骨髓间充质干细胞Notch1信号通路异常与骨髓瘤骨病

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.14.001

中国组织工程研究 ›› 2014, Vol. 18 ›› Issue (14): 2133-2139.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2014.14.001

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骨髓间充质干细胞Notch1信号通路异常与骨髓瘤骨病

朱红燕¹，王倩²，李亚丽²，葛雪萍²，陈萍²，李炳宗²

1苏州市木渎人民医院肿瘤科，江苏省苏州市 215101；2苏州大学附属第二医院血液科，江苏省苏州市 215004

收稿日期:2014-02-08 出版日期:2014-04-02 发布日期:2014-04-02
通讯作者: 李炳宗，博士，副主任医师，副教授，硕士生导师，苏州大学附属第二医院血液科，江苏省苏州市 215004
作者简介:朱红燕，女，1982年生，江苏省苏州市人，汉族，2009年苏州大学毕业，硕士，主要从事血液肿瘤的基础和临床工作。
基金资助:
国家自然科学基金(81172256)；苏州市应用基础研究项目(SYS201132)；苏州大学附属第二医院博士和归国留学人员基金(SDFEYBS1106)

Effect of Notch1 signaling abnormality on the pathogenesis of myeloma bone disease

Zhu Hong-yan1, Wang Qian², Li Ya-li², Ge Xue-ping², Chen Ping², Li Bing-zong²

1Oncology Department of MuDu Hospital, Suzhou 215101, Jiangsu Province, China; 2Department of Hematology, Second Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215004, Jiangsu Province, China

Received:2014-02-08 Online:2014-04-02 Published:2014-04-02
Contact: Li Bing-zong, M.D., Associate chief physician, Master’s supervisor, Department of Hematology, Second Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215004, Jiangsu Province, China
About author:Zhu Hong-yan, Master, Oncology Department of MuDu Hospital, Suzhou 215101, Jiangsu Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 81172256; the Applied Basic Research Project of Suzhou City, No. SYS201132; the Doctoral and Overseas Scholar Fund of the Second Affiliated Hospital of Soochow University, No. SDFEYBS1106

摘要/Abstract

摘要：

背景：多发性骨髓瘤骨病的发病机制目前尚未完全明确，骨髓间充质干细胞向成骨细胞分化障碍参与其中，而Notch1信号通路在间充质干细胞的增殖分化中起重要作用。
目的：探讨Notch1信号通路在多发性骨髓瘤骨病中的作用。
方法：分离培养多发性骨髓瘤患者和正常人骨髓间充质干细胞，Real-time PCR和Western blot检测成骨诱导分化前后Notch1和成骨基因Runx2的表达，以及Von Kossa染色鉴定钙质沉积程度。在多发性骨髓瘤患者间充质干细胞成骨诱导分化过程中，加入Notch1信号通路抑制剂DAPT和安慰剂，48 h后real-time PCR和western blot鉴定Notch1信号通路下游分子Hes1和成骨指标Runx2表达，2周后Von Kossa染色鉴定钙质沉积程度。
结果与结论：成骨诱导48 h后，间充质干细胞的Notch1表达减低，但是骨髓瘤患者间充质干细胞的降低幅度小于正常对照间充质干细胞；48 h后Runx2的表达在骨髓瘤患者间充质干细胞的表达明显弱于正常对照间充质干细胞；2周后，Von Kossa染色鉴定钙质沉积程度，骨髓瘤患者间充质干细胞明显弱于正常对照间充质干细胞；48 h后Hes1表达在DAPT组明显低于安慰剂组；而Runx2的表达在DAPT组明显高于安慰剂组。2周后 DAPT组钙质沉积明显强于安慰剂组。实验说明多发性骨髓瘤患者的间充质干细胞中，Notch1信号通路失活缺陷可能抑制其向成骨细胞分化。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

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关键词: 干细胞, 骨髓干细胞, 间充质干细胞, Notch1, 分化, 多发性骨髓瘤, 骨髓瘤骨病, 成骨细胞, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: The pathogenesis of multiple myeloma bone disease is far from elucidated. The impaired osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells leads to osteoblast deficiency. Notch1 signaling has a key role in the proliferation and differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells.
OBJECTIVE: To explore the role of Notch1 signaling in the pathogenesis of myeloma bone disease.
METHODS: Bone marrow mesenchymal stem cells from myeloma patients and normal donors were isolated and cultured. The expressions of Notch1 and osteogenic marker Runx2 were detected with real-time PCR and western blot before and after osteogenic induction. Von kossa staining was employed to detect calcium deposition. DAPT, an inhibitor of notch1 signaling, and placebo were added to the osteogenic medium of bone marrow mesenchymal stem cells, respectively. The expression of Hes1, a downstream gene of Notch1 signaling, and Runx2 were tested using real-time PCR and western blot after 48 hours. Von kossa staining was used to detect calcium deposition after 2 weeks.
RESULTS AND CONCLUSION: After cultured in osteogenic medium for 48 hours, Notch1 expression of bone marrow mesenchymal stem cells from myeloma patients decreased, which was not as much as that of bone marrow mesenchymal stem cells from normal donors. This was accompanied by much more decreased expression of Runx2 and calcium deposition in the bone marrow mesenchymal stem cells from myeloma patients compared with those from normal donors. Addition of DAPT inhibited Hes1 and enhanced Runx2 expression after 48 hours, which was accompanied with more calcium deposition in bone marrow mesenchymal stem cells from myeloma patients after 2 weeks. These experimental data above suggest that the deactivation of Notch1 signaling is blocked, which is possibly related to the impaired osteogenic differentiation potential in the bone marrow mesenchymal stem cells from myeloma patients.

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Key words: bone marrow, mesenchymal stem cells, multiple myeloma, osteoblasts, cell proliferation

中图分类号:

R394.2

朱红燕，王倩，李亚丽，葛雪萍，陈萍，李炳宗. 骨髓间充质干细胞Notch1信号通路异常与骨髓瘤骨病[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(14): 2133-2139.

Zhu Hong-yan, Wang Qian, Li Ya-li, Ge Xue-ping, Chen Ping, Li Bing-zong. Effect of Notch1 signaling abnormality on the pathogenesis of myeloma bone disease[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(14): 2133-2139.

图/表（结果） 4

参考文献

[1] Alegre A, Gironella M, Bailén A, et al. Zoledronic acid in the management of bone disease as a consequence of multiple myeloma: a review. Eur J Haematol. 2013 Dec 14.
[2] Giuliani N, Bataille R, Mancini C, et al. Myeloma cells induce imbalance in the osteoprotegerin/osteoprotegerin ligand system in the human bone marrow environment. Blood. 2001; 98(13):3527-3533.
[3] Giuliani N, Morandi F, Tagliaferri S, et al. The proteasome inhibitor bortezomib affects osteoblast differentiation in vitro and in vivo in multiple myeloma patients. Blood. 2007;110(1): 334-338.
[4] Horwitz EM, Le Blanc K, Dominici M, et al. Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2005;7(5):393-395.
[5] Reagan MR, Ghobrial IM. Multiple myeloma mesenchymal stem cells: characterization, origin, and tumor-promoting effects. Clin Cancer Res. 2012;18(2):342-349.
[6] Giuliani N, Mangoni M, Rizzoli V. Osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells in multiple myeloma: identification of potential therapeutic targets. Exp Hematol. 2009;37(8):879-886.
[7] Wharton KA, Yedvobnick B, Finnerty VG, et al. opa: a novel family of transcribed repeats shared by the Notch locus and other developmentally regulated loci in D. melanogaster. Cell. 1985;40(1):55-62.
[8] Xu N, Liu H, Qu F, et al. Hypoxia inhibits the differentiation of mesenchymal stem cells into osteoblasts by activation of Notch signaling. Exp Mol Pathol. 2013;94(1):33-39.
[9] Criteria for the classification of monoclonal gammopathies, multiple myeloma and related disorders: a report of the International Myeloma Working Group. Br J Haematol. 2003; 121(5):749-757.
[10] Chen Z, Orlowski RZ, Wang M, et al. Osteoblastic niche supports the growth of quiescent multiple myeloma cells. Blood. 2014;123(14):2204-2208.
[11] Sezer O. Myeloma bone disease: recent advances in biology, diagnosis, and treatment. Oncologist. 2009;14(3):276-283.
[12] Galson DL, Silbermann R, Roodman GD. Mechanisms of multiple myeloma bone disease. Bonekey Rep. 2012;1:135.
[13] Roodman GD. Osteoblast function in myeloma. Bone. 2011; 48(1):135-140.
[14] Giuliani N, Rizzoli V. Myeloma cells and bone marrow osteoblast interactions: role in the development of osteolytic lesions in multiple myeloma. Leuk Lymphoma. 2007;48(12): 2323-2329.
[15] Zhou F, Meng S, Song H, et al. Dickkopf-1 is a key regulator of myeloma bone disease: opportunities and challenges for therapeutic intervention. Blood Rev. 2013;27(6):261-267.
[16] Kristensen IB, Christensen JH, Lyng MB, et al. Expression of osteoblast and osteoclast regulatory genes in the bone marrow microenvironment in multiple myeloma: only up-regulation of Wnt inhibitors SFRP3 and DKK1 is associated with lytic bone disease. Leuk Lymphoma. 2014; 55(4):911-919.
[17] Tsirakis G, Roussou P, Pappa CA, et al. Increased serum levels of MIP-1alpha correlate with bone disease and angiogenic cytokines in patients with multiple myeloma. Med Oncol. 2014;31(1):778.
[18] Giuliani N, Colla S, Morandi F, et al. Myeloma cells block RUNX2/CBFA1 activity in human bone marrow osteoblast progenitors and inhibit osteoblast formation and differentiation. Blood. 2005;106(7):2472-2483.
[19] Mohty M, Malard F, Mohty B, et al. The effects of bortezomib on bone disease in patients with multiple myeloma. Cancer. 2014;120(5):618-623.
[20] Qiang YW, Heuck CJ, Shaughnessy JD, et al. Proteasome inhibitors and bone disease. Semin Hematol. 2012;49(3): 243-248.
[21] Zangari M, Terpos E, Zhan F, et al. Impact of bortezomib on bone health in myeloma: a review of current evidence. Cancer Treat Rev. 2012;38(8):968-980.
[22] Mukherjee S, Raje N, Schoonmaker JA, et al. Pharmacologic targeting of a stem/progenitor population in vivo is associated with enhanced bone regeneration in mice. J Clin Invest. 2008; 118(2):491-504.
[23] Qiang YW, Hu B, Chen Y, et al. Bortezomib induces osteoblast differentiation via Wnt-independent activation of beta-catenin/TCF signaling. Blood. 2009;113(18):4319-4330.
[24] Tan T, Lu B, Zhang J, et al. Notch1 Signaling Antagonizes Transforming Growth Factor-β Pathway and Induces Apoptosis in Rabbit Trophoblast Stem Cells. Stem Cells Dev. 2014;23(8):813-822.
[25] Mirandola L, Apicella L, Colombo M, et al. Anti-Notch treatment prevents multiple myeloma cells localization to the bone marrow via the chemokine system CXCR4/SDF-1. Leukemia. 2013;27(7):1558-1566.
[26] Guo D, Li C, Teng Q, et al. Notch1 overexpression promotes cell growth and tumor angiogenesis in myeloma. Neoplasma. 2013;60(1):33-40.
[27] Nefedova Y, Cheng P, Alsina M, et al. Involvement of Notch-1 signaling in bone marrow stroma-mediated de novo drug resistance of myeloma and other malignant lymphoid cell lines. Blood. 2004;103(9):3503-3510.
[28] Boopathy AV, Pendergrass KD, Che PL, et al. Oxidative stress-induced Notch1 signaling promotes cardiogenic gene expression in mesenchymal stem cells. Stem Cell Res Ther. 2013;4(2):43.
[29] Hilton MJ, Tu X, Wu X, et al. Notch signaling maintains bone marrow mesenchymal progenitors by suppressing osteoblast differentiation. Nat Med. 2008;14(3):306-314.
[30] Jung SR, Song NJ, Yang DK, et al. Silk proteins stimulate osteoblast differentiation by suppressing the Notch signaling pathway in mesenchymal stem cells. Nutr Res. 2013; 33(2): 162-170.
[31] Schwarzer R, Kaiser M, Acikgoez O, et al. Notch inhibition blocks multiple myeloma cell-induced osteoclast activation. Leukemia. 2008;22(12):2273-2277.

引言

多发性骨髓瘤的病因目前尚未完全明确，电离辐射、慢性抗原刺激、遗传因素、病毒感染等可能与多发性骨髓瘤发病有关。多发性骨髓瘤是浆细胞疾病，大约90%以上的患者在发病初期或者在疾病进展过程中会出现以骨痛和骨折为主要表现的骨髓瘤骨病，增加了治疗难度，造成极大的伤残率^[1]。多发性骨髓瘤骨病的临床特征包括骨质疏松、骨痛、溶骨性破坏和病理性骨折等，其中骨痛最常见，骨髓瘤骨病的发病机制主要是破骨细胞和成骨细胞的不平衡性，即破骨细胞数量和活性增加，而成骨细胞的数量和活性降低^[2-3]。在正常骨的重建过程中，破骨细胞引起的旧骨重吸收与成骨细胞引起的新骨重建维持一动态平衡。破骨细胞为骨吸收的主体细胞，成骨细胞和骨基质也是破骨细胞发挥骨吸收功能的不可缺少因素。多发性骨髓瘤引发的骨质溶解主要与正常骨重塑过程失偶联，骨重吸收增加使细胞外基质释放多种细胞因子又可促进多发性骨髓瘤细胞生长，从而在骨质破坏与多发性骨髓瘤进展之间形成恶性循环。骨髓间充质干细胞是一种具有很强的体外增殖和多向分化潜能干细胞，其中包括向成骨细胞分化^[4]。它不仅能提供骨髓微环境，也是骨髓中成骨细胞前体之一，多项研究发现，多发性骨髓瘤患者骨髓间充质干细胞存在免疫表型和分泌细胞因子异常^[5]，以及向成骨细胞分化的潜能降低^[6]。Notch信号通路是一条进化保守的信号系统，往往决定着细胞的命运^[7]。在调节骨髓间充质干细胞分化的诸多机制中，Notch信号途径已经逐渐引起关注。Notch1是Notch信号通路受体之一，有报道在间充质干细胞向成骨细胞分化过程中起重要作用^[8]。有研究表明Notch信号系统几乎涉及所有细胞的增殖、分化活动，其通过临近细胞间的相互作用来调节与细胞增殖和分化相关的基因转录，从而精确调控各谱系细胞的增殖与分化的基因转录，从而精确调控各谱系细胞的增殖与分化。实验分离和培养多发性骨髓瘤患者的间充质干细胞和正常对照间充质干细胞，检测Notch1在成骨分化过程中的改变，探讨Notch1信号通路在骨髓瘤骨病中的作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
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材料方法

设计：细胞学体外观察实验。

时间及地点：实验于2013年5至10月在苏州大学附属第二医院血液科实验室完成。

对象：纳入3例多发性骨髓瘤患者，男1例，女2例，年龄(58.3±3.5)岁；3例正常对照者，男1例，女2例，年龄(55.5±5.4)岁。均来自苏州大学附属第二医院，两组患者具有可比性，且对实验知情同意并签署知情同意书，实验经苏州大学附属第二医院伦理委员会同意。

多发性骨髓瘤诊断标准：参照国际骨髓瘤工作组^[9]，血清M蛋白< 30 g/L；骨髓中克隆性浆细胞< 0.1或骨髓活检中浆细胞浸润程度很低；无其他B细胞增殖性疾病的证据；无相关的组织、器官损害。

实验仪器与试剂：
试剂与仪器	来源
Ficoll-Paque分离液	Pharmacia公司
DMEM/F12	Invitrogen公司
胎牛血清	Hyclone公司
胰酶、EDTA、10^-⁹ mol/L 地塞米松、10^-⁴ mol/L 维生素C、β-磷酸甘油	Sigma公司
RNase抑制剂、RNAse A、ROX、2×Premix	Takara公司
Trizol、PCR引物	上海生工
青霉素、链霉素	Gibco公司
兔抗Notch1、Runx2、Hes1和β-actin单抗、 HRP标记的羊抗兔IgG抗体	Cell Signaling公司
CO₂培养箱、低温离心机	德国Heraeus
光学显微镜	日本Olympus

方法：

骨髓间充质干细胞的分离和培养：取3例多发性骨髓瘤患者和3例正常对照者骨髓各5 mL，用于制备间充质干细胞，分别标记为骨髓瘤患者间充质干细胞和正常对照间充质干细胞。Ficoll-Paque分离骨髓单个核细胞，培养基为低糖DMEM+体积分数5%胎牛血清+100 U/mL青霉素和 100 mg/L链霉素。置37 ℃，体积分数5%二氧化碳湿度的培养箱，48 h后去除非贴壁细胞，每三四天换液。细胞汇合达80%时用0.125%胰蛋白酶和0.1%EDTA按照1∶3消化传代。取第2代和第3代间充质干细胞进行实验。

骨髓间充质干细胞向成骨细胞分化及Von Kossa染色：骨髓间充质干细胞在含体积分数10%胎牛血清、 10^-⁷ mol/L地塞米松、2×10^-⁴ mol/L抗坏血酸、10 mmol/L β-甘油磷酸钠、100 mg/L青霉素和100 mg/L链霉素培养基中诱导分化。1周后von Kossa染色鉴定，即体积分数10%甲醛固定成骨诱导后的间充质干细胞1 h，去离子水洗净后，加入2%硝酸银溶液，37 ℃避光反应30 min。去离子水洗净后曝光，光镜下观察细胞染色情况。

Real-time PCR检测间充质干细胞上Notch1、Runx2和Hes1的mRNA表达(表1)：Trizol regeant提取间充质干细胞总RNA，将反转录后的cDNA产物，以GAPDH为管家基因，应用嵌入荧光染料SYBR Green Ⅰ进行荧光定量PCR扩增。25 µL扩增体系中含ROX 0.5 µL，2×Premi×12.5 µL，上游和下游引物各1 µL，模板cDNA 1 µL。扩增条件为：95 ℃ 10 s，95 ℃ 5 s，60 ℃ 60 s，40个循环。

Western-blot检测间充质干细胞上Notch1、Runx2和Hes1的蛋白表达：取间充质干细胞蛋白80 µg，以120 g/L SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳，转膜后，50 g/L脱脂奶粉封闭，分别加入兔抗人Notch1、Runx2和Hes1抗体(1∶1 000)孵育过夜，以β-actin为内参(1∶2 000)，加HRP标记羊抗兔IgG(1∶5 000)孵育1 h。洗膜后，用ECL显色系统显示蛋白条带，照相。

Notch1通路抑制剂DAPT对细胞成骨细胞分化的影响：在骨髓瘤患者间充质干细胞向成骨细胞诱导培养基中分别加入DAPT(浓度10 μmol/L)或者安慰剂DMSO，48 h

表1 Notch1、Runx2、Hes1和β-actin的引物

Table 1 Primer sequences of Notch1, Runx2, Hes1 and β-actin

基因	碱基对	序列
Notch1	118	sense:5’-CCT CAA CAT CCC CTA CAA GA-3’ antisense: 5’-CAC GAA GAA CAG AAG CAC AAA-3’
Hes1	218	sense:5’-CCC CTC CTC CTA AAC TCC C-3’ antisense:5’-TAC AAA GGC GCA ATC CAA T-3’
Runx2	289	sense:5’-CCC CAC GAC AAC CGC ACC AT-3’ antisense:5’-CAC TCC GGC CCA CAA ATC-3’
GAPDH	393	sense: 5’-GTC TTC ACC ACC ATG GAG AAG GCT-3’ antisense: 5’-CAT GCC AGT GAG CTT CCC GTT CA-3’

后Real-time PCR和Western blot检测Runx2的表达。

主要观察指标：骨髓瘤患者间充质干细胞和正常对照间充质干细胞成骨诱导前后Notch1的表达情况与成骨分化潜能之间的关系；Notch1通路抑制剂DAPT对Notch1通路和成骨分化潜能的影响。

统计学分析：所有数据采用SPSS 10.0统计软件完成。所得数据以x(_)±s表示，两组间的比较采用t 检验，P < 0.05表示差异有显著性意义。

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讨论

多发性骨髓瘤细胞和骨髓基质细胞相互作用，骨髓机制细胞支持骨髓瘤细胞的生长和增殖^[10]，而骨髓瘤细胞可能作用于骨髓基质细胞生长，导致广泛的融骨性病变，其发生机制包括破骨细胞的激活和成骨细胞的抑制^[11-12]，其中对于成骨细胞的研究近些年逐渐深入。研究发现，多发性骨髓瘤患者血清中可溶性细胞因子，如白细胞介素3、分泌型卷曲相关蛋白2、肿瘤坏死因子、DKK1、巨噬细胞炎性蛋白1α等浓度升高，抑制成骨细胞形成，从而导致骨髓基质细胞向成骨细胞分化的能力减弱^{[6, 13-17]}。Giuliani等^[18]研究发现多发性骨髓瘤细胞通过抑制成骨细胞前体细胞的成骨特异性转录因子Runx2/Cbfa1的活性，抑制成骨细胞的形成和活性，从而参与了骨髓瘤骨病的发生。临床观察发现，蛋白酶体抑制剂硼替佐米治疗后的患者其骨髓基质细胞中成骨细胞的数量和活性明显增强[3, 19-21]。进一步的研究发现，调节转录因子RUNX2/Cbfa1的活性促进间充质干细胞向成骨细胞分化[22]。另有研究发现，硼替佐米可以通过促进β-catenin/TCF信号通路从而诱导间充质干细胞向成骨细胞分化[23]。实验结果也发现，多发性骨髓瘤患者骨髓间充质干细胞在体外经成骨诱导后，其成骨特异性转录因子RUNX2的表达均较正常对照明显降低，von-kossa染色也可见矿化基质沉积也相应减低。综上所述，多发性骨髓瘤患者骨髓间充质干细胞成骨活性减低，参与骨髓瘤骨病的发病与进展。但是对于多发性骨髓瘤患者的间充质干细胞为何向成骨细胞分化的潜能降低的机制研究尚不明确。

Notch受体家族是一组跨膜蛋白，影响发育过程中多种细胞的分化、增殖和凋亡，与一些肿瘤的发生、发展相关，并且控制着多种细胞的增殖和分化，决定着细胞的命运[7, 24]。目前发现，在多发性骨髓瘤细胞中Notch1信号通路激活，可能抑制凋亡，产生耐药等[25-27]，所以Notch1可能作为多发性骨髓瘤治疗的一个靶基因。并有研究发现，Notch1在间充质干细胞的多向分化中发挥重要作用[28]，然而骨髓瘤患者的间充质干细胞是否存在Notch信号通路的改变少见报道。

Notch1可以通过抑制成骨特异性转录因子Runx2的活性从而抑制间充质干细胞向成骨细胞分化[29]。Xu等[8]研究发现，缺氧状态下间充质干细胞向成骨细胞分化潜能减弱，同时伴随有Notch1表达水平和Notch信号通路活性增加，而抑制Notch1活性可以恢复缺氧条件下间充质干细胞的成骨潜能。Jung等[30]证明蚕丝蛋白可以促进基质前体细胞向成骨细胞分化，同时抑制Notch1的表达和Notch下游基因的表达。以上资料说明，Notch信号通路对于维持间充质干细胞的干细胞特性至关重要。实验结果发现，诱导间充质干细胞向成骨细胞分化后，Notch1的表达降低，但是骨髓瘤患者间充质干细胞的Notch1表达下降幅度明显低于正常对照患者，同时骨髓瘤患者间充质干细胞向成骨细胞分化潜能下降，表现为成骨转录因子Runx2表达减弱和钙质沉积减少。并且发现Notch1信号通路抑制剂DAPT可以部分逆转骨髓瘤患者间充质干细胞向成骨细胞分化降低的趋势，进一步证明Notch1信号通路在间充质干细胞向成骨细胞分化中的作用，尤其是在骨髓瘤骨病发病机制中的作用。然而Schwarzer等^[31]发现，Notch1参与骨髓瘤细胞和骨髓微环境中破骨细胞之间的相互作用，促进破骨细胞的形成，但是成骨细胞中Notch1的表达无明显变化。造成此种差异的原因是否因为间充质干细胞或者成骨前体细胞定义的不同尚值得进一步探讨。Notch信号通路与骨髓瘤的发生具有密切的联系，骨髓瘤细胞和骨髓瘤基质细胞表达大量Notch受体和配体，激活Notch信号通路对骨髓瘤的发生和耐药起重要作用，因此，Notch信号通路成为骨髓瘤治疗的候选新靶点。但Notch信号通路功能相当复杂，且可基本避免其他信号的干扰，这一看似简单的核心信号通路，在细胞内存在复杂的修饰调节机制。综上所述，Notch1是间充质干细胞维持其干细胞特性的重要分子，成骨诱导分化过程中其表达减弱，而在骨髓瘤患者间充质干细胞中其活性异常升高，从而导致间充质干细胞向成骨细胞分化的潜能减弱。

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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.