miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2174

中国组织工程研究 ›› 2021, Vol. 25 ›› Issue (7): 1069-1074.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2174

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miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制

刘聪，刘肃

青岛大学附属医院美容整形科，山东省青岛市 266071

收稿日期:2019-01-21 修回日期:2019-01-30 接受日期:2019-05-17 出版日期:2021-03-08 发布日期:2020-12-08
通讯作者: 刘肃，副主任医师，青岛大学附属医院美容整形科，山东省青岛市 266071
作者简介:刘聪，男，硕士，主要从事烧伤整形方面的研究。

Molecular mechanism of miR-17-5p regulation of hypoxia inducible factor-1α mediated adipocyte differentiation and angiogenesis

Liu Cong, Liu Su

Department of Plastic Surgery, Affiliated Hospital of Qingdao University, Qingdao 266071, Shandong Province, China

Received:2019-01-21 Revised:2019-01-30 Accepted:2019-05-17 Online:2021-03-08 Published:2020-12-08
Contact: Liu Su, Associate chief physician, Department of Plastic Surgery, Affiliated Hospital of Qingdao University, Qingdao 266071, Shandong Province, China
About author:Liu Cong, Master, Department of Plastic Surgery, Affiliated Hospital of Qingdao University, Qingdao 266071, Shandong Province, China

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
miRNA：是在真核生物中发现的一类长度为18-22个核苷酸的内源性非编码RNA，经过一系列核酸酶剪切加工得到成熟的miRNA，成熟的miRNA组装进RNA诱导的沉默复合体，与靶基因通过碱基互补的方式沉默复合体降解靶基因mRNA表达或阻遏靶基因mRNA翻译。
低氧诱导因子1α：普遍存在于人和哺乳动物细胞内，常氧情况下低表达，在缺氧条件下则稳定表达，在常氧情况下低氧诱导因子1蛋白很快被细胞内氧依赖性泛素蛋白酶降解途径降解。

背景：miR-17-5p能够调控脂肪细胞分化，但其作用机制尚未完全明确。低氧诱导因子1α能够促进血管内皮生长因子基因转录促进血管生成，且对脂肪细胞生成具有调控作用，然而低氧诱导因子1α调控脂肪细胞分化和血管生成的具体作用机制尚不清楚。
目的：探究miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制。
方法：采用RT-qPCR方法检测miR-17-5p在成熟脂肪细胞中的表达及成熟脂肪细胞中脂肪分化和血管生成相关基因的表达，Western blot检测miR-17-5p抑制剂、pri-miR-17-5p模拟物及低氧诱导因子1α敲降载体转染后脂肪分化和血管生成相关蛋白的表达，油红O染色及MTT检测miR-17-5p抑制剂、pri-miR-17-5p模拟物及低氧诱导因子1α敲降载体转染后脂肪细胞的增殖情况，EGFP报告基因检测miR-17-5p与低氧诱导因子1α的靶向关系。
结果与结论：①与未成熟脂肪细胞相比，miR-17-5p在成熟脂肪细胞中高表达(P < 0.05)，且过表达miR-17-5p促进脂肪细胞增殖(P < 0.05)，促进脂肪分化和血管生成相关基因的表达(P < 0.05)；②miR-17-5p与低氧诱导因子1α的3′UTR靶向结合，敲降低氧诱导因子1α能够显著抑制脂肪细胞增殖(P < 0.05)，下调脂肪分化和血管生成相关基因的表达(P < 0.001)；③结果表明miR-17-5p通过调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成。

https://orcid.org/0000-0003-1150-6659(刘聪)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: miRNA, miR-17-5p, 因子, 低氧诱导因子1α, 脂肪细胞, 血管生成, 细胞增殖, 靶向

Abstract:

BACKGROUND: miR-17-5p can regulate the differentiation of adipocytes, but its action mechanism is not clear. Hypoxia inducible factor-1α can promote vascular endothelial growth factor gene transcription and promote angiogenesis, and has a regulatory effect on adipocyte formation. However, the specific mechanism of hypoxia inducible factor-1α in regulating adipocyte differentiation and angiogenesis is not clear.

OBJECTIVE: To investigate the molecular mechanism of miR-17-5p regulation of hypoxia inducible factor-1α mediated adipocyte differentiation and angiogenesis.
METHODS: miR-17-5p expression level and adipocyte differentiation and the expression of angiogenesis markers in mature adipocytes were verified by RT-qPCR. The adipocyte differentiation and angiogenesis markers expression of adipocyte transfecting with miR-17-5p inhibitor, pri-miR-17-5p mimic and hypoxia inducible factor-1α knockdown vector were determined by western blot assay. The proliferation of adipocytes was detected by Oil Red O staining assay and MTT assay after transfection with miR-17-5p inhibitor, pri-miR-17-5p mimic and hypoxia inducible factor-1α knockdown vector. The predicted relationship between miR-17-5p and hypoxia inducible factor-1α was further verified by EGFP report gene assay.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Compared to immature adipocyte, miR-17-5p was highly expressed in mature adipocyte (P < 0.05); overexpression of miR-17-5p increased the adipocyte proliferation (P < 0.05), and upregulated adipocyte differentiation and angiogenesis markers level (P < 0.05). (2) The miR-17-5p directly targeted with hypoxia inducible factor-1α 3′UTR; knockdown hypoxia inducible factor-1α inhibited the adipocyte proliferation (P < 0.05), and decreased adipocyte differentiation and angiogenesis markers level (P < 0.001). (3) It is concluded that miR-17-5p regulation of hypoxia inducible factor-1α mediated adipocyte differentiation and angiogenesis.

Key words: miRNA, miR-17-5p, factor, hypoxia inducible factor-1α, adipocyte, angiogenesis, cell proliferation, targeting

中图分类号:

刘聪, 刘肃. miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1069-1074.

Liu Cong, Liu Su. Molecular mechanism of miR-17-5p regulation of hypoxia inducible factor-1α mediated adipocyte differentiation and angiogenesis[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1069-1074.

图/表（结果） 4

2.1 miR-17-5p表达促进脂肪细胞分化及血管生成相关基因的表达 miR-17-5p在未成熟分化的3T3-L1细胞及成熟分化的3T3-L1细胞中均有表达，在成熟分化的3T3-L1细胞中表达显著高于未成熟分化的3T3-L1细胞(t=-89.12，P < 0.001)，见图1A。抑制或过表达miR-17-5p后采用RT-qPCR检测脂肪分化及血管生成标记物基因的表达，见图1B，C，结果显示ASO-miR-17-5p抑制物显著抑制了脂肪分化及血管生成标记物基因的表达(P < 0.05)，pri-miR-17-5p模拟物显著上调了脂肪分化及血管生成标记物基因的表达(P < 0.05)。
MTT检测细胞增殖结果显示，ASO-miR-17-5p抑制物显著抑制了3T3-L1细胞的增殖(t=18.97，P < 0.05)，而pri-miR-17-5p模拟物则显著促进了3T3-L1细胞的增殖(t=-3.44，P < 0.05)，见图1D。通过细胞生长活性进行分析，ASO-miR-17-5p抑制物显著抑制了3T3-L1细胞的生长活性(t=18.34，P < 0.001)，而pri-miR-17-5p模拟物则显著提高了3T3-L1细胞的生长活性(t=-21.91，P < 0.001)，见图1E。油红O染色结果显示，ASO-miR-17-5p抑制物显著抑制了3T3-L1细胞分化，而pri-miR-17-5p模拟物则能促进3T3-L1细胞分化(t=1.32，P < 0.05，t=-0.92，P < 0.05)，见图1F。上述结果表明，miR-17-5p表达促进脂肪细胞分化及血管生成。

2.2 miR-17-5p与HIF-1α直接靶向结合通过Targetscan软件分析发现，在miR-17-5p的候选靶基因中，HIF-1α能够与miR-17-5p靶向结合，见图2A；通过RT-qPCR检测抑制miR-17-5p表达显著下调了HIF-1α mRNA的表达，而过表达miR-17-5p则显著上调了HIF-1α mRNA的表达(t=53.45，P < 0.001；t=-55.00，P < 0.001)，见图2B；与RT-qPCR检测结果一致，抑制miR-17-5p表达显著下调了HIF-1α蛋白的表达，而过表达miR-17-5p则显著上调了HIF-1α蛋白的表达(t=54.71，P < 0.001；t=-29.09，P < 0.001)，见图2C；通过EGFP荧光报告基因检测miR-17-5p与HIF-1α直接靶向关系，首先构建具有miR-17-5p结合位点的HIF-1α 3’UTR EGFP报告基因或HIF-1α 3’UTR突变体的EGFP报告载体，其次pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR或pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR-mut与pri-miR-17-5p或ASO-miR-17-5p共转染到3T3-L1细胞，与空载体相比，与pri-miR-17-5p和pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR共转染的细胞荧光强度显著增加；相反地，与ASO-miR-17-5p和pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR共转染的细胞荧光强度显著降低(t=71.63，P < 0.001；t=-37.50，P < 0.001)，然而过表达或抑制miR-17-5p均未影响转染pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR-mut的细胞的荧光强度(t=-0.46，P > 0.05；t=-0.62，P > 0.05)，见图2D。结果表明，HIF-1α是miR-17-5p的直接靶基因，并且miR-17-5p可以上调HIF-1α的表达。

2.3 敲降HIF-1α抑制3T3-L1细胞的生长、脂肪分化及血管生成构建HIF-1α敲降载体(si-HIF-1α)研究HIF-1α对3T3-L1细胞增殖、脂肪分化及血管生成的影响。Western blot结果显示，si-HIF-1α可以有效抑制HIF-1α的内源性蛋白水平(t=2.64，P < 0.01)，此外si-HIF-1α也能够显著抑制VEGF的蛋白水平(t=-1.20，P < 0.01)，见图3A；si-HIF-1α显著抑制3T3-L1细胞增殖(t=13.47， P < 0.001；t=11.02，P < 0.001；t=1.57，P < 0.05)，见图3B，C；与转染空载体对照组比较，si-HIF-1α显著抑制了脂肪分化及血管生成标记物基因(αP2、C/EBPα、C/EBPβ、Cidea、PPARγ、HIF-1α、VEGF)mRNA的表达(P < 0.001)，见图3D；油红O结果也显示si-HIF-1α能够显著抑制脂肪细胞的分化(t=1.68，P < 0.05)，见图3E。结果表明，敲降HIF-1α抑制3T3-L1细胞的生长、脂肪分化及血管生成。

2.4 HIF-1α表达回复miR-17-5p对3T3-L1细胞的作用通过回复实验验证miR-17-5p对3T3-L1细胞表型的影响由HIF-1α基因介导。Western blot结果显示，pcDNA3/HIF-1α与ASO-NC共转染3T3-L1细胞，HIF-1α及VEGF的蛋白水平显著上调(P < 0.05)，ASO-miR-17-5p与pcDNA3空载体共转染3T3-L1细胞后HIF-1α及VEGF的蛋白水平显著下调(P < 0.01)，而ASO-miR-17-5p与pcDNA3/HIF-1α共转染3T3-L1细胞后HIF-1α及VEGF的蛋白水平上调(P < 0.05)，见图4A；细胞增殖结果也显示，pcDNA3/HIF-1α与ASO-NC共转染3T3-L1细胞显著促进细胞的增殖(P < 0.05)，ASO-miR-17-5p与pcDNA3空载体共转染3T3-L1细胞显著抑制了细胞的增殖(P < 0.05)，而ASO-miR-17-5p与pcDNA3/HIF-1α共转染3T3-L1细胞促进了细胞增殖(P < 0.05)，见图4B和4C；pcDNA3/HIF-1α与ASO-NC共转染3T3-L1细胞显著上调了脂肪分化及血管生成标记物基因表达(P < 0.001)，ASO-miR-17-5p与pcDNA3空载体共转染3T3-L1细胞显著抑制脂肪分化及血管生成标记物基因表达(P < 0.001)，而ASO-miR-17-5p与pcDNA3/HIF-1α共转染3T3-L1细胞后抑制了脂肪分化及血管生成标记物基因表达(P < 0.001)，见图4D；油红O染色结果与上述实验结果一致(P < 0.05)，见图4E。结果表明，HIF-1α参与了miR-17-5p调控3T3-L1细胞的增殖、成脂分化及血管形成。

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引言

脂肪细胞的发育、分化在肥胖症的病因和发病中起着重要作用，脂肪细胞数目过多或过大常常导致肥胖、动脉粥样硬化、血脂紊乱、糖尿病等疾病的发生[1-4]。在骨髓和肌肉等组织中，会因为长期积累脂肪导致功能障碍等[5]，严重影响人们的健康及生活。控制脂肪细胞的形成既能改善新陈代谢，又能够延缓衰老。自体脂肪移植在美容、严重烧伤、创伤等手术中得到广泛应用[6-7]。研究发现，生长在乳房、肝脏、前列腺等组织的脂肪细胞会促进癌细胞增殖[8-10]，但生长在骨髓的脂肪细胞能够显著抑制癌细胞增殖[11-12]。因此，对脂肪细胞生成的调控机制进行研究具有重要的意义。
脂肪细胞分泌的血管内皮生长因子在血管生成中起关键作用，血管内皮生长因子能够直接作用于血管内皮细胞促进血管内皮细胞增殖及增加血管通透性，并有助于维持脂肪细胞功能及全身新陈代谢[13-14]。在低氧或缺血的情况下，低氧诱导因子1α(hypoxia-inducible factor-1α，HIF-1α)能够促进血管内皮生长因子基因转录，增加氧输送能力，HIF-1α是诱导低氧基因和修复细胞氧内环境的核心调节因子，能够调节血管的生成，在脂肪细胞移植及成活中发挥重要作用[15-16]。
微小RNA(microRNA，miRNA)是长度为22 nt左右的单链非编码RNA，通过与靶基因3′UTR区结合调控蛋白编码基因的表达，绝大多数miRNA负调控靶基因表达，还有一部分miRNA能够正调控靶基因表达。miR-17-5p属于miR-17-92家族，在肿瘤中既能发挥致癌基因作用又能发挥抑癌基因作
用[17]，如miR-17-5p调控NCOA3在猪肌肉和皮下脂肪组织中的差异表达[18]，姜黄素通过抑制miR-17-5p和刺激Wnt信号通路效应因子Tcf7l2抑制小鼠3T3-L1细胞的脂肪分化[19]，此外miR-17-5p还参与脂肪间充质干细胞成骨分化及成脂分化的平衡[20]。因此，作者推测miR-17-5p在脂肪细胞的形成及调控过程中发挥重要的作用，该研究进一步对miR-17-5p在脂肪细胞中的作用机制进行研究，为临床移植或调控脂肪细胞分化提供新的思路及方案。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

材料方法

1.1 设计体外细胞学实验。
1.2 时间及地点实验于2017年9月至2018年9月在青岛大学附属医院基础医学院实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 细胞系 3T3-L1前脂肪细胞(美国ATCC公司，规格5×105个细胞，批号：ATCC CL-173)，细胞复苏后培养于含有体积分数为10%胎牛血清、0.5 mmol/L IBMX、4 mg/L地塞米松、10 mg/L胰岛素的DMEM培养基中，置于37 ℃，体积分数为5%CO2培养箱中培养，每2 d换液1次，观察细胞生长状态。
1.3.2 实验试剂胎牛血清(以色列Bioind公司)；DMEM (Gibico公司)；IBMX、地塞米松及胰岛素(Sigma公司)；高纯RNA提取试剂盒及cDNA合成试剂盒(北京天根公司)；TOP荧光定量试剂盒(北京全式金生物技术有限公司)；miRNA
Isolation Kit(Ambion公司)；Lipofectamine 2000及pcDNA3载体(Invitrogen公司)；miR-17-5p、HIF-1α、αP2、C/EBPα、C/EBPβ、Cidea、PPARγ、VEGF、GAPDH、U6引物由上海生工设计并合成；初级miR-17-5p模拟物(pri-miR-17-5p)、miR-17-5p寡核苷酸(ASO-miR-17-5p)及对应的寡核苷酸对照(NC，ASO-NC)，HIF-1α小干扰RNA(si-HIF-1α)均由吉玛基因设计并合成；p212 pCMV-EGFP/RFP质粒(Addgene公司)；RAPI裂解液及BCA检测试剂盒(碧云天公司)；HIF-1α抗体、VEGF抗体、GAPDH抗体(Abcam公司)；辣根过氧化物酶(HRP)偶联二抗(碧云天公司)；MTT检测试剂盒(Sigma公司)；油红O染色试剂盒(索莱宝公司)。
1.4 实验方法
1.4.1 细胞转染及分组利用Lipofectamine 2000将Pri-miR-17-5p模拟物、ASO-miR-17-5p抑制物以及它们的对照载体分别转染3T3-L1细胞，使其过表达miR-17-5p或沉默miR-17-5p表达。实验分为以下4组：Pri-miR-17-5p组、NC组、ASO-miR-17-5p组、ASO-NC组。
将HIF-1α小干扰RNA 转染3T3-L1细胞，敲降HIF-1α在3T3-L1细胞的表达。实验分为以下2组：Si-NC组，Si-HIF-1α组。
反义寡核苷酸沉默miR-17-5p同时HIF-1α过表达载体转染3T3-L1细胞。实验分为以下4组：ASO-NC+HIF-1α组，ASO-NC+pcDNA3.1组，ASO-miR-17-5p+HIF-1α组，ASO-miR-17-5p+ pcDNA3.1组。
细胞转染：采用瞬时转染方法，取对数生长的细胞接种于6孔板，用DMEM培养基培养24 h，当细胞汇合度为80%时，弃去培养基，PBS清洗2次，每孔加入1.8 mL Opti-MEM I Reduced Serum Medium。在88 µL Opti-MEM I Reduced Serum Medium中加入以上各组构建的载体，在98 µL Opti-MEM
I Reduced Serum Medium培养基中加入2 µL脂质体
Lipofectamine 2000 Reagent，轻轻混匀，室温静置5 min。将稀释好的载体与脂质体混匀，室温静置20 min，制成转染液。每孔加入200 µL转染液，轻轻晃动以混匀，放入培养箱培养，孵育5 h后，更换含DMEM培养基，培养48 h后进行下一步实验。
1.4.2 RNA提取及RT-qPCR实验检测mRNA表达水平在细胞转染培养48 h后收集每组细胞，采用RNA提取试剂盒提取细胞总RNA，琼脂糖凝胶电泳及NanoDrop检测RNA的浓度及纯度，然后反转录为cDNA，以cDNA为模板进行RT-qPCR
反应，miR-17-5p进行PCR反应条件为：94 ℃ 2 min；94 ℃ 20 s，55 ℃ 30 s，进行40个循环；HIF-1α、αP2、C/EBPα、C/EBPβ、Cidea、PPARγ、VEGF进行PCR反应条件为：94 ℃ 2 min；94 ℃ 30 s，58 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s，进行40个循环。U6作为miR-17-5p的内参基因，GAPDH作为其他基因的内参基因，设置3个复孔，实验重复3次。
1.4.3 细胞生长活性分析将各组细胞按照3 000个/孔的量种于24孔板中，以转染48 h后为起点，每24 h进行1次细胞计数，重复3次，连续计数7 d，记录细胞数量。
1.4.4 MTT检测细胞增殖情况将各组细胞按照7 000个/孔的量接种于96孔板中瞬时转染48，72 h，加入15 μL MTT溶液(0.5 g/L)，于37 ℃培养箱中孵育4 h，移去细胞培养液，每孔加入100 μL二甲基亚砜，摇匀20 min，置于酶联免疫检测仪上测定570 nm处各孔吸光度值，记录结果，重复3次。
1.4.5 油红O染色将各组细胞进行瞬时转染后，按照1×105/孔的量将3T3-L1细胞接种于24孔板，置于培养箱中常规培养72 h，移去培养液，PBS清洗1次，加入预先配好的体积分数为10%中性甲醛固定30 min，将油红O储存液与去离子水按照3∶2的比例稀释，滤纸过滤，室温放置10 min
除去杂质，每孔加入500 μL染色10 min，移去染色液，加入体积分数为75%的乙醇漂洗，然后加入苏木精复染15 s，PBS漂洗，甘油明胶封固，显微镜下观察拍照。
1.4.6 EGFP报告基因检测实验将3T3-L1细胞按照7 000个/
孔的量接种于96孔板，荧光素报告基因载体及ASO-miR-17-5p，
pri-miR-17-5p以及它们的对照寡核苷酸或载体共转染3T3-L1
细胞，此外用RFP表达载体及pDsRed2-N1载体共转染作为对照，转染48 h后用RIPA 缓冲液(150 mmol/L NaCl，
50 mmol/L Tris-HCl，pH=7.2，1% Triton X-100，0.1% SDS)溶解细胞，使用荧光分光光度计检测EGFP及RFP荧光强度。
1.4.7 蛋白提取及Western blot检测HIF-1α及VEGF蛋白表达水平在细胞转染培养48 h后收集每组细胞，按照说明书使用RIPA裂解液提取总蛋白，BCA法测定蛋白浓度，通过10%SDS-PAGE电泳分离蛋白后转至PVDF膜上，5%脱脂奶粉室温封闭2 h，加入按比例稀释的一抗，4 ℃孵育过夜，次日，移去一抗，加入HRP标记的二抗，室温孵育1 h，加入ECL化学发光液显影，置于凝胶成像系统中采集图像，实验设置3个重复，用Image J对蛋白条带进行定量分析。
1.5 主要观察指标 ①脂肪细胞生长、分化情况；②脂肪分化和血管生成标记物基因的表达；③EGFP荧光表达情况。
1.6 统计学分析采用SPSS 18.0软件进行数据统计分析，计量资料以x±s表示，两组间差异比较使用t 检验，多组间差异比较使用单因素ANOVA方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

肥胖不仅影响美观，往往还会导致一系列脂肪代谢紊乱引起的疾病，包括糖尿病、冠心病、高血压、高血脂等[1-4]，
近年来，越来越多的研究结果表明脂肪组织不仅是能量储存器官，还是多种激素类物质的分泌器官。此外，脂肪细胞的分化与糖及脂肪代谢、机体能量平衡、肥胖症、糖尿病及乳腺癌、白血病等密切相关[21-23]，对脂肪细胞分化的机制进行研究具有重大的意义，然而对miRNA在脂肪细胞中的作用机制研究较少。研究报道，miR-143a-3p通过介导MAPK7的表达调控前脂肪细胞的增殖及分化[24]，miR-499/PRDM16分子轴调控小鼠骨骼肌卫星细胞的脂肪分化[25]，下调miR-146b-3p可抑制衰老过程中低温暴露引起的血管周围脂肪细胞褐变[26]，miR-128-3p通过靶向Pparg和Sertad2调控3T3-L1脂肪生成和脂肪分解[27]，miR-330-5p通过靶向支链转氨酶2负向调控绵羊前体脂肪细胞分化[28]。该研究结果显示，miR-17-5p在成熟的3T3-L1细胞中高表达；此外，使用miR-17-5p抑制剂能够显著抑制脂肪分化及血管生成标记物基因的表达和脂肪细胞的增殖；相反地，使用pri-miR-17-5p模拟物则显著上调脂肪分化及血管生成标记物基因的表达并促进脂肪细胞的增殖。
HIF-1α是一种调节细胞内基因表达的诱导因子，它的调控能力受细胞内氧含量控制，目前其可调控的基因已达60多种[29-30]。据报道，HIF-1α在脂肪的生成及分解中具有重要的作用，如HIF-1α在脂肪干细胞中高表达，抑制HIF-1α表达能够促进脂肪干细胞修复糖尿病小鼠的肾纤维化[31]，HIF-1α能够调节糖酵解的棕色脂肪细胞的生成[32]，在3T3-L1细胞中，轻度缺氧促进HIF-1α表达，从而促进脂肪生成[33-34]。此外，HIF-1α对VEGF表达具有调控作用[35]，C-反应蛋白可通过激活HIF-1α及相关信号通路上调VEGF表达从而促进血管的生成[36]。该研究对miR-17-5p调控脂肪细胞增殖及分化的机制分析，结果表明miR-17-5p通过调控HIF-1α表达进而调控脂肪细胞增殖及分化，通过EGFP荧光报告基因或敲降miR-17-5p验证HIF-1α基因为miR-17-5p靶基因，结果表明：pri-miR-17-5p和pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR共转染的细胞荧光强度显著增加，与ASO-miR-17-5p和pcDNA3/EGFP-HIF-1α-3’UTR共转染的细胞荧光强度显著降低，敲降miR-17-5p后显著抑制3T3-L1细胞的生长、脂肪分化及血管生成。通过回复实验进一步证明miR-17-5p通过HIF-1α调控脂肪细胞的分化及增殖，miR-17-5p抑制剂显著抑制脂肪分化及血管生成标记物基因的表达和脂肪细胞的增殖，而同时过表达HIF-1α则减弱了miR-17-5p抑制剂的作用。
总而言之，过表达或抑制miR-17-5p可通过靶向HIF-1α调控前脂肪细胞的增殖和分化。此外，miR-17-5p影响血管生成相关蛋白VEGF的表达。研究结果揭示了miR-17-5p是脂肪生成的重要调控因子，同时也为miRNA介导脂肪分化(包括前脂肪细胞增殖和分化)提供新的分子证据。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制

Molecular mechanism of miR-17-5p regulation of hypoxia inducible factor-1α mediated adipocyte differentiation and angiogenesis

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