力学刺激调控骨髓间充质细胞向软骨的分化

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2016.45.022

中国组织工程研究 ›› 2016, Vol. 20 ›› Issue (45): 6834-6840.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2016.45.022

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力学刺激调控骨髓间充质细胞向软骨的分化

张晓梅¹，彭旭¹，魏诗航²，施雪旎²，刘艳¹，何学令¹

四川大学，¹实验动物中心，²生命科学学院，四川省成都市 610041

修回日期:2016-08-14 出版日期:2016-11-04 发布日期:2016-11-04
通讯作者: 何学令，博士，副研究员，四川大学实验动物中心，四川省成都市 610041；刘艳，硕士，助理研究员，四川大学实验动物中心，四川省成都市 610041
作者简介:张晓梅，女，1987年生，山东省青岛市人，汉族，2013年四川大学毕业，硕士，助理实验师，主要从事动物实验、细胞生物学实验工作。
基金资助:
国家自然科学基金项目(51573112)；四川省科技厅科技支撑项目(2015SZ0075)

Mechanical regulation of chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells

Zhang Xiao-mei¹, Peng Xu¹, Wei Shi-hang², Shi Xue-ni², Liu Yan¹, He Xue-ling¹

¹Laboratory Animal Center, ²Life Science College, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China

Revised:2016-08-14 Online:2016-11-04 Published:2016-11-04
Contact: He Xue-ling, M.D., Associate researcher, Laboratory Animal Center, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China;Liu Yan, Master, Research assistant, Laboratory Animal Center, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China
About author:Zhang Xiao-mei, Master, Laboratory assistant, Laboratory Animal Center, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 51573112; the Support Project of Sichuan Provincial Department of Science and Technology, No. 2015SZ0075

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
细胞分化：指骨髓基质内含有能分化成为成骨细胞、软骨细胞、脂肪细胞或肌细胞的前体细胞群，是目前备受关注的一类具有多向分化潜能的组织干细胞，在体外特定的诱导条件下可以分化为骨、软骨、脂肪、肌肉等多种组织。该细胞群来源充足，取材方便，增殖能力强，可在体外大规模扩增而不丢失多分化潜能，并且异体移植排斥反应小。越来越多的学者采用骨髓间充质细胞的定向诱导调控进行软骨修复和再生研究。
力学刺激：细胞生长的微环境是由生物化学环境和复杂的生物力学环境共同组成的。近年对生物力学的研究表明，力学信号对于调节干细胞的表型分化十分重要。将力学刺激应用于体外培养的骨髓间充质干细胞的增殖和软骨向诱导分化对于软骨修复和再生具有重要的意义。

摘要
背景：骨髓间充质细胞是组织工程和细胞治疗的理想种子细胞，有研究基于自然的力学传导途径来提高体外骨髓间充质细胞活力，继而进行的体外软骨修复的策略。
目的：分析力学因素是如何影响骨髓间充质细胞的命运和有效地利用力学诱导软骨形成这一策略。
方法：由第一作者应用计算机对CNKI，PubMed，Medline 和Elsevier数据库中1985至2015年的文献进行检索，以“力学作用；骨髓间充质细胞；软骨；mechanical regulation, bone marrow mesenchymal cells；bone marrow mesenchymal stem cells；chondrogenic differentiation；cartilage differentiation ”为关键词，对相关文献进行整理归纳。
结果与结论：总结力学刺激对骨髓间充质细胞软骨向分化的最新研究成果，论述不同力学刺激对骨髓间充质细胞软骨向分化的影响，并归纳骨髓间充质细胞软骨向分化过程中细胞感应力学刺激并转化为生物学信号的机制和信号通路，同时对基于间充质干细胞和机械应力的新生组织的软骨再生和修复策略等重点研究的问题进行了展望。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0002-0094-7099(何学令)

关键词: 干细胞, 分化, 力学刺激, 力学信号, 骨髓间充质干细胞, 软骨修复, 软骨分化, 压应力, 切应力, 微重力, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Bone marrow mesenchymal cells are ideal seed cells for tissue engineering and cell therapy. We are seeking to improve the cartilage repair strategy based on bone marrow mesenchymal cells in vitro by use of natural mechanical transfer pathways.
OBJECTIVE: To analyze the mechanical factors affecting the fate of bone marrow mesenchymal cells and utilize the mechanical strategy to induce chondrogenesis.
METHODS: The first author retrieved the literature in CNKI, PubMed, Medline and Elsevier databases (1985-2015) with the key words of “mechanical regulation, bone marrow mesenchymal cells, bone marrow mesenchymal stem cells, chondrogenic differentiation, cartilage differentiation”.
RESULTS AND CONCLUSION: Herein, we summarize some latest research results on the mechanical stimulus-induced chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells, discuss the effects of different mechanical stimulations on the chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells, as well as summarize the biological mechanism and signal pathways of the cells in response to mechanical stimulations in the process of chondrogenic differentiation. At last, this paper points out the future prospects of the key problems in this field, such as cartilage regeneration and repair strategy based on chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells under mechanical stimulation.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Mechanics, Cartilage, Tissue Engineering

中图分类号:

R318

张晓梅，彭旭，魏诗航，施雪旎，刘艳，何学令. 力学刺激调控骨髓间充质细胞向软骨的分化[J]. 中国组织工程研究, 2016, 20(45): 6834-6840.

Zhang Xiao-mei, Peng Xu, Wei Shi-hang, Shi Xue-ni, Liu Yan, He Xue-ling. Mechanical regulation of chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2016, 20(45): 6834-6840.

图/表（结果） 1

2.1 骨髓间充质干细胞向软骨细胞分化的过程 这是一个多阶段细胞过程，包括细胞的募集、迁移、聚集、浓集以及软骨细胞分化。在这个过程中，细胞形态从扁平伸展状态转变成圆形，细胞间隙开始消失，细胞外基质发生改变以及细胞间的黏附性增加，随之细胞骨架结构发生改变^[2-3](图2)。细胞的浓集过程是细胞与细胞以及细胞和细胞外基质之间的相互作用的过程，这些过程可能涉及引起骨髓间充质干细胞软骨细胞分化的信号通路。在细胞浓集前，软骨前体间质细胞产生的细胞外基质富含透明质酸和Ⅰ型以及Ⅲ型胶原。骨髓间充质干细胞浓集的开始伴随透明质酸酶活性增加和细胞黏附分子的出现，如神经钙黏蛋白，以及神经细胞黏附分子^[4]。这些细胞分子的下游是细胞内激酶，磷酸酶和小G蛋白。骨形成蛋白和其他生长因子通过这些细胞内信号分子来调节细胞信号。据报道，有丝分裂原激活蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase，MAPK)、细胞外信号调节激酶(extracellular signal-regulated kinases 1/2，ERK-1/2)的每一个家族成员能够调节软骨特异性转录增强子Sox9基因的表达，其在间质细胞浓集中表达并能加强Ⅱ型胶原的表达^[5]。细胞浓集后，软骨细胞继续分化和成熟。一旦软骨细胞开始成熟，软骨特异性基因Ⅱ型胶原和蛋白聚糖开始表达，并通过产生细胞外基质蛋白来增强分离细胞。在软骨形成过程中，细胞浓集中产生的细胞-细胞外基质和细胞间黏附相继得到释放。随后，肌动蛋白细胞骨架重新组合，细胞变成球形^[1]。成熟的软骨细胞通过自身调节细胞外基质的生成平衡，分泌基质金属蛋白酶降解细胞外基质形成软骨陷窝，最后分化为肥大软骨细胞，促进X型胶原和基质钙化。最终在软骨内钙化，软骨被骨骼取代^[2]。

2.2 力学刺激在骨髓间充质细胞向软骨分化中的作用 生理状况下，机体组织和器官受到多种生物力学作用，这些力学刺激对细胞、组织的正常发育、成熟以及功能具有重要影响。在离体细胞或组织培养过程中施加力学刺激同样可以影响细胞代谢和功能。根据组织或细胞在正常的生理状况下受到的力学刺激所设计的体外力学加载模型通常分为压应力、切应力、微重力加载。

2.2.1 压应力 Angele等^[3]模拟人体关节内受力情况，采用≥7.58 MPa压应力，每天加载4 h，连续加载2周后即可诱导部分骨髓间充质干细胞向软骨细胞分化。结果说明力学刺激能促进软骨基质的合成，加速骨髓间充质干细胞向软骨分化。刘天一等^[6]对骨髓间充质干细胞采用生长因子培养的同时每天施加100×g离心力2次，30 min/次，间隔12 h，分别于第4和8周进行观察。结果发现，应用力学加载实验组比单纯应用生长因子的实验组形成的细胞材料复合物中具有更高的蛋白聚糖含量。提示力学刺激可以促进骨髓间充质干细胞向软骨细胞成熟。Toyoda等^[4]向琼脂糖凝胶中培养的软骨细胞施加大小为5 MPa的静水压力4 h，其Col2α1和aggrecan的表达增强，然而，在第10-14天时，每天向无支架的软骨细胞施加1 h的10 MPa动态和静水压力，可使其在28 d时产生氨基葡聚糖^[7]。当转化生长因子存在时，施加3-10 MPa、1 Hz动态液压作用接种于支架中的或者是球形培养的人间充质干细胞能增强软骨胞外基质基因的表达^{[3, 8-9]}。Miyanishi等^{[8, 10-11]}检测液体压力和转化生长因子β用量相关性发现，尽管0.1 MPa压应力能增加Sox9基因的表达，但施加10 MPa压应力才能明显上调Col2α1基因的表达^[8]。在无转化生长因子β存在时，液态静压力也可以瞬时上调软骨相关基因的表达。Li等^[12-13]在用藻酸盐培养大鼠间充质干细胞的研究中发现，在最初8 d采用软骨诱导培养基(含转化生长因子β)预培养再施加7 d液态静压力、动态液体压力(13-36 kPa，0.25 Hz)，结果发现能明显增加Col2α1和aggrecan的基因表达以及硫酸化糖胺聚糖的富集。另外，在无外源性转化生长因子β的情况下，液态静压力能增加转化生长因子β1、Smad2/3、p38促分裂原活化蛋白激酶的表达和分泌。当抑制转化生长因子β信号时只能微弱地减少Col2α1基因的表达，而对于aggrecan基因的表达上调却没有作用，这暗示了在调节液态静压力的应答过程中可能还存在着其他信号通路^[13]。

由于组织中高浓度的带负电的蛋白多糖，可以吸收平衡离子，因此生理状态下的关节软骨受到间质渗透压(350-450 mOsm)^[14]。Hopewell等^[15]发现以550 mOsm的渗透压培养48 h能增加软骨细胞硫酸化糖胺聚糖的合成，而以270 mOsm的渗透压培养时，硫酸化糖胺聚糖的合成明显减少。在370 mOsm藻酸盐中培养软骨细胞6 d后，硫酸化糖胺聚糖的富集和硫酸化糖胺聚糖合成最多^[16]。Xu等^[17]也发现，新鲜分离的软骨细胞培养在270 mOsm的藻酸盐中时富集的硫酸化糖胺聚糖较少，而相比于培养在400 mOsm，培养在300 mOsm藻酸盐中增殖的软骨细胞产生了力学性能优异的新组织^[18]。

Tew等^[5]用高渗培养基(550 mOsm对比380 mOsm)处理从人骨关节炎的关节软骨新鲜分离的软骨细胞引起Sox9的mRNA和蛋白水平升高。然而，Col2α1的mRNA水平在高渗条件下降低。同时，相似的研究在马关节软骨细胞上得到证实，即高渗处理对于Sox9 mRNA水平有不同作用^[19]。间充质干细胞的生长和软骨分化也会受培养基渗透压的影响。高渗培养基(485 mOsm)能够减少大鼠间充质干细胞以及人脂肪干细胞的增殖^[20-21]。将含有转化生长因子β的软骨细胞分化培养基的渗透压增加100 mOsm，可以使单层培养的人间充质干细胞在21 d增强Sox9，Col2α1，aggreca基因的表达，同时还能增加肥大软骨细胞标志物Col10和Runx2基因的表达^[22]。

2.2.2 流体剪切应力 流体切应力能够促进间充质干细胞归巢并诱导分化^[1]。Lu等^[23]发现间充质干细胞向成骨或软骨细胞的分化是受流体剪切应力速率的调控。他们将间充质干细胞置于层式流体剪切应力环境中，用0，2，20 min施加从0到10 mN/m²线性增长的力，在10 mN/m²持续20 min(分别标记为速率0-0’，0-2’和0-20’，其中0-0’代表生理性，0-2’和0-20’代表非生理性)。结果显示，在0-0’条件下，间充质干细胞向软骨分化，相反地，0-2’促进间充质干细胞向成骨方向分化，而0-20’均有成骨和软骨形成表型。

Alves等^[24]用培养基灌注的方式模拟体内滑液对流体关节产生的剪切应力。将人骨髓间充质干细胞静态接种于由壳聚糖和丁烯对苯二酸盐己二酸酯以50:50混合构成的纤维支架上。该结构在一种流体灌注式生物反应器系统中用添加了转化生长因子β3的完全培养基培养28 d观察软骨形成。与静态培养的对照组相比，实验组细胞外基质沉积和Ⅱ型胶原产物增加。静态培养的人骨髓间充质干细胞需要更长时间进行分化，细胞外基质的富集较灌注式反应器中也少，并且I型胶原基因的表达也非常不同。说明流体诱导的剪切应力有利于人间充质干细胞向软骨分化。

2.2.3 微重力 细胞的增殖和分化受微重力环境的直接影响。旋转生物反应器或旋转孵箱培育细胞是目前常用的模拟微重力失重状态的主要方式^[25]。将兔骨髓间充质干细胞培养在以12 r/min的速度旋转的培养箱中，结果显示Ⅱ型胶原及蛋白多糖等软骨特异性基质的沉积增加，细胞向软骨分化明显^[26]。刘天一等^[6]以每次30 min，每天加载2次的方式将猪骨髓间充质干细胞培养在离心机中，最终获得了软骨陷窝样结构。霍建忠等^[27]应用微重力旋转培养系统在三维载体壳聚糖上培养兔骨髓间充质干细胞，以20 r/min的转速进行旋转培养，发现旋转培养组中的软骨特异性基质的表达较静置培养组更为丰富，并且旋转培养组的Ⅱ型胶原酶的mRNA的表达明显高于对照组。

Mayer-Wagner等^[25]用一种旋转壁式生物反应器来模拟微重力环境。将人间充质干细胞的球状培养物中加入转化生长因子β3后置于生物反应器中培养3周，番红O染色、免疫组化和实时定量PCR结果显示微重力对人间充质干细胞软骨生成具有重要的影响。

在微重力的环境中培养的骨组织，由于没有足够的机械应力刺激，间充质干细胞向成骨细胞的分化受抑制，并且成骨细胞的增殖能力下降，成熟的成骨细胞数量减少，从而导致骨形成减少。当使用旋转速度低的反应器培养骨髓间充质干细胞时，重力对骨髓间充质干细胞的影响仍存在，向软骨分化的趋势不变^[1]。

2.3 机械应力调控间充质干细胞软骨分化可能的机制 细胞力学信号转导过程是细胞将感受到的胞外力学刺激传导至细胞内，转化为生物化学信息，从而影响细胞内相应的基因和蛋白的表达以及分布，引起体外细胞变化^[28]。许多研究表明，不同细胞组织将外界力学载荷刺激转化为生物化学信号是通过相似的信号传导途径，主要是跨膜整合素将细胞外基质信号转导，引起细胞骨架构象的改变，细胞膜上的力敏感离子通道感受信号之后，引起胞内Ca²⁺浓度增加，触动一系列胞内激酶调节的级联反应，最后将信号传导至细胞核，激活转录因子，网络状调控细胞生理活动^[29]。

2.3.1 整合素调控细胞-细胞外基质的黏附 越来越多的研究表明，细胞感受机械应力的重要机制之一为整合素、细胞骨架等蛋白的形变。接收机械力学信号后，整合素能够识别胞外基质蛋白并传导级联信号，从而调控胞内的应力生物化学反应^[30]。整合素依附于细胞外基质分子，如纤连蛋白、胶原蛋白等。在间充质干细胞凝聚的起始阶段，纤连蛋白在软骨原基的细胞外基质积聚。另一方面，细胞-细胞外基质和细胞间黏附和改变在间充质干细胞聚集引发软骨过程中起着关键作用。因此，整合素在血管内皮细胞，成纤维细胞和软骨细胞的机械响应分子中受到关注。

Takahashi等^[31]发现在应用膨胀力的机械应力应答中，纤连蛋白受体的α5和β1整合素的表达引起腭中缝软骨纤维组织中成纤维细胞增加。同时，对微团进行牵拉刺激后，β1整合素的基因表达立刻上调，而α5整合素变化不明显^[2]。当整合素介导的黏附被GRGDSPK肽抑制后，牵拉刺激引起软骨形成受到抑制，细胞外基质黏附的特异性抗体对α2，α5或β1整合素进行抑制后，软骨形成抑制有所改善^[32]。以上研究表明间充质干细胞向软骨分化过程中整合素响应力学刺激，其对机械调控方式可能是决定干细胞命运的一个关键机制之一。

2.3.2 细胞内信号通路的机械应力响应

RhoA/Rho-激酶信号通路的作用：G蛋白是许多信号传递途径的中心环节，不同的G蛋白偶联其相应的配体后，可以发挥不同的生物学作用。大G蛋白通过脂化修饰作用锚定于细胞膜上，这是细胞接收胞外信号的结构基础^[33]。小G蛋白则主要是通过整合素和细胞骨架的形变发挥对胞外机械信号的传递作用^[34]。RhoA是位于细胞内的一种GTP酶，活化的RhoA激活下游Rho激酶(Rho associated kinase，ROCK)，ROCK磷酸化肌球蛋白轻链和肌球蛋白结合亚单位(Myosin Binding Subunit, MBS)，导致肌球蛋白磷酸酶失活，从而在促进肌动蛋白微丝骨架聚合、调控细胞的形态、黏附和运动等方面发挥了重要作用。戚孟春等^[35]用牵拉应力(4 000 με，0.5 Hz)系统刺激骨髓间充质干细胞后发现，细胞骨架F-actin解聚和重排，并诱发部分细胞发生凋亡。Arnsdorf等^[36]发现流体切应力可以上调体外载玻片上培养的小鼠间充质干细胞C3H/10T1/2中SOX9的表达，说明抑制肌动蛋白细胞骨架的张力可以增加SOX9的表达。同时发现，在ROCKII、肌球蛋白Ⅱ、肌动蛋白聚合受抑制或肌动蛋白稳定情况下，流体切应力诱导的SOX9的上调受到抑制。说明完整动态的细胞骨架对于流体切应力诱导的间充质干细胞的软骨形成是必须的。

McBride等^[37]研究证实，小鼠间充质干细胞应答依赖于细胞接种的密度，细胞分裂导致高密度的细胞中可见SOX9基因表达上调，当施加流体切应力时SOX9基因表达不再上调。

在通过细胞数量分裂倍增导致的高密度的细胞中所观察到的SOX9基因表达的上调可以通过流体切应力的施加而发生逆转，然而在直接以高密度接种的细胞中施加流体力之后SOX9的表达仍是增加的，提示细胞形状的不同可能可以调节细胞对流体切应力的应答。说明细胞骨架在骨髓间充质干细胞的力学信号传导过程中起重要作用。

ERK-1/2信号通路的作用：整合素是跨膜锚定在细胞膜上的，当细胞受机械刺激后，整合素配体在胞外募集并与整合素结合，从而将胞外力学信号传导至细胞内，引起细胞骨架的重新排列以及微丝蛋白的构象发生改变^[38]，进而引发胞内生物学反应。同时，整合素能够通过活化位于细胞膜上的钙离子通道和磷脂酶C介导的IP3，提高胞内的钙离子浓度。另外，整合素能够经由Ras/FAK/SOS等多种通道磷酸化MEK1、ERK1/2，从而激活转录因子Cbfa1(Runx2)和AP-1家族的表达^[39]。

最近有学者提出缝隙连接也参与机械力学刺激细胞的信号传导，并且与MAPKs及ERK1/2共同组成力学信号传递的基本通道。在整合素的控制下，MAPK细胞内信号转导至细胞核。小GTP酶激活后(如RAC，RAS或Cdc42，MAPKKK)，然后MAPKK被激活，随之MAPK，ERK，p38 MAPK及JNK被磷酸化(MAPK，ERK-1/2 软骨形成起负调节作用)。被激活的ERK-1/2通过磷酸化Smad的连接区抑制骨形成蛋白信号通路，调节软骨和骨的形成。Takahashi等^[2]研究发现，对间充质细胞微团培养物进行机械牵拉时能瞬时激活ERK-1/2而不是p38 MAPK或JNK。即使在放线菌抑制蛋白质合成的情况下，ERK-1/2仍然被磷酸化。此外，ERK-1/2基因的表达不受机械刺激影响。以上研究说明机械牵拉能直接激活ERK-1/2通路。当MEK-1和MEK-1/2分别通过PD98059和U0126抑制后，通过机械牵拉引起软骨形成抑制得到改善；在牵拉微团培养物过程中对ERK-1/2磷酸化进行抑制，Ⅱ型胶原蛋白的基因表达和氨基葡聚糖的积累恢复到正常水平。综上所述，ERK-1/2的磷酸化激活能够抑制软骨形成；通过牵张刺激，ERK-1/2通路的活化能够参与机械传感信号通路。

参考文献

[1] 徐百耀,宋关斌.力学刺激诱导骨髓间充质干细胞选择分化的研究进展[J].医用生物力学,2007,22(1):104-108.
[2] Takahashi I, Masuda T, Kohsaka K, et al. Molecular mechanisms of mechanical stress response during chondrogenesis. J Biomech Sci Eng 2009;4(3):307-317.
[3] Angele P, Yoo JU, Smith C, et al. Cyclic hydrostatic pressure enhances the chondrogenic phenotype of human mesenchymal progenitor cells differentiated in vitro. J Orthop Res. 2003;21(3):451-457.
[4] Toyoda T, Seedhom BB, Kirkham J, et al. Upregulation of aggrecan and type II collagen mRNA expression in bovine chondrocytes by the application of hydrostatic pressure. Biorheology. 2003;40(1-3):79-85.
[5] Tew SR, Peffers MJ, McKay TR, et al. Hyperosmolarity regulates SOX9 mRNA posttranscriptionally in human articular chondrocytes. Am J Physiol Cell Physiol. 2009; 297(4):C898-906.
[6] 刘天一,周广东,苗春雷,等.力学刺激影响猪骨髓基质干细胞体外软骨形成的初步研究[J].中华医学杂志,2004, 84(23):1997-2001.
[7] Elder BD, Athanasiou KA. Synergistic and additive effects of hydrostatic pressure and growth factors on tissue formation. PloS One. 2008;3(6):e2341.
[8] Miyanishi K, Trindade MC, Lindsey DP, et al. Effects of hydrostatic pressure and transforming growth factor-beta 3 on adult human mesenchymal stem cell chondrogenesis in vitro. Tissue Eng. 2006;12(6): 1419-1428.
[9] Wagner DR, Lindsey DP, Li KW, et al. Hydrostatic pressure enhances chondrogenic differentiation of human bone marrow stromal cells in osteochondrogenic medium. Ann Biomed Eng. 2008; 36(5):813-820.
[10] Finger AR, Sargent CY, Dulaney KO, et al. Differential effects on messenger ribonucleic acid expression by bone marrow-derived human mesenchymal stem cells seeded in agarose constructs due to ramped and steady applications of cyclic hydrostatic pressure. Tissue Eng. 2007;13(6):1151-1158.
[11] Puetzer J, Williams J, Gillies A, et al. The effects of cyclic hydrostatic pressure on chondrogenesis and viability of human adipose- and bone marrow-derived mesenchymal stem cells in three-dimensional agarose constructs. Tissue Eng Part A. 2013;19(1-2):299-306.
[12] Li J, Zhao Z, Yang J, et al. p38 MAPK mediated in compressive stress-induced chondrogenesis of rat bone marrow MSCs in 3D alginate scaffolds. J Cell Physiol. 2009 221(3):609-617.
[13] Li J, Wang J, Zou Y, et al. The influence of delayed compressive stress on TGF-β1-induced chondrogenic differentiation of rat BMSCs through Smad-dependent and Smad-independent pathways. Biomaterials. 2012; 33(33):8395-8405.
[14] Urban JP, Hall AC, Gehl KA. Regulation of matrix synthesis rates by the ionic and osmotic environment of articular chondrocytes. J Cell Physiol. 1993;154(2): 262-270.
[15] Hopewell B, Urban JP. Adaptation of articular chondrocytes to changes in osmolality. Biorheology. 2003;40(1-3):73-77.
[16] Negoro K, Kobayashi S, Takeno K, et al. Effect of osmolarity on glycosaminoglycan production and cell metabolism of articular chondrocyte under three-dimensional culture system. Clin Exp Rheumatol. 2008;26(4):534-541.
[17] Xu X, Urban JP, Tirlapur UK, et al. Osmolarity effects on bovine articular chondrocytes during three-dimensional culture in alginate beads. Osteoarthritis Cartilage. 2010;18(3):433-439.
[18] Oswald ES, Ahmed HS, Kramer SP, et al. Effects of hypertonic (NaCl) two-dimensional and three-dimensional culture conditions on the properties of cartilage tissue engineered from an expanded mature bovine chondrocyte source. Tissue Eng Part C Methods. 2011;17(11):1041-1049.
[19] Peffers MJ, Milner PI, Tew SR, et al. Regulation of SOX9 in normal and osteoarthritic equine articular chondrocytes by hyperosmotic loading. Osteoarthritis Cartilage. 2010;18(11):1502-1508.
[20] Wuertz K, Godburn K, Neidlinger-Wilke C, et al. Behavior of mesenchymal stem cells in the chemical microenvironment of the intervertebral disc. Spine (Phila Pa 1976). 2008;33(17):1843-1849.
[21] Liang C, Li H, Tao Y, et al. Responses of human adipose-derived mesenchymal stem cells to chemical microenvironment of the intervertebral disc. J Transl Med. 2012;10:49.
[22] Caron MM, van der Windt AE, Emans PJ, et al. Osmolarity determines the in vitro chondrogenic differentiation capacity of progenitor cells via nuclear factor of activated T-cells 5. Bone. 2013;53(1):94-102.
[23] Lu J, Fan Y, Gong X, et al. The Lineage Specification of Mesenchymal Stem Cells Is Directed by the Rate of Fluid Shear Stress. J Cell Physiol. 2016;231(8): 1752-1760.
[24] Alves da Silva ML, Martins A, Costa-Pinto AR, et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan-based scaffolds using a flow-perfusion bioreactor. J Tissue Eng Regen Med. 2011;5(9):722-732.
[25] Mayer-Wagner S, Hammerschmid F, Redeker JI, et al. Simulated microgravity affects chondrogenesis and hypertrophy of human mesenchymal stem cells. Int Orthop. 2014;38(12):2615-2621.
[26] 吕昌伟,胡蕴玉,崔玉明,等.应力环境下三维诱导组织工程种植细胞修复关节软骨缺损[J].中国矫形外科杂志,2004, 12(1):74-76.
[27] 霍建忠,蒋淳,陈峥嵘.应用微重力旋转培养系统构建组织工程软骨的实验研究[J].中国药物与临床,2008,8(10): 766-769.
[28] Hughes-Fulford M. Signal transduction and mechanical stress. Sci STKE. 2004;2004(249):RE12.
[29] 黎润光,邵景范,魏明发.机械牵张应力对成骨细胞的影响研究进展[J].中国矫形外科杂志,2006,14(6):457-460.
[30] 包志强,任明姬,李建福.干细胞应力学效应机制的研究与进展[J].中国组织工程研究与临床康复,2011,15(1): 143-146.
[31] Takahashi I, Onodera K, Sasano Y, et al. Effect of stretching on gene expression of beta1 integrin and focal adhesion kinase and on chondrogenesis through cell-extracellular matrix interactions. Eur J Cell Biol. 2003;82(4):182-192.
[32] Onodera K, Takahashi I, Sasano Y, et al. Stepwise mechanical stretching inhibits chondrogenesis through cell-matrix adhesion mediated by integrins in embryonic rat limb-bud mesenchymal cells. Eur J Cell Biol. 2005;84(1):45-58.
[33] Somlyo AP, Somlyo AV. Signal transduction by G-proteins, rho-kinase and protein phosphatase to smooth muscle and non-muscle myosin II. J Physiol. 2000;522 Pt 2:177-185.
[34] Saha S, Ji L, de Pablo JJ, et al. TGFbeta/Activin/Nodal pathway in inhibition of human embryonic stem cell differentiation by mechanical strain. Biophys J. 2008; 94(10):4123-4133.
[35] 戚孟春,胡静,邹淑娟,等.大鼠骨髓间充质干细胞和颅骨成骨细胞在张应力下细胞骨架的改变[J].华西口腔医学杂志,2005,23(2):110-112.
[36] Arnsdorf EJ, Tummala P, Kwon RY, et al. Mechanically induced osteogenic differentiation--the role of RhoA, ROCKII and cytoskeletal dynamics. J Cell Sci. 2009; 122(Pt 4):546-553.
[37] McBride SH, Knothe Tate ML. Modulation of stem cell shape and fate A: the role of density and seeding protocol on nucleus shape and gene expression. Tissue Eng Part A. 2008;14(9):1561-1572.
[38] Siebers MC, ter Brugge PJ, Walboomers XF, et al. Integrins as linker proteins between osteoblasts and bone replacing materials. A critical review. Biomaterials. 2005;26(2):137-146.
[39] Franceschi RT, Xiao G. Regulation of the osteoblast-specific transcription factor, Runx2: responsiveness to multiple signal transduction pathways. J Cell Biochem. 2003;88(3):446-454.

力学刺激调控骨髓间充质细胞向软骨的分化

Mechanical regulation of chondrogenic differentiation of bone marrow mesenchymal cells

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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.