、附睾尾脂肪。本实验初期选择的是腹壁脂肪，在原代细胞培养早期仅有少量细胞贴壁，其中容易混杂成纤维细胞，细胞纯度低。从腹股沟脂肪组织获取的细胞增殖速度稳定，纯度高，可以保持低水平的细胞衰老，在体外能长期稳定培养，因此实验选择腹股沟脂肪。 3.2 关于组织块培养法的应用脂肪源性干细胞具有很强的临床应用潜能，因此急需要一个能高效获得大量脂肪源性干细胞的方法。组织块培养法较胰酶消化法具有培养体系简单、污染少，花费经济，节约时间等特点，较好地保持了干细胞的生物学特性^[7]。本实验证明组织块培养法得到的脂肪源性干细胞数量能够满足临床要求，且细胞形态及细胞表面标志物都和之前的研究相符^[8-9]。组织块培养法得到的脂肪源性干细胞用流式细胞仪检测CD29、CD44、CD90、CD31、CD45表达，结果显示细胞膜表面高表达标志物CD29、CD44、CD90，而低表达CD31、CD45，这与之前Zuk等^[1]的研究一致，而且低表达造血细胞表面标志物CD31、CD45，提示组织块培养法能够得到较高纯度的脂肪源性干细胞，且非胰酶消化又减少了不必要的细胞损伤，节约了实验成本。在实验过程中总结出以下几点方便获得大量脂肪源性干细胞的方法：首先取尽量多的脂肪组织，缩短取材的时间，尽快移至超净台，只有这样才能保证干细胞的高产出率；再者组织块尽快贴壁是培养脂肪源性干细胞至关重要的一步，除使用血清铺瓶底和倒置培养瓶外，在贴壁期间尽量少移动培养瓶，在翻转培养瓶后加入培养基不要过多，以能够浸润脂肪块为准；最后1周内移动培养瓶动作都需轻柔，减少晃动，待组织块移出后再加入足量培养基。总之，经过组织块培养法得到的脂肪源性干细胞具有较强的增殖能力，且能长时间保持较低的细胞衰老率，成骨成脂诱导成功率高，为临床再生医学的发展提供有力手段^[10-11] 3.3 关于脂肪源性干细胞的成骨成脂鉴定干细胞具有多向分化潜能^[12]，实验选择第4代脂肪源性干细胞进行了成脂和成骨诱导分化^[13-14]。在成骨诱导分化中，钙沉积是成骨细胞具有分泌功能的指标，可作为成骨细胞成熟的标志。茜素红是阴离子染料，茜素红与钙离子以螯合方式形成复合物，用来识别组织细胞的钙盐成分。通过茜素红染色，产生桔红色沉积(即钙结节)。本实验中脂肪源性干细胞成骨诱导2周后，茜素红染色可见明显钙结节形成，证明了脂肪源性干细胞在一定的条件下可诱导分化为成骨细胞。在成脂诱导分化中，胞浆中有脂质存在是成脂细胞特异性标志，选择第4代脂肪源性干细胞诱导两三周后脂肪源性干细胞形态由长梭形变成类圆形，胞浆中出现透亮的脂滴，经油红O染色可被染成红色，证明了胞浆中有脂质沉积。 3.4 内皮祖细胞的传代培养与鉴定通常内皮祖细胞可以从外周血、脐血或骨髓等造血组织中分离出来，不过得到的细胞数量极其稀少，且纯度不高，细胞培养周期短，易分化^[15-16]。本实验用加有内皮细胞生长因子等的培养基诱导脂肪源性干细胞分化为内皮祖细胞^[17]，不仅得到细胞数量较多，还延长了细胞培养周期，避免了短周期细胞分化，为内皮祖细胞在临床广泛应用提供了新的实验参考依据。内皮祖细胞作为成熟内皮细胞的前体，可以分化为内皮细胞，具有在体外形成功能性血管的能力。目前多采用细胞免疫荧光法来检测内皮祖细胞，以CD31⁺、CD133⁺、vWF⁺、CD14^-、CD45^-作为鉴定依据^[18]。目前研究认为CD34可作为造血干细胞的标记物^[19]，Link等^[20]研究认为骨髓或外周血来源的CD34⁺细胞大多具有造血功能，本实验得出部分内皮祖细胞能够表达CD34⁺，证明内皮祖细胞具有造血干细胞属性。从形态学上很难区分内皮祖细胞和内皮细胞，在实验研究中，利用两者内部不同的结构和功能，检测细胞具有吞噬Dil-ac-LDL和FITC-UEA-1的能力来鉴定内皮祖细胞。当细胞吞噬Dil-ac-LDL后，细胞显现红色荧光，吞噬FITC-UEA-1后，细胞显现绿色荧光，双吞噬实验阳性，细胞显现黄色荧光，且双吞噬实验阳性鉴别细胞为正在分化的内皮祖细胞^[21-22]，本实验观察得出第4，5代内皮祖细胞有近80%的细胞双荧光染色阳性。正在分化的内皮祖细胞在培养过程会逐渐出现细胞首尾相接成环状或血管样形状结构，再次证明内皮祖细胞具有促血管生成的功能，能够促进血管修复，可作为血管组织工程的种子细胞^[23]。经脂肪源性干细胞诱导得到的内皮祖细胞能一定程度上克服内皮祖细胞培养周期短，不易分化等缺点，为内皮祖细胞在临床上的应用提供了重要的种子细胞源。结论：大鼠脂肪源性干细胞来源丰富，组织块培养法操作简单，培养要求低，体外扩增能力强，增殖时间短，具有多向分化潜能的优势使其成为组织修复和组织工程所需的理想细胞来源^[24]。内皮祖细胞可以由脂肪源性干细胞诱导而来，可通过传代纯化得到稳定增殖的内皮祖细胞，作为血管组织工程很有前景的种子细胞，在临床开展的治疗方案中起到重要作用^[25]。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

脂肪源性干细胞体外分离培养及向内皮祖细胞的诱导分化

Adipose-derived stem cells: isolation, culture and differentiation into endothelial progenitor cells

PDF

可视化

被引次数

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 3

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[2]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	顾霞, 赵敏, 王平义, 李一梅, 李文华. 低氧诱导因子1α与低氧相关疾病信号通路的关系[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1284-1289.
[5]	刘聪, 刘肃. miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1069-1074.
[6]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[7]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[8]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[9]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[10]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[11]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[12]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[13]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[14]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[15]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.