前列腺素E2调控骨髓间充质干细胞成骨分化最佳浓度及其效应基因

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.14.003

中国组织工程研究 ›› 2014, Vol. 18 ›› Issue (14): 2147-2152.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2014.14.003

• 骨髓干细胞 bone marrow stem cells • 上一篇下一篇

前列腺素E2调控骨髓间充质干细胞成骨分化最佳浓度及其效应基因

李劼若^1，2，邓思远³，侯辉歌^1，2，黄浩^1，2，王欢^1，2，郇松玮^1，2，佘国荣^1，2，罗斯敏^1，2，刘宁^1，2，查振刚^1，2

1暨南大学附属第一医院骨关节外科，广东省广州市 510630；2暨南大学骨科疾病研究所，广东省广州市 510632；3广州市花都区花东镇中心卫生院，广东省广州市 510890

收稿日期:2014-03-16 出版日期:2014-04-02 发布日期:2014-04-02
通讯作者: 查振刚，博士，教授，主任医师，暨南大学附属第一医院骨关节外科，暨南大学骨科疾病研究所，广东省广州市 510632
作者简介:李劼若，男，1982年生，广东省广州市人，汉族，2009年暨南大学毕业，硕士，主治医师，主要从事骨关节疾病基础和临床研究。
基金资助:
广东省医学科学技术研究基金(B2011160)；暨南大学第一临床医学院科研培育专项基金(2013212)

Optimal concentration of prostaglandin E2 for osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells and its effectors

Li Jie-ruo^{1, 2}, Deng Si-yuan³, Hou Hui-ge^{1, 2}, Huang Hao^{1, 2}, Wang Huan^{1, 2}, Huan Song-wei^{1, 2}, She Guo-rong^{1, 2}, Luo Si-min^{1, 2}, Liu Ning^{1, 2}, Zha Zhen-gang^{1, 2}

1Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China; 2Orthopedic Research Institute of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China; 3Health Center of Donghua Town, Guangzhou 510890, Guangdong Province, China

Received:2014-03-16 Online:2014-04-02 Published:2014-04-02
Contact: Zha Zhen-gang, M.D., Professor, Chief physician, Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China; Orthopedic Research Institute of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China
About author:Li Jie-ruo, Master, Attending physician, Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China; Orthopedic Research Institute of Jinan University, Guangzhou 510630, Guangdong Province, China
Supported by:
the Medical Science and Technology Research Fund of Guangdong Province, No. B2011160; the Scientific Research Fund of the First Clinical College of Jinan University, No. 2013212

摘要/Abstract

摘要：

背景：前列腺素E2不仅是参与机体炎症反应的炎性递质，而且在骨组织形成与改建过程中起着非常重要的调节作用，且前列腺素E2在其他干细胞如神经干细胞、胚胎干细胞的增殖分化中，也表现出类似的调节作用。
目的：研究前列腺素E2对骨髓间充质干细胞增殖与骨向分化的影响，检测其促增殖和成骨分化的最佳剂量，筛选出前列腺素E2的效应基因，评价前列腺素E2诱导成骨的作用机制。
方法：提取SD大鼠骨髓间充质干细胞并鉴定，配制10-2，10-3，10-4 ，10-5，10-6 g/L不同质量浓度的前列腺素E2溶液，分别与第3代骨髓间充质干细胞共培养，空白组为含体积分数10%胎牛血清的L-DMEM。MTT比色法及碱性磷酸酶定量检测，筛选出前列腺素E2促骨髓间充质干细胞增殖及成骨分化的最佳剂量。利用基因芯片筛选出最佳成骨诱导浓度前列腺素E2诱导后14 d的骨髓间充质干细胞与未诱导组的差异表达基因。
结果与结论：不同质量浓度前列腺素E2诱导实验数据进行统计学分析后发现前列腺素E2最佳促骨髓间充质干细胞增殖浓度为1×10-4 g/L，前列腺素E2最佳促骨髓间充质干细胞成骨分化浓度为1×10-5 g/L。基因芯片筛选发现Cxcl13、Cd55基因及 PPAR、MAPK信号通路可能与前列腺素E2促骨髓间充质干细胞向成骨分化关系密切。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

全文链接：

关键词: 干细胞, 骨髓干细胞, 前列腺素E2, 骨髓间充质干细胞, 多向分化, 成骨分化, 最佳剂量, 基因芯片

Abstract:

BACKGROUND: Prostaglandin E2 is not only involved in the body’s inflammatory response as an inflammatory mediator, but also plays a very important role in the process of bone formation and remodeling. In addition, prostaglandin E2 also regulates the proliferation and differentiation of other stem cells, such as neural stem cells and embryonic stem cells.
OBJECTIVE: To observe the effects of prostaglandin E2 on proliferation and osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells and to confirm the best concentration of prostaglandin E2, then to screen differentially expressed genes by gene chip technology, and to study the mechanism of prostaglandin E2 in the osteoinductive process of bone marrow mesenchymal stem cells.
METHODS: Bone marrow mesenchymal stem cells were isolated and cultured from Sprague-Dawley rats, and prostaglandin E2 was prepared to different concentrations of solutions: 10-2, 10-3, 10-4, 10-5 and 10-6 g/L. Then, passage 3 cells were cultured in prostaglandin E2 solutions, and low-glucose Dulbecco’s modified Eagle’s medium containing 10% fetal bovine serum. MTT colorimetric assay and quantitative detection of alkaline phosphatase were used to confirm the best concentration of prostaglandin E2 promoting proliferation and osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells. After 14 days, the gene-chip technique was used to detect the differentially expressed genes.
RESULTS AND CONCLUSION: The experimental data were statistically analyzed, we found that the best concentration of prostaglandin E2 for the proliferation of bone marrow mesenchymal stem cells was 1×10-4 g/L, and the best concentration of prostaglandin E2 for the osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells was 1×10-5 g/L. According to the gene chip, Cxcl13, Cd55 gene and PPAR, MAPK signaling pathways might be the key genes and pathways in the osteogenic differentiation process of bone marrow mesenchymal stem cells.

全文链接：

Key words: stem cells, bone marrow, mesenchymal stem cells, prostaglandins E, electrophoresis, microchip

中图分类号:

R394.2

李劼若，邓思远，侯辉歌，黄浩，王欢，郇松玮，佘国荣，罗斯敏，刘宁，查振刚. 前列腺素E2调控骨髓间充质干细胞成骨分化最佳浓度及其效应基因[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(14): 2147-2152.

Li Jie-ruo, Deng Si-yuan, Hou Hui-ge, Huang Hao, Wang Huan, Huan Song-wei, She Guo-rong, Luo Si-min, Liu Ning, Zha Zhen-gang. Optimal concentration of prostaglandin E2 for osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells and its effectors [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(14): 2147-2152.

图/表（结果） 2

2.1 骨髓间充质干细胞形态观察及鉴定

形态观察：骨髓间充质干细胞生长良好，呈旋涡状，见图1A。

生长周期：FACS检测细胞周期提示G₀/G₁期：92.32%，G₂期：2.45%，S期：5.23%，见图1B。

表面抗原测定：流式细胞仪检测细胞表面抗原：CD29表达为92.01%，CD44表达为90.52%，CD34表达为0.36%，CD45表达为0.78%，见图2，符合骨髓间充质干细胞特征。

成骨诱导：P3代骨髓间充质干细胞成骨诱导14，21 d分别作碱性磷酸酶染色及茜素红染色，见图3。

2.2 前列腺素E2促增殖实验采用完全随机的单因素方差分析不同前列腺素E2浓度干预骨髓间充质干细胞增殖后的A值，MTT比色法和碱性磷酸酶试剂盒检测1×10^-⁴ g/L的前列腺素E2组与空白组的比较，差异有显著性意义(P < 0.01)，其他浓度组与空白组之间比较，差异无显著性意义(P > 0.05)，最佳促增殖浓度1×10^-⁴ g/L，见表1。

2.3 前列腺素E2促成骨分化实验采用完全随机的单因素方差分析，比较前列腺素E2不同浓度组干预P3代骨髓间充质干细胞分泌碱性磷酸酶的A值，1×10^-⁵ g/L 前列腺素E2组碱性磷酸酶的A值高于空白组及其他浓度前列腺素E2组(P < 0.05)，其他浓度组与空白组之间比较，差异无显著性意义(P > 0.05)。结果说明前列腺素E2具有促骨髓间充质干细胞成骨分化的作用，其最佳浓度为1×10^-⁵ g/L，见表1。

2.4 前列腺素E2促成骨分化能力评价采用完全随机的单因素方差分析，1×10^-⁵ g/L最佳诱导成骨组、经典成骨诱导组及空白A值分别为0.180 35±0.008、0.204 63±0.011 6、0.180 35±0.008 4，3组之间比较，碱性磷酸酶试剂盒对诱导15 d后骨髓间充质干细胞向成骨细胞分化过程中分泌的碱性磷酸酶进行测定。最佳诱导浓度组和经典组分别与空白组进行比较，差异有显著性意义(P值分别为P=0.000 < 0.01、P=0.000 < 0.01)。

2.5 前列腺素E2促成骨分化中差异表达基因的筛选 Affymetrix公司3’端表达谱(大鼠基因组230 2.0芯片)对前列腺素E2诱导前的骨髓间充质干细胞的cDNA进行检测，结果用Expression Console Version 1.1 图像分析软件对芯片图像进行分析，把图像信号转化为数字信号，以2倍差异显著性为标准，Ratio值≥2为上调基因，Ratio值≤0.5为下调基因。在前列腺素E2组中筛选出差异表达基因68条，其中上调基因21条，下调基因47条。在差异表达基因中找到了一组基因，其中表达上调的有CXCL13、CD55基因等，下调的Cxcl1、Abca4、Gucy1a3、Angptl4、Inpp4b、Id2、Fos、Sema6d基因等(图4)^[20-27]。其中这些基因参与调控的与细胞增殖及成骨分化相关的信号通路包括PPAR、MAPK等。

参考文献

[1] Bu LX, Wang YH , Li NY, et al. Construction of tissue engineering bone with bone marrow stromal cell sheets.Zhonghua Kou Qiang Yi Xue Za Zhi. 2011;46(12): 747-750.
[2] Ma D, Ren L, Liu Y, et al. Engineering scaffold-free bone tissue using bone marrow stromal cell sheets.J Orthop Res. 2010;28(5):697-702.
[3] Lubis AM, Sandhow L, Lubis VK,et al. Isolation and cultivation of mesenchymal stem cells from iliac crest bone marrow for further cartilage defect management.Acta Med Indones. 2011; 43(3):178-184.
[4] Hong D,Che HX, Ge RS, et al. Gen etically Enginee red Mesenchymal Stem Cells: The Ongoing Research for Bone Tissue Engineering.The Anatomical Record. 2010;293(3): 531-537.
[5] 寿培舜,黄寅,苏娟娟,等. 间充质干细胞免疫抑制机制及在疾病中的应用[J]. 细胞生物学杂志,2009,31(1):15-20.
[6] 王建军,樊艳,马爱群,等. 人脂肪间充质干细胞的免疫调节作用[J]. 中国组织工程研究,2012,16(45):8430-8434.
[7] Weinreb M,Suponitzky I,Keila S.Systemic administration of an anabolic dose of PGE2 in young rats increases the osteogenic capacity of bone marrow.Bone.1997;20(6): 521-526.
[8] 王欢,查振刚. 前列腺素E2在骨形成过程中的作用机制[J]. 广东医学,2012,33(11):1683-1685.
[9] Parodi A L. Ethical issue in animal experimentation. Bulletin de l'Académie nationale de médecine.2009;193(8):1737.
[10] Tare RS, Mitchell PD, Kanczler J, et al. Isolation, differentiation, and characterisation of skeletal stem cells from human bone marrow in vitro and in vivo.Methods Mol Biol. 2012; 816:83-99.
[11] Nadri S, Soleimani M, Hosseni RH, et al. An efficient method for isolation of murine bone marrow mesenchymal stem cells. Int J Dev Biol.2007;51(8):723-729.
[12] Guo KT, SchAfer R, Paul A, et al. A new technique for the isolation and surface immobilization of mesenchymal stem cells from whole bone marrow using high-specific DNA aptamers.Stem Cells. 2006;24(10):2220-2231.
[13] Melody Baddoo,Katy Hill,Robin Wilk inson, et al. Characterization of Mesenchymal Stem Cells Isolated From Murine Bone Marrow by Negative Selection.Journal of Cellular Biochemis try. 2003;89(6):1235-1249.
[14] Bhardwaj N, Kundu SC.Chondrogenic differentiation of rat MSCs on porous scaffolds of silk fibroin/chitosan blends. Biomaterials.2012;33(10):2848-2857.
[15] Qian SW, Li X, Zhang YY,et al. Characterization of adipocyte differentiation from human mesenchymal stem cells in bone marrow. BMC Dev Biol.2010;10(1):47.
[16] Pikir BS, Susilowati H, Hendrianto E, et al. Reversin Increase the Plasticity of Bone Marrow-derived Mesenchymal Stem Cell for Generation of Cardiomyocyte in Vitro.Acta Med Indones. 2012;44(1):23-27.
[17] Sargent JM. The use of the MTT assay to study drug resistance in fresh tumour samples.Recent Results Cancer Res.2003;161:13-25.
[18] Orimo H. The mechanism of mineralization and the role of alkaline phosphatase in health and disease.J Nihon Med Sch.2010;77(1):4-12.
[19] Han AJ, Xiong M.Gene chip technology and its advances in medical science.Zhongguo Yi Xue Ke Xue Yuan Xue Bao. 2001;23(5):528-531.
[20] Yoshida K, Oida H, Kobayashi T, et al. Stimulation of bone formation and prevention of bone loss by prostaglandin E EP4 receptor activation. Proc Natl Acad Sci. 2000;99(7):4580- 4585.
[21] Ke HZ, Crawford DT, Qi H, et al. A nonprostanoid EP4 receptor selective prostaglandin E2 agonist restores bone mass and strength in aged, ovariectomized rats. J Bone Miner Res. 2006;21(4):565-575.
[22] Marui A, Hirose K, Maruyama T, et al. Prostaglandin E2 EP4 receptor-selective agonist facilitates sternal healing after harvesting bilateral internal thoracic arteries in diabetic rats. J Thorac Cardiovasc Surg. 2006;131(3):587-593.
[23] Ramirez-Yañez GO, Seymour GJ, Walsh LJ, et al. Prostaglandin E2 enhances alveolar bone formation in the rat mandible. Bone. 2004;35(6):1361-1368.
[24] 权金星,王宝利,郑纺,等. 前列腺素E2调节成骨细胞核因子-κB受体激活物配基和护骨素表达的信号通路研究[J]. 中华医学杂志,2008,88(28):1992-1996.
[25] Norihiko K, Urara H, Nobuyuki M, et al. Nanogel-Based Delivery System Enhances PGE2 Effects on Bone Formation. Journal of Cellular Biochemistry.2007;101(5):1063–1070.
[26] Kaczmarek, MM, Blitek A, Kaminska K, et al. Assessment of VEGF-receptor system expression in the porcine endometrial stromal cells in response to insulin-like growth factor-I, relaxin,oxytocin and prostaglandin E-2. Mol Cell Endocrinol. 2008;291(1-2):33-41.
[27] Benjamin JF, Rebecca LP, Benjamin JG, et al. In vivo prostaglandin E2 treatment alters the bone marrow microenvironment and preferentially expands short-term hematopoietic stem cells. Blood.2009;114(17):4054-4063.
[28] Klein DC, Raisz LG.Prostaglandins: stimulation of bone resorption in tissue culture.Endocrinology.1970;86(6): 1436-1440.
[29] Somayaji SN, Ritchie S, Sahraei M, et al. Staphylococcus aureus induces expression of receptor activator of NF-kappaB ligand and prostaglandin E2 in infected murine osteoblasts.Infect Immun.2008;76(11):5120-5126.
[30] 权金星,王宝利,郑纺,等.前列腺素E2调节大鼠成骨细胞OCIL基因表达的信号通路研究[J].中华内分泌代谢杂志,2011,27(8): 683-686.
[31] 王乐禹,胡晓芳,欧阳钧,等. 前列腺素E2对MC3T3-E1成骨细胞基因表达谱的影响[J]. 中华创伤杂志,2011,27(8):746-751.
[32] Ozyurek A,Leblebicioglu G,Bilgili H,et al.Effects of vascular bundle implantation on autogreft,fresh-frozen allograft,and xenograff incorporation in a rabbit model. Orthopedics. 2008; 31(2):135.
[33] 郑先念,刘金舟,刘洋,等. 前列腺素E2复合同种异体骨治疗实验性骨缺损[J].中国组织工程研究与临床康复,2009,13(41): 8092-8096.
[34] 道书艳,郭葆玉.趋化因子CXCL13及其受体CXCR5研究进展[J].国外医学分子生物学分册, 2003,25(4):200-203.
[35] 王燕,李宝,李玉坤.PPARγ与骨重建研究进展[J].生物医学工程, 2011,28(1):213-216.

引言

由于感染、创伤、肿瘤、病理、先天畸形或骨不连多次植骨内固定失败等因素造成的骨缺损是当前矫形外科、颅面外科及整形外科所面临的重要难题之一，选择最佳的骨移植材料是临床医生必须要考虑的问题，骨组织工程技术用于骨缺损的研究依然是国内外的热门话题^[1-2]。由于骨髓间充质干细胞具有取材方便、量充足、较低的免疫排斥反应等优点^[3]，是目前骨组织工程理想的种子细胞^[4]，而如何将骨髓间充质干细胞诱导分化为所需要的成骨细胞，是骨组织工程研究所亟需解决的问题。骨髓间充质干细胞可产生免疫抑制因子，目前研究较多的包括转化生长因子β、白细胞介素10、前列腺素E2、肝细胞生长因子、吲哚胺2，3-二氧化酶、血红素加氧酶1、一氧化氮合成酶及其产物NO^[5-6]。同时无论是细胞之间的接触还是可溶性因子，它们不仅是骨髓间充质干细胞免疫抑制效应的启动步骤，启动步骤之后的信号通路网络更是影响细胞的增殖分化及免疫调节。前列腺素E2在体内分布广泛，不仅仅是参与机体炎症反应的炎性递质^[7]，而且在骨组织形成与改建过程中起着非常重要的调节作用。此外，前列腺素E2在其他干细胞如神经干细胞、胚胎干细胞的增殖分化中，也表现出类似的调节作用。且前列腺素E2同时是一种强大的促骨合成剂，可刺激成骨细胞合成骨胶原及促进矿化，增加新生骨量。使用前列腺素E2可以解决异体骨残留的抗原性，促进愈合，并可以解决自体骨供量不足的问题^[8]。基于此背景，课题组在体外将SD大鼠骨髓间充质干细胞与前列腺素E2共培养，研究前列腺素E2对骨髓间充质干细胞的最佳成骨诱导浓度，并筛选出可能与前列腺素E2调控成骨分化有关的基因。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
全文链接：

材料方法

设计：不同质量浓度前列腺素E2与骨髓间充质干细胞培养的体外实验。

时间及地点：实验于2013年6至11月在暨南大学附属第一医院中心实验室和暨南大学医学院中心实验室完成。

材料：

实验动物：健康4周龄SD雄性大鼠4只，由广州中山大学实验动物中心提供，动物许可证号：SCXK(粤) 2011-0029。实验过程动物处理符合医学伦理学标准^[9]。

前列腺素E2调控骨髓间充质干细胞成骨化化的主要试剂及仪器：
试剂、仪器	来源
DMEM低糖培养液、胎牛血清(FBS)、0.25%胰蛋白酶(含EDTA)	美国Gibco公司
前列腺素E2高纯度粉末(1 mg)、噻唑蓝(MTT)	美国SIGMA公司
碱性磷酸酶(ALP)试剂盒	南京建成生物工程研究所
Trizol	美国Invitrogen公司
NucleoSpin ^® RNA Clean-up	德国MN公司
基因芯片杂交染色试剂盒、基因芯片扫描仪	美国Affymetrix公司
紫外分光光度计	美国MJ公司
流式细胞仪FACS Aria	美国BD公司

方法：

骨髓间充质干细胞的提取与鉴定：4周龄SD大鼠取双侧股骨及胫骨骨髓，置于完全DMEM培养瓶，于二氧化碳培养箱内培养^[10-11]。24 h首次换液，以后每隔三四天换液1次。在倒置显微镜下每日观察细胞形态及生长情况。细胞传代：待细胞铺满瓶底，37 ℃消化两三分钟，按1∶2或 1∶3传代，以选定的培养基、血清及其适宜浓度进行扩增培养。

骨髓间充质干细胞的鉴定：①用倒置相差显微镜每天观察骨髓间充质干细胞生长、增殖情况及形态特征。②MTT测定法测定生长曲线。用流式细胞仪检测骨髓间充质干细胞细胞周期分析，骨髓间充质干细胞的表面抗原CD29，CD34，CD44，CD45鉴定^[12-13]。③用茜素红染色对骨髓间充质干细胞成骨诱导进行鉴定^[14-16]。

前列腺素E2对大鼠骨髓间充质干细胞增殖、骨向分化的影响：取生长良好的P3代骨髓间充质干细胞接种于96孔板中，共分6组，每组6个复孔。第一组为对照组，仅添加完全培养基，第2-6组为药物组，前列腺素E2的质量浓度分别为10^-²，10^-³，10^-⁴，10^-⁵，10^-⁶ g/L。用MTT法检测促增殖的最佳浓度，用碱性磷酸酶试剂盒检测各组培养14 d后的情况^[17-18]。

前列腺素E2诱导骨髓间充质干细胞骨向分化相关基因的筛选：取大鼠骨髓间充质干细胞，细胞为最佳成骨诱导浓度的前列腺素E2诱导14 d的骨髓间充质干细胞及未经诱导的骨髓间充质干细胞，分别取最佳成骨诱导浓度前列腺素E2诱导后14 d的细胞及未经诱导的骨髓间充质干细胞，Trizol一步法提取细胞中的总RNA，通过异丙醇沉淀法浓缩RNA，并进一步采用NucleoSpin^® RNA Clean-up试剂盒对总RNA进行过柱纯化，最后用分光光度计定量，甲醛变性胶电泳质检。制作基因芯片，芯片杂交，芯片染色扫描^[19]。

主要观察指标：MTT法检测前列腺素E2对骨髓间充质干细胞增殖与骨向分化的影响、检测其促增殖和促成骨分化的最佳剂量、基因芯片筛选前列腺素E2效应基因。

统计学分析：应用SPSS 13.0统计软件进行统计学分析。实验数据采用完全随机单因素方差分析，检验水准以α=0.05，P < 0.05为差异有显著性意义。

全文链接：

讨论

自Klein等^[28]首次证明前列腺素在骨代谢中的作用以来，近年来越来越多的研究表明，前列腺素E2在骨组织形成与改建过程中起着非常重要的调节作用，它既参与骨的生成过程，又参与骨组织的吸收过程，能促进成骨细胞增殖及胶原合成，对RANKL的表达具有调控作用，进而刺激破骨细胞分化，抑制其凋亡，参与了骨吸收。前列腺素E2无论是与EP2还是与EP4受体结合都可以通过增加细胞cAMP水平，激发成骨细胞及骨髓间充质干细胞的核因子κB活化受体配体(receptor activator of nuclear factor-κB ligand，RANKL) mRNA的表达，而与EP1结合后则可降低细胞内cAMP的水平，与EP3结合后细胞内Ca²⁺/IP3水平降低^[29]。前列腺素E2是一种非肽类、小分子物质，合成容易，结构稳定，已证明对骨折、肾衰、骨质疏松症等有较好的治疗效果。骨形成是一个由多种因素调节的复杂而有序的过程，前列腺素E2由机体产生，在全身各器官均发挥广泛作用，其促进骨形成的作用主要通过其受体介导，并与剂量、药物协同等因素相关。权金星等^[30]通过培养大鼠原代成骨细胞和UMR106成骨细胞样细胞，，采用不同浓度的前列腺素E2和不同的信号通路调节剂干预细胞，探讨前列腺素E2对大鼠成骨细胞破骨细胞抑制性凝集素mRNA表达的调节及其信号转导机制。实验结果表明蛋白激酶C抑制剂白屈菜红碱促进前列腺素E2诱导的抑制性凝集素mRNA表达约30%(P < 0.05)。蛋白激酶A、MAPK和Ca²⁺/钙调蛋白信号通路介导了前列腺素E2诱导的大鼠成骨细胞抑制性凝集素基因表达。王乐禹等^[31]通过检测前列腺素E2作用于MC3T3-E1成骨细胞后基因表达谱的改变，探索前列腺素E2促进骨形成作用的分子机制，结合基因芯片结果和Western blot结果，可以推测PGE处理成骨细胞后首先激活核受体基因NR4A2，继而引起NF-κB的活化，最后引起下游基因骨形态发生蛋白7和Id2等的变化从而引起成骨细胞分化，促进骨再生。

近年研究证明，前列腺素E2参与多种干细胞的调控，但前列腺素E2对骨髓间充质干细胞是否也有类似的作用，研究并不充分，国外证明前列腺素E2可以促进骨髓间充质干细胞增殖与分化，但机制不明确，国内无相关报道。一些实验通过体外细胞培养，分析前列腺素E2对骨髓间充质干细胞增殖与分化的影响及其分子机制，检测促增殖和分化的最佳剂量，运用基因芯片技术分析诱导前后基因表达谱的差异，筛选出前列腺素E2的效应基因，采用RQ-PCR定量分析其在诱导中的动态表达，在基因水平阐述前列腺素E2诱导骨髓间充质干细胞成骨的机制^[32]。也有实验证明前列腺素E2可诱导骨髓间充质干细胞骨向分化，通过基因芯片技术可检测出诱导前后的差异基因，这些差异基因及其所调控的信号蛋白或通路可能在成骨过程中起着重要作用^[33]。通过上述实验已证明前列腺素E2可以作用于大鼠骨髓间充质干细胞，并具有良好的促增殖及成骨分化的能力，虽成骨效果不如经典的成骨诱导液明显，但因其本身易合成、价格低廉，因此使用上具有广阔的前景。Cxcl13作为趋化因子的一种，除了上调整合素的表达、活化白细胞、趋化造血前体细胞及调节骨髓造血功能^[34]，还可促进细胞脱颗粒和生物活性物质释放，调控细胞因子及其受体的相互作用，可能在诱导成骨过程中，参与了细胞因子的调节。近年发现PPARγ不仅与糖脂代谢关系密切，而且在骨重建中也发挥着重要作用^[35]。TZDs作为一种PPARγ激动剂广泛用于糖尿病治疗，其降糖外的作用也引起人们关注。促分裂素原活化蛋白激酶链(mitogen-activated protein kinases，MAPK)是真核生物信号传递网络中的重要途径之一，MAPK级联反应包含多个系统，不同之间有很大区别，功能独立，MAPKs信号通路相互协调、相互调控。

实验以SD大鼠骨髓间充质干细胞为对象，通过将前列腺素E2制成不同浓度，干预骨髓间充质干细胞，通过MTT法检测细胞增殖情况，碱性磷酸酶试剂盒检测碱性磷酸酶活性及茜素红染色观察钙化情况，从增殖及成骨两个方面观察前列腺素E2对骨髓间充质干细胞的作用，并确定促增殖及成骨分化的最佳剂量，为下一步的基因检测奠定基础。通过基因芯片技术这筛选前列腺素E2促增殖及成骨分化的效应基因、蛋白及信号通路，并初步探索促增殖及成骨分化的可能机制，并为接下来基因、蛋白及信号通路的验证做好坚实的基础。

前列腺素E2调控骨髓间充质干细胞成骨分化最佳浓度及其效应基因

Optimal concentration of prostaglandin E2 for osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells and its effectors

PDF

可视化

被引次数

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 2

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.