诱导性多能干细胞与心血管疾病

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2016.36.018

中国组织工程研究 ›› 2016, Vol. 20 ›› Issue (36): 5440-5449.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2016.36.018

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诱导性多能干细胞与心血管疾病

詹琪，张静，王晓青，陈晓芳，黄艳

北京航空航天大学生物与医学工程学院，生物力学与力生物学教育部重点实验室，北京市 100191

修回日期:2016-07-29 出版日期:2016-09-02 发布日期:2016-09-02
通讯作者: 黄艳，博士，讲师，硕士生导师，北京航空航天大学生物与医学工程学院，生物力学与力生物学教育部重点实验室，北京市 100191
作者简介:詹琪，女，1991年生，黑龙江省大庆市人，汉族，北京航空航天大学生物与医学工程学院在读硕士，主要从事组织工程基础研究。
基金资助:
国家自然科学基金项目(11302020)

Induced pluripotent stem cells and cardiovascular disease

Zhan Qi, Zhang Jing, Wang Xiao-qing, Chen Xiao-fang, Huang Yan

Key Laboratory for Biomechanics and Mechanobiology of Ministry of Education, School of Biological Science and Medical Engineering, Beihang University, Beijing 100191, China

Revised:2016-07-29 Online:2016-09-02 Published:2016-09-02
Contact: Huang Yan, Ph.D., Lecturer, Master’s supervisor, Key Laboratory for Biomechanics and Mechanobiology of Ministry of Education, School of Biological Science and Medical Engineering, Beihang University, Beijing 100191, China
About author:Zhan Qi, Studying for master’s degree, Key Laboratory for Biomechanics and Mechanobiology of Ministry of Education, School of Biological Science and Medical Engineering, Beihang University, Beijing 100191, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 11302020

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
诱导性多能干细胞源心血管细胞：诱导性多能干细胞是指生物体已经完全分化的体细胞经过基因改造，重新编码，使其成为具有类似胚胎干细胞的多能性细胞，理论上可以向任意细胞分化。心血管细胞包括心肌细胞、内皮细胞、血管平滑肌细胞等，诱导性多能干细胞可以经过一定的诱导方式来实现向这些细胞的分化，并可在心脏病治疗等领域有应用的潜能。
细胞疾病模型：文章中的细胞模型是由诱导性多能干细胞来源的细胞所构建的。例如，某患者带有基因缺陷性疾病，为研究其致病机制便于治疗，可以取其体细胞重编程为可无限增殖的诱导性多能干细胞，再分化为相应体细胞用于研究，并且仍然携带其基因缺陷。

摘要
背景：诱导性多能干细胞具有自我更新和多向分化能力的同时，又避免了胚胎干细胞的免疫排斥、伦理学争议等问题，因此在组织修复领域有着巨大的应用前景。
目的：综述诱导性多能干细胞向心肌细胞、内皮细胞方向的分化以及其在心血管疾病领域的研究进展。
方法：由第一作者检索2000至2015年PubMed 数据库以及中国知网数据库有关诱导性多能干细胞向心肌细胞和内皮细胞方向分化的文献，并进行系统整理、总结和分析，最终保留78篇文献进行分析。
结果与结论：诱导性多能干细胞可以通过多种方法分化为心血管细胞。环孢菌素A、维生素C等因子可促进诱导性多能干细胞向心肌细胞方向分化，血管内皮细胞生长因子、成纤维细胞生长因子等可促进诱导性多能干细胞向内皮细胞方向分化。诱导性多能干细胞源心血管细胞可用于建立体外疾病模型、体内移植、药物筛选等方面。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0002-1616-9156(黄艳)

关键词: 干细胞, 分化, 诱导性多能干细胞, 心肌细胞, 内皮细胞, 血管, 体外疾病模型, 再生医学, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Induced pluripotent stem cells have great prospects in tissue repair, due to the characteristic of self-renewal, multi-directional differentiation, no immunological rejection and ethics controversy.
OBJECTIVE: To summarize the differentiation of induced pluripotent stem cells towards cardiomyocytes and endothelial cells, and their applications in the cardiovascular diseases.
METHODS: The first author performed a data retrieval of PubMed and CNKI databases from 2000 to 2015 to search articles addressing the differentiation of induced pluripotent stem cells towards cardiomyocytes and endothelial cells, and reviewed the literatures systematically. Finally, 78 articles were chosen for further analysis.
RESULTS AND CONCLUSION: Induced pluripotent stem cells can differentiate into cardiovascular cells through a variety of methods. Factors such as cyclosporin A and ascorbic acid C may improve myocardial differentiation of induced pluripotent stem cells, while vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor may improve the endothelial differentiation of induced pluripotent stem cells. Cardiovascular cells derived from induced pluripotent stem cells can be applied to build disease models in vitro, transplantation in vivo and drug screening.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Induced Pluripotent Stem Cells, Myocytes, Cardiac, Endothelial Cells, Cell Differentiation, Tissue Engineering

中图分类号:

R318

詹琪，张静，王晓青，陈晓芳，黄艳. 诱导性多能干细胞与心血管疾病[J]. 中国组织工程研究, 2016, 20(36): 5440-5449.

Zhan Qi, Zhang Jing, Wang Xiao-qing, Chen Xiao-fang, Huang Yan. Induced pluripotent stem cells and cardiovascular disease[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2016, 20(36): 5440-5449.

图/表（结果） 1

2.1 诱导性多能干细胞向心肌细胞方向的分化

2.1.1 诱导性多能干细胞向心肌细胞方向分化的方法 诱导性多能干细胞向心肌细胞方向分化时，通常先诱导形成拟胚体，拟胚体是胚胎干细胞在悬浮培养条件下形成的具有三维结构的细胞团，细胞构成与发育中的胚胎相似，包括内、中、外3种初始胚层，再转到分化培养基进行定向分化^[2-3]。Honda等^[4]将悬浮培养的拟胚体植入凝胶层上，在DMEM/F12中加入体积分数为20%的胎牛血清、L-谷氨酰胺、非必须氨基酸、β-巯基乙醇、青霉素和链霉素，1周后细胞出现了收缩现象。Kawamura等^[5]、Tanaka等^[6]和Dambrot等^[7]也用添加了一些其他因子的DMEM培养基，成功分化出心肌细胞。Mauritz等^[8]则以IMDM为基础，将拟胚体分化为心肌细胞。Burridge等^[9]开发了一种通用的诱导性多能干细胞高效稳定分化为心肌细胞的系统，在拟胚体形成后，将细胞分散培养在V型底的96孔板中，用以1640为基础的分化培养基诱导其分化为心肌细胞。Zwi-Dantsis等^[10]用搅拌式培养系统使诱导性多能干细胞直接形成拟胚体进而分化，细胞依次表达了中胚层标志物、心肌转录因子、心肌细胞结构基因，此法与悬滴法形成的拟胚体基因表达谱系相似，但简化了步骤。

有效的诱导性多能干细胞向心肌方向分化往往需要在培养基中加入一些促进因子，包括环孢菌素A、维生素C、血管内皮生长因子、骨形态发生蛋白4、成纤维细胞生长因子和Wnt通路抑制因子(Dickkopf-1，Dkk1)等。Fujiwara等^[11]研究发现环孢菌素A不仅促进小鼠诱导性多能干细胞向心肌细胞的分化，也能促进心脏祖细胞的形成，在血管内皮细胞生长因子受体2(kinase insert domain receptor，KDR)阳性细胞分化的过程中加入环孢菌素A可以使心肌肌钙蛋白T阳性心肌细胞上升12倍，增强心肌的自发收缩和动作电位，并且在这些肌钙蛋白T阳性细胞中能检测到钙通道和心室离子通道。Cao等^[12]证实了维生素C通过促进心脏祖细胞的增殖，可提高诱导性多能干细胞向心肌细胞的分化效率。Ye等^[13]也证实了血管内皮生长因子能够促进诱导性多能干细胞的心肌向分化。在凝胶层的培养基中，补充谷氨酸盐、硫代甘油、抗坏血酸、维生素C、骨形态发生蛋白4，并在分化的不同时段加入适当的细胞活素类物质如Dkk1、血管内皮生长因子、成纤维细胞生长因子，最终可以得到心肌细胞^[14-17]。Uosaki等^[18]改进了培养方式，使诱导性多能干细胞分散后培养在鼠胚胎成纤维细胞饲养层中并加入成纤维细胞生长因子，诱导分化时换成1640培养基，分时段补充激活素 A、Dkk1等相应因子培养后可观察到心肌基因表达。除了以上的因子，Correia等^[19]发现诱导性多能干细胞在含氧4%的低氧环境比含氧20%的环境中心肌细胞产量高出1 000倍，并且分化速度也较快，在分化第11天即可检测到心肌细胞的特征。

总之，诱导性多能干细胞可以向心肌细胞方向分化，诱导性多能干细胞的质量与心肌向分化的效率有着密切的关系，选择高质量诱导性多能干细胞会带来更好的分化效果^[20]。在诱导性多能干细胞心肌向分化的过程中，适当的基础培养基、适量的细胞活性因子都是决定分化效果的重要因素，各种创新优化的方法也使得分化效率越来越高^[21]。

2.1.2 诱导性多能干细胞源心肌细胞的生理特点 未分化的诱导性多能干细胞具有一些干性基因，分化为心肌细胞后有些干性基因会消失，相应的心肌细胞特异性表达物会出现，例如α-肾上腺素能1A受体及其mRNA在未分化的人诱导性多能干细胞中大量存在，但是分化为心肌细胞后消失^[22]。诱导性多能干细胞源心肌细胞主要的特异性标志物包括α-辅肌动蛋白、肌动蛋白、肌钙蛋白T、肌球蛋白重链6、肌球蛋白轻链2、Nkx2-5、Gata4等^[5^，^17]。搏动的拟胚体细胞也可表达肌钙蛋白I、肌钙蛋白T、α-辅肌动蛋白、整合素43^[10]。

心肌细胞的正常生理收缩功能与电生理特性密切相关，涉及到以钙离子为主的离子通道，钙离子的活动表现出搏动的自律性^[8]。虽然诱导性多能干细胞向心肌细胞方向分化后的细胞表达心肌相关的一些基因，但其成熟性有限并且分化程度多样，有些并不具有完全的成熟生理功能，如对钙火花的检测发现细胞器局部重复的钙火花，意味着细胞分化不够成熟^[23]。因此促进细胞的进一步发育生长也是一个研究重点，研究表明，神经调节蛋白1β和三碘甲腺原氨酸可促进心肌细胞发育成熟^[24-25]。诱导性多能干细胞源心肌细胞能够建立起激素调节通路和功能性离子通道并具有心室表型，可能在不完全重编程的情况下，早期搏动频率很低、成熟时间晚于胚胎干细胞源心肌细胞^[26]，其自发收缩机制是由于钙离子活动引起的，钙离子在肌质网的活动与动作电位相关^[27]。Lee等^[14]得到的诱导性多能干细胞源心肌细胞的α-肌球蛋白重链和Nkx2-5的表达量可与胚胎干细胞源心肌细胞相媲美，但其钙处理能力相对不成熟，并且活动幅度较小。Germanguz等^[28]分析了诱导性多能干细胞源心肌细胞的分子表征和功能特性，表明诱导性多能干细胞源心肌细胞可以表达心脏特异性的基因和蛋白，与成体心肌细胞相比，其搏动频率和力度较弱，对兰尼碱和咖啡因处理的反应不是很强烈，但仍表达肌质网钙离子处理相关蛋白，总体来说其生理特性类似于成体心肌细胞。

诱导性多能干细胞源心肌细胞的肌丝沿着长轴生长，但是阿霉素处理后，肌原纤维序列混乱，这与胚胎干细胞源心肌细胞相同^[15]，但诱导性多能干细胞源心肌细胞具有更高的不稳定性。Burridge等^[9]的分化系统可以提高非病毒、非整合游离基因的成纤维细胞源诱导性多能干细胞心肌向的稳定分化。Földes等^[22]得到的诱导性多能干细胞源心肌细胞没有表达肥厚所需的感受器苯肾上腺素和内皮素1。此外，在诱导性多能干细胞中可以检测到包括α-半乳糖在内的几种多糖的存在，在分化为心肌细胞后N-多糖的结构发生了变化^[29]。

总之，诱导性多能干细胞源心肌细胞虽然表达心肌细胞的特异性基因，大部分的生理特性与胚胎干细胞源心肌细胞相同，但是仍然具有一些不足之处，如重复钙火花、搏动频率低、基因表达缺陷等都表明诱导性多能干细胞源心肌细胞的分化并不完全成熟。经检测，一些诱导性多能干细胞源心肌细胞与心肌细胞或者胚胎干细胞源心肌细胞相比，表型有所不同，这可能与诱导性多能干细胞本身的潜能有关^[30]，也可能与分化方法有关，但其基本功能与特征没有本质上的不同，分化进程与胚胎干细胞基本一致^[31]。

2.2 诱导性多能干细胞向内皮细胞方向的分化

2.2.1 诱导性多能干细胞向内皮细胞方向分化的方法 诱导性多能干细胞分化为内皮细胞的方式有多种，有3D培养拟胚体然后再进行内皮向分化，也有与OP9细胞共培养等方式^[32]。血管内皮生长因子可以诱导悬浮培养的拟胚体为内皮细胞^[33]。也可将拟胚体在人工基底膜形成CD34阳性的内皮祖细胞，再接种在明胶涂层上，用内皮细胞生长培养基2和基础培养基2混合培养，仍可诱导为内皮细胞^[34]。用CD34、神经黏蛋白、KDR筛选的内皮祖细胞也可进一步培养成内皮细胞^[35]。以血管内皮生长因子为主要诱导剂时，适时适量的补充骨形态发生蛋白4、成纤维细胞生长因子等是内皮向分化的常见方法^[36-38]，细胞可直接分化，也可通过中胚层、内皮祖细胞的过渡间接分化^[39-40]。如骨形态发生蛋白4和血管内皮生长因子在无血清培养基中可以诱导生成CD31阳性VE-Cadherin阳性内皮细胞^[32]。另外，血管生成素1能够促进CD41阳性细胞和KDR阳性中胚层前体细胞内皮向分化，它是通过提高Flk-1阳性中胚层前体细胞中Tie2-PI3K-Akt 的活性来促进内皮向分化^[41]。Notch信号抑制剂可能促进诱导性多能干细胞的内皮向分化，在抑制Notch通路时，内皮标志物CD31和血管内皮钙黏蛋白(vascular endothelium cadherin，VE-Cadherin)显著上升^[42]，MicroRNA-21和转化生长因子β2的信号通路可能调控诱导性多能干细胞分化为内皮细胞的过程^[43]。

2.2.2 诱导性多能干细胞源内皮细胞的生理特点 通过免疫组化、Western bloting、RT-PCR等方法可观察到诱导性多能干细胞源内皮细胞的一些生理特征。由诱导性多能干细胞形成的CD34阳性细胞会大量表达中胚层标记(Brachyury (T)、MSX1、IGF2和Runx2)和内皮祖细胞标记(CD34、CD31、KDR和VE-Cadherin)，进一步分化为成熟内皮细胞后，形态发生改变，各标志物如血管性血友病因子、VE-Cadherin、CD31、CD105先后出现并增多^[34]。血管内皮生长因子作为促进因子，具有十分明显的作用，可以使VE-Cadherin和CD31的表达显著上升^[40]。Adams等^[44]发现0-18 d，内皮细胞标志物CD31、KDR和VE-Cadherin的表达都不断上升，在第10天VE-Cadherin阳性/CD31阳性细胞达到峰值。与胚胎干细胞源内皮细胞相比，诱导性多能干细胞源心肌细胞表达出更多的CD54，但是CD106和Flk-1的水平更低些。内皮型一氧化氮合酶也是内皮细胞的一个主要特征，可用于鉴定分化结果^[33]。

2.2.3 诱导性多能干细胞源内皮细胞体外形成血管结构 诱导性多能干细胞体外内皮向分化成熟后，可形成血管结构(图1)。Margariti等^[45]用血管内皮生长因子等因子处理，可以提高VE-Cadherin的表达水平，所形成的内皮细胞具有很好的黏附性和稳定性，在支架上培养可形成典型的管状结构。CD34阳性内皮祖细胞在VEGF-A存在的基质胶上培养能够形成管状结构^[46]；KDR阳性细胞培养在胶原涂层上可生长为成熟的血管细胞，体外三维培养也可以形成血管的网架结构^[47]。Choi等^[36]将诱导性多能干细胞与OP9共培养，经流式细胞术得到了CD31阳性CD43阴性细胞，并将其培养在纤黏连蛋白涂层培养板上，加入成纤维细胞生长因子、血管内皮生长因子等因子，以VE-Cadherin抗体染色做指示剂进行了血管生成实验。Belair等^[48]利用诱导性多能干细胞源内皮细胞进行一系列实验证实其在体外适宜环境中可形成可靠的血管结构模型。除验证了内皮细胞的基本功能，还通过加载剪切力和微流动腔实验使其整齐的排列，在人工基底膜上的2D、3D培养均可形成毛细血管网结构。

总之，诱导性多能干细胞源内皮细胞除具有特异性基因和表达物外，在分化成熟后可在适当条件下形成血管样结构，这也是观察内皮细胞特性的重要指标。血管内皮生长因子信号通路在干细胞内皮向分化的过程中并非必要，但是在内皮细胞的存活方面可能具有重要作用。骨形成蛋白执行Hedgehog信号通路的下游功能，对血管发生具有重要的调控作用，骨形态发生蛋白4可以促进胚胎中胚层发育和内皮祖细胞的形成，通过SMAD1/5信号通路诱导胚胎干细胞转化为KDR阳性细胞^[49]。

2.3 诱导性多能干细胞源心血管细胞的应用

2.3.1 体内移植 心肌细胞和内皮细胞的移植是治疗心脏疾病、血管阻塞的一种有效方式，由诱导性多能干细胞转化的心血管细胞可以为移植提供大量来源，目前快速高效的分化方式仍在研究当中，移植实验已取得了一些成果。诱导性多能干细胞源内皮细胞与内皮祖细胞在体内培养可生长为功能性血管，用于临床治疗^[35]。Flk-1阳性细胞移植后可在体内分化为内皮细胞，将诱导性多能干细胞移植到心脏部位，可以自行分化为内皮细胞并形成新的血管，有效改善梗死缺血症状^[47]。经蛋白质检测和PCR图谱分析可以观察到缺血性微环境可以释放促血管生成和抗凋亡因子，能够促进心血管生成和心肌细胞存活，并且移植细胞数量的不同会引起旁分泌因子的变化^[50]。诱导性多能干细胞源内皮细胞的KDR阳性和KDR阴性两种细胞相比，移植后KDR阳性细胞比KDR阴性细胞具有更好的治愈作用并且更容易形成血管结构^[51]。

在动物的后肢缺血模型疗效方面，诱导性多能干细胞也体现着重要的作用。Suzuki等^[52]将诱导性多能干细胞在96孔板上培养108 h诱导出KDR阳性细胞，将其移植到后肢缺血的小鼠模型体内，观察到缺血组织处的血管生成速度加快，同时血管内皮生长因子的表达水平也上升。诱导性多能干细胞在血管修复以及增殖能力方面与脐血克隆的内皮细胞具有同样的效率^[53]，在体内可组成新的血管并促进后肢缺血模型的血流^[45]。ETS转录因子etv2可使成纤维细胞直接分化为内皮细胞，体内可形成功能成熟的血管，并使后肢缺血症状显著改善^[54]。Kim等^[55]发现将内皮细胞和平滑肌细胞共同悬浮培养后皮下注射到胸腺缺陷的裸鼠体内，能够形成新的血管促进组织修复，而单独移植内皮细胞则不能达到效果。

Templin等^[56]将诱导性多能干细胞改造为碘化钠同向转运转基因的细胞，移植到心肌梗死猪模型体内，免疫组化显示诱导性多能干细胞转化的内皮细胞可以形成血管，跟踪观察15周SPECT/CT成像检测没有发现畸形瘤。诱导性多能干细胞源心肌细胞移植到冠状动脉结扎引起的梗死部位，对病灶处的功能恢复起到有效作用^[24]。在治疗心肌梗死方面，诱导性多能干细胞源心肌细胞和骨髓间充质干细胞源心肌细胞相比可能具有强大的对抗心肌梗死的自分泌和旁分泌机制^[57]。在分化时期加入血管原细胞活素和血管内皮生长因子使血管细胞与心肌细胞一同生长，由此诱导出的心脏组织片可用于体内移植^[58]。移植到梗死的心脏，缺血组织的胰岛素生长因子1受体和血管内皮生长因子释放水平明显上升，心脏功能、心肌梗死面积和血管密度都得到明显改善，其作用受到基因和旁分泌因子的影响^[59]。可用流式细胞技术来检测这种心血管组织心肌细胞和内皮细胞的比例，核磁共振观察移植到体内的情况^[60]。有的心肌细胞组织片直接种植在心肌梗死大鼠模型创伤处，可在体内存活并有效改善心肌梗死症状，这可能是通过影响创伤处的收缩性和血管形成蛋白的旁分泌来改善心肌功能^[61]。

2.3.2 体外疾病模型 遗传病患者的诱导性多能干细胞源心血管细胞往往具有相应症状，以此建立细胞疾病模型是研究致病机制和药物检测的有利手段。遗传性长QT综合征是由多种基因突变共同作用导致的心室异常，临床表现为心悸、晕厥、癫痫、心脏骤停和突然死亡。来自KCNH2基因c.G1681A突变患者的诱导性多能干细胞分化后的心肌细胞模型，可检测出电生理异常并具有显性负转运缺陷，小分子干扰RNA治疗能够缩短细胞的动作电位持续时间^[62]。心肌细胞快速激活的延迟整流钾电流抑制剂 E-4031则能够引起动作电位的显著延长^[31]。来自2型QT间期延长综合征患者的诱导性多能干细胞经分化后，可检测到多处等位基因突变和较多的糖基化现象，内质网有离子通道分布缺陷，经钙蛋白酶抑制剂I处理能够改变这种症状^[63]。SCN5A 基因的不同位点突变都可导致长QT综合征，钠通道关闭时间过长可能是导致持续性钠电流的原因^[64]。

肥厚性心肌病是由于心脏肌节基因突变引起的，具有肌球蛋白重链7基因错义突变的患者诱导性多能干细胞源心肌细胞具有肥厚性心肌病的表型，并显示出钙循环和钙浓度失调^[16]。弗里德赖希共济失调是一种隐性神经退行性疾病，通常与肥厚型心肌病有关，由弗里德赖希共济失调患者的诱导性多能干细胞分化成的神经元和心肌细胞都有线粒体损伤和GAA三碱基扩增的不稳定性^[65]。心律失常性右心室心肌病是由于桥粒蛋白基因突变引起的心肌紊乱，心律失常性右心室心肌病诱导性多能干细胞源心肌细胞中桥粒斑菲素蛋白2的表达量很低，场电位上升时间较长^[66]。糖尿病心肌病患者的基因型不同，则细胞对糖尿病刺激物的反应程度不一样，在葡萄糖和内皮缩血管肽1的糖尿病环境中，会出现肌小节乱序、钙瞬变改变、细胞增大和脂质堆积等现象，这些都反映了疾病细胞的症状^[67]。假肥大型进行性肌营养不良症引起的扩张型心肌病患者的诱导性多能干细胞源心肌细胞，表现出抗肌萎缩蛋白的缺乏，同时伴随着高水平的静态钙、线粒体损伤和细胞凋亡。泊洛沙姆188可以抑制细胞的Casp 3通路的凋亡^[68]。柯萨基病毒B3引起的心肌炎细胞模型可进行抗病毒药物的筛选，并发现干扰素β1可以有效抑制病毒^[69]。这些疾病细胞模型，更加便于病理研究，使得医生对症治疗，研制药物。

2.3.3 体外其他应用 治疗心脏病的药物可能会具有一定的毒性，用于治疗疾病的同时也引起了毒副作用，用待检测药物处理诱导性多能干细胞源心肌细胞能够评估其在体内的毒副作用以及对细胞生理活性的影响，为药物筛选提供依据^[70]。

诱导性多能干细胞源心肌细胞的生理状态会受到药物的很大影响，河豚毒素会引起钠电流的延迟并延缓细胞的收缩；E-4031会引起细胞的早期后去极化现象，从而导致自发收缩率的下降；在冠状动脉扩张药物的作用下，钙瞬变的荧光峰值的变化与细胞的收缩运动一致^[71-72]。10 μmol/L的帽柱碱就可以明显抑制钾电流并延长动作电位从而引起心律失常^[73]。肾上腺素拮抗药物美托洛尔可以一定程度抑制肥厚性心肌病的症状^[74]。钙通道抑制剂可以缩短场电位，钾通道抑制剂却可以延长场电位，一些多通道抑制剂如胺碘达隆等都可延长场电位^[75]。咖啡因的作用会使肌质网钙释放增加，也加速了钙循环。培养环境对细胞的影响也很大，将纤连蛋白涂布在聚二甲硅氧烷制成的微型凹凸条纹基底上，用于细胞贴壁培养，2周可发现细胞排列整齐，肌节纤维明显，钙循环明显加快^[76]。

由于诱导性多能干细胞源心血管细胞的转化效率有限，并不能满足研究需求，在分化和纯化方式上正在不断地发现、创新。以高速录像显微镜观察诱导性多能干细胞源心肌细胞，检测到细胞的运动与场电位存在着线性关系，对于运动动力学的深入理解来说比较新颖，并且利于研究细胞的电生理和机械运动之间的关系^[71]。在弹性微柱阵列上培养诱导性多能干细胞源心肌细胞可用来研究细胞的收缩强度和动力学^[77]。Josowitz等^[78]发现诱导性多能干细胞源心房样心肌细胞通过细菌人工染色体使得心房特异性基因肌脂蛋白的表达以红色荧光显示出来，以流式细胞仪纯化荧光强表达的细胞，证实了肌脂蛋白是监测和分离心房样细胞的标志物，开创了新的纯化方法。Uosaki等^[18]研究发现，CD106可以作为诱导性多能干细胞源心肌细胞的标志物用于纯化心肌细胞，这也是一种新的纯化方式。

参考文献

[1] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 2006;126(4):663-676.
[2] Itskovitz-Eldor J, Schuldiner M, Karsenti D, et al. Differentiation of human embryonic stem cells into embryoid bodies compromising the three embryonic germ layers. Mol Med. 2000;6(2):88-95.
[3] 李晴,刘靖,徐秀琴.人类多能干细胞源心肌细胞的研究进展与应用前景[J].中国细胞生物学学报,2013,35(3): 251-261.
[4] Honda M, Kiyokawa J, Tabo M, et al. Electrophysiological characterization of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells. J Pharmacol Sci. 2011;117(3):149-159.
[5] Kawamura M, Miyagawa S, Miki K, et al. Feasibility, safety, and therapeutic efficacy of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte sheets in a porcine ischemic cardiomyopathy model. Circulation. 2012;126(11 Suppl 1):S29-37.
[6] Tanaka A, Yuasa S, Mearini G, et al. Endothelin-1 induces myofibrillar disarray and contractile vector variability in hypertrophic cardiomyopathy-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. J Am Heart Assoc. 2014;3(6):e001263.
[7] Dambrot C, Braam SR, Tertoolen LG, et al. Serum supplemented culture medium masks hypertrophic phenotypes in human pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. J Cell Mol Med. 2014;18(8):1509-1518.
[8] Mauritz C, Schwanke K, Reppel M, et al. Generation of functional murine cardiac myocytes from induced pluripotent stem cells. Circulation. 2008;118(5): 507-517.
[9] Burridge PW, Thompson S, Millrod MA, et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PLoS One. 2011 8;6(4):e18293.
[10] Zwi-Dantsis L, Mizrahi I, Arbel G, et al. Scalable production of cardiomyocytes derived from c-Myc free induced pluripotent stem cells. Tissue Eng Part A. 2011;17(7-8):1027-1037.
[11] Fujiwara M, Yan P, Otsuji TG, et al. Induction and enhancement of cardiac cell differentiation from mouse and human induced pluripotent stem cells with cyclosporin-A. PLoS One. 2011;6(2):e16734.
[12] Cao N, Liu Z, Chen Z, et al. Ascorbic acid enhances the cardiac differentiation of induced pluripotent stem cells through promoting the proliferation of cardiac progenitor cells. Cell Res. 2012;22(1):219-236.
[13] Ye L, Zhang S, Greder L, et al. Effective cardiac myocyte differentiation of human induced pluripotent stem cells requires VEGF. PLoS One. 2013;8(1): e53764.
[14] Lee YK, Ng KM, Lai WH, et al. Calcium homeostasis in human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes.Stem Cell Rev. 2011;7(4):976-986.
[15] Shinozawa T, Furukawa H, Sato E, et al. A novel purification method of murine embryonic stem cell- and human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes by simple manual dissociation. J Biomol Screen. 2012;17(5):683-691.
[16] Lan F, Lee AS, Liang P, et al. Abnormal calcium handling properties underlie familial hypertrophic cardiomyopathy pathology in patient-specific induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2013;12(1): 101-113.
[17] Shinozawa T, Imahashi K, Sawada H, et al. Determination of appropriate stage of human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes for drug screening and pharmacological evaluation in vitro. J Biomol Screen. 2012;17(9):1192-1203.
[18] Uosaki H, Fukushima H, Takeuchi A, et al. Efficient and scalable purification of cardiomyocytes from human embryonic and induced pluripotent stem cells by VCAM1 surface expression. PLoS One. 2011;6(8): e23657.
[19] Correia C, Serra M, Espinha N, et al. Combining hypoxia and bioreactor hydrodynamics boosts induced pluripotent stem cell differentiation towards cardiomyocytes. Stem Cell Rev. 2014;10(6):786-801.
[20] Ohno Y, Yuasa S, Egashira T, et al. Distinct iPS Cells Show Different Cardiac Differentiation Efficiency. Stem Cells Int. 2013;2013:659739.
[21] Fujita J, Fukuda K. Future prospects for regenerated heart using induced pluripotent stem cells. J Pharmacol Sci. 2014;125(1):1-5.
[22] Földes G, Matsa E, Kriston-Vizi J, et al. Aberrant α-adrenergic hypertrophic response in cardiomyocytes from human induced pluripotent cells. Stem Cell Reports. 2014;3(5):905-914.
[23] Zhang GQ, Wei H, Lu J, et al. Identification and characterization of calcium sparks in cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells. PLoS One. 2013;8(2):e55266.
[24] Iglesias-García O, Baumgartner S, Macrí-Pellizzeri L, et al. Neuregulin-1β induces mature ventricular cardiac differentiation from induced pluripotent stem cells contributing to cardiac tissue repair. Stem Cells Dev. 2015;24(4):484-496.
[25] Yang X, Rodriguez M, Pabon L, et al. Tri-iodo-l-thyronine promotes the maturation of human cardiomyocytes-derived from induced pluripotent stem cells. J Mol Cell Cardiol. 2014;72:296-304.
[26] Kuzmenkin A, Liang H, Xu G, et al. Functional characterization of cardiomyocytes derived from murine induced pluripotent stem cells in vitro. FASEB J. 2009;23(12):4168-4180.
[27] Kim JJ, Yang L, Lin B, et al. Mechanism of automaticity in cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells. J Mol Cell Cardiol. 2015;81: 81-93.
[28] Germanguz I, Sedan O, Zeevi-Levin N, et al. Molecular characterization and functional properties of cardiomyocytes derived from human inducible pluripotent stem cells. J Cell Mol Med. 2011;15(1):38-51.
[29] Kawamura T, Miyagawa S, Fukushima S, et al. N-glycans: phenotypic homology and structural differences between myocardial cells and induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. PLoS One. 2014;9(10):e111064.
[30] Kaichi S, Hasegawa K, Takaya T, et al. Cell line-dependent differentiation of induced pluripotent stem cells into cardiomyocytes in mice. Cardiovasc Res. 2010;88(2):314-323.
[31] Itzhaki I, Maizels L, Huber I, et al. Modelling the long QT syndrome with induced pluripotent stem cells. Nature. 2011;471(7337):225-229.
[32] Tan KS, Tamura K, Lai MI, et al. Molecular pathways governing development of vascular endothelial cells from ES/iPS cells. Stem Cell Rev. 2013;9(5):586-598.
[33] Sivarapatna A, Ghaedi M, Le AV, et al. Arterial specification of endothelial cells derived from human induced pluripotent stem cells in a biomimetic flow bioreactor. Biomaterials. 2015;53:621-633.
[34] Yoo CH, Na HJ, Lee DS, et al. Endothelial progenitor cells from human dental pulp-derived iPS cells as a therapeutic target for ischemic vascular diseases. Biomaterials. 2013;34(33):8149-8160.
[35] Samuel R, Daheron L, Liao S, et al. Generation of functionally competent and durable engineered blood vessels from human induced pluripotent stem cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013;110(31):12774-12779.
[36] Choi KD, Yu J, Smuga-Otto K, et al. Hematopoietic and endothelial differentiation of human induced pluripotent stem cells. Stem Cells. 2009;27(3): 559-567.
[37] Homma K, Sone M, Taura D, et al. Sirt1 plays an important role in mediating greater functionality of human ES/iPS-derived vascular endothelial cells. Atherosclerosis. 2010;212(1):42-47.
[38] White MP, Rufaihah AJ, Liu L, et al. Limited gene expression variation in human embryonic stem cell and induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells. Stem Cells. 2013;31(1):92-103.
[39] Narazaki G, Uosaki H, Teranishi M, et al. Directed and systematic differentiation of cardiovascular cells from mouse induced pluripotent stem cells. Circulation. 2008;118(5):498-506.
[40] Du C, Narayanan K, Leong MF, et al. Induced pluripotent stem cell-derived hepatocytes and endothelial cells in multi-component hydrogel fibers for liver tissue engineering. Biomaterials. 2014;35(23): 6006-6014.
[41] Joo HJ, Kim H, Park SW, et al. Angiopoietin-1 promotes endothelial differentiation from embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells. Blood. 2011;118(8):2094-2104.
[42] Lee JB, Werbowetski-Ogilvie TE, Lee JH, et al. Notch-HES1 signaling axis controls hemato-endothelial fate decisions of human embryonic and induced pluripotent stem cells. Blood. 2013;122(7):1162-1173.
[43] Di Bernardini E, Campagnolo P, Margariti A, et al. Endothelial lineage differentiation from induced pluripotent stem cells is regulated by microRNA-21 and transforming growth factor β2 (TGF-β2) pathways. J Biol Chem. 2014;289(6):3383-3393.
[44] Adams WJ, Zhang Y, Cloutier J, et al. Functional vascular endothelium derived from human induced pluripotent stem cells. Stem Cell Reports. 2013; 1(2):105-113.
[45] Margariti A, Winkler B, Karamariti E, et al. Direct reprogramming of fibroblasts into endothelial cells capable of angiogenesis and reendothelialization in tissue-engineered vessels. Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109(34):13793-13798.
[46] Xu Y, Liu L, Zhang L, et al. Efficient commitment to functional CD34+ progenitor cells from human bone marrow mesenchymal stem-cell-derived induced pluripotent stem cells. PLoS One. 2012;7(4): e34321.
[47] Suzuki H, Shibata R, Kito T, et al. Comparative angiogenic activities of induced pluripotent stem cells derived from young and old mice. PLoS One. 2012; 7(6): e39562.
[48] Belair DG, Whisler JA, Valdez J, et al. Human vascular tissue models formed from human induced pluripotent stem cell derived endothelial cells. Stem Cell Rev. 2015;11(3):511-525.
[49] Zhou Y, Yang F, Chen T, et al. An updated view on the differentiation of stem cells into endothelial cells. Sci China Life Sci. 2014;57(8):763-773.
[50] Gu M, Nguyen PK, Lee AS, et al. Microfluidic single-cell analysis shows that porcine induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells improve myocardial function by paracrine activation. Circ Res. 2012;111(7):882-893.
[51] Mauritz C, Martens A, Rojas SV, et al. Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived Flk-1 progenitor cells engraft, differentiate, and improve heart function in a mouse model of acute myocardial infarction. Eur Heart J. 2011;32(21):2634-2641.
[52] Suzuki H, Shibata R, Kito T, et al. Therapeutic angiogenesis by transplantation of induced pluripotent stem cell-derived Flk-1 positive cells. BMC Cell Biol. 2010;11:72.
[53] Prasain N, Lee MR, Vemula S, et al. Differentiation of human pluripotent stem cells to cells similar to cord-blood endothelial colony-forming cells. Nat Biotechnol. 2014;32(11):1151-1157.
[54] Morita R, Suzuki M, Kasahara H, et al. ETS transcription factor ETV2 directly converts human fibroblasts into functional endothelial cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2015;112(1):160-165.
[55] Kim KL, Song SH, Choi KS, et al. Cooperation of endothelial and smooth muscle cells derived from human induced pluripotent stem cells enhances neovascularization in dermal wounds. Tissue Eng Part A. 2013;19(21-22):2478-2485.
[56] Templin C, Zweigerdt R, Schwanke K, et al. Transplantation and tracking of human-induced pluripotent stem cells in a pig model of myocardial infarction: assessment of cell survival, engraftment, and distribution by hybrid single photon emission computed tomography/computed tomography of sodium iodide symporter transgene expression. Circulation. 2012;126(4):430-439.
[57] Citro L, Naidu S, Hassan F, et al. Comparison of human induced pluripotent stem-cell derived cardiomyocytes with human mesenchymal stem cells following acute myocardial infarction. PLoS One. 2014; 9(12):e116281.
[58] Masumoto H, Ikuno T, Takeda M, et al. Human iPS cell-engineered cardiac tissue sheets with cardiomyocytes and vascular cells for cardiac regeneration. Sci Rep. 2014;4:6716.
[59] Wang Y, Huang W, Liang J, et al. Suicide gene-mediated sequencing ablation revealed the potential therapeutic mechanism of induced pluripotent stem cell-derived cardiovascular cell patch post-myocardial infarction. Antioxid Redox Signal. 2014;21(16):2177-2191.
[60] Carpenter L, Carr C, Yang CT, et al. Efficient differentiation of human induced pluripotent stem cells generates cardiac cells that provide protection following myocardial infarction in the rat. Stem Cells Dev. 2012;21(6):977-986.
[61] Miki K, Uenaka H, Saito A, et al. Bioengineered myocardium derived from induced pluripotent stem cells improves cardiac function and attenuates cardiac remodeling following chronic myocardial infarction in rats. Stem Cells Transl Med. 2012;1(5):430-437.
[62] Matsa E, Dixon JE, Medway C, et al. Allele-specific RNA interference rescues the long-QT syndrome phenotype in human-induced pluripotency stem cell cardiomyocytes. Eur Heart J. 2014;35(16):1078-1087.
[63] Mehta A, Sequiera GL, Ramachandra CJ, et al. Re-trafficking of hERG reverses long QT syndrome 2 phenotype in human iPS-derived cardiomyocytes. Cardiovasc Res. 2014;102(3):497-506.
[64] Fatima A, Kaifeng S, Dittmann S, et al. The disease-specific phenotype in cardiomyocytes derived from induced pluripotent stem cells of two long QT syndrome type 3 patients. PLoS One. 2013;8(12): e83005.
[65] Hick A, Wattenhofer-Donzé M, Chintawar S, et al. Neurons and cardiomyocytes derived from induced pluripotent stem cells as a model for mitochondrial defects in Friedreich's ataxia. Dis Model Mech. 2013 May;6(3):608-621.
[66] Caspi O, Huber I, Gepstein A, et al. Modeling of arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy with human induced pluripotent stem cells. Circ Cardiovasc Genet. 2013;6(6):557-568.
[67] Drawnel FM, Boccardo S, Prummer M, et al. Disease modeling and phenotypic drug screening for diabetic cardiomyopathy using human induced pluripotent stem cells. Cell Rep. 2014;9(3):810-821.
[68] Lin B, Li Y, Han L, et al. Modeling and study of the mechanism of dilated cardiomyopathy using induced pluripotent stem cells derived from individuals with Duchenne muscular dystrophy. Dis Model Mech. 2015; 8(5):457-466.
[69] Sharma A, Marceau C, Hamaguchi I, et al. Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes as an in vitro model for coxsackievirus B3-induced myocarditis and antiviral drug screening platform. Circ Res. 2014;115(6):556-566.
[70] Doherty KR, Talbert DR, Trusk PB, et al. Structural and functional screening in human induced-pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes accurately identifies cardiotoxicity of multiple drug types. Toxicol Appl Pharmacol. 2015;285(1):51-60.
[71] Hayakawa T, Kunihiro T, Ando T, et al. Image-based evaluation of contraction-relaxation kinetics of human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: Correlation and complementarity with extracellular electrophysiology. J Mol Cell Cardiol. 2014;77:178-191.
[72] Nakamura Y, Matsuo J, Miyamoto N, et al. Assessment of testing methods for drug-induced repolarization delay and arrhythmias in an iPS cell-derived cardiomyocyte sheet: multi-site validation study. J Pharmacol Sci. 2014;124(4):494-501.
[73] Lu J, Wei H, Wu J, et al. Evaluation of the cardiotoxicity of mitragynine and its analogues using human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. PLoS One. 2014;9(12):e115648.
[74] Han L, Li Y, Tchao J, et al. Study familial hypertrophic cardiomyopathy using patient-specific induced pluripotent stem cells.Cardiovasc Res. 2014;104(2): 258-269.
[75] Nozaki Y, Honda Y, Tsujimoto S, et al. Availability of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes in assessment of drug potential for QT prolongation. Toxicol Appl Pharmacol. 2014;278(1): 72-77.
[76] Rao C, Prodromakis T, Kolker L, et al. The effect of microgrooved culture substrates on calcium cycling of cardiac myocytes derived from human induced pluripotent stem cells. Biomaterials. 2013;34(10): 2399-2411.
[77] Rodriguez ML, Graham BT, Pabon LM, et al. Measuring the contractile forces of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes with arrays of microposts. J Biomech Eng. 2014;136(5):051005.
[78] Josowitz R, Lu J, Falce C, et al. Identification and purification of human induced pluripotent stem cell-derived atrial-like cardiomyocytes based on sarcolipin expression. PLoS One. 2014;9(7):e101316.

引言

材料方法

1.1 资料来源

1.1.1 检索数据库 美国《医学索引》(Medline)、中国期刊全文数据库。

1.1.2 检索数据库的选择理由 文章涉及的领域有细胞生物学、分子生物学、基础医学等方面，PubMed提供生物医学方面的论文搜寻，数据库来源为MEDLINE，是目前应用比较广泛的生物医学信息检索系统，其提供的资源足以全面概括所涉及的内容，另外，考虑到国内研究者在该领域可能有的建树，因此也通过中国期刊全文数据库进行了检索。

1.1.3 检索途径、检索词及各检索词的逻辑关系

检索途径：主题词检索。

检索词：以“induced pluripotent stem cell，ips，differentiation，cardiomyocytes，endothelial”为英文检索词；以“诱导性多能干细胞，分化，心肌细胞，内皮细胞”为中文检索词。

检索词的逻辑组配：induced pluripotent stem cell AND differentiation；induced pluripotent stem cell AND cardiomyocytes；induced pluripotent stem cell AND endothelial。

检索的时间范围：2000至2015年。

1.2 文献筛选流程和筛选标准

1.2.1 文献的筛选标准 ①有关诱导性多能干细胞向心肌细胞、内皮细胞分化的文献；②有关诱导性多能干细胞源心血管细胞的研究；③具有原创性，数据可靠，结论明确的文献；④内容相近的文章选择时间较近、被引用次数较多的。

1.2.2 文献的筛选标准的制定理由 首先纳入的文章需要契合题目，其次内容需要新颖真实，发表时间较近的文章更具有时效性，引用较多的文章更具有权威性。

1.2.3 排除的文献 ①内容相关性小或内容有重复且时间较早；②逻辑性差，可信度不高的文献。

1.2.4 排除理由 ①与题目无关内容需剔除；②逻辑性差的文章可见其质量不能得到保证。

1.2.5 质量评估 初始检索得文献280篇，按入选标准和排除标准筛选，共纳入78篇文献进行综述。

1.2.6 文献筛选结果的输出形式 文献检索和筛选结果的输出采用文献的引用形式，且保持了格式的一致性，文献的引用形式包括作者、题名、期刊名称、发表年代、卷数(期数)、页码等。经筛选纳入评价的文献提供了全文。

1.2.7 检索偏离的描述、原因及对结果的影响 以主题词检索，难免下载与主题无关的文章，但是广泛的阅读有助于对文章内容的总结归纳，更有利于思路产生。

诱导性多能干细胞与心血管疾病

Induced pluripotent stem cells and cardiovascular disease

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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王梦婷, 古艳萍, 任文博, 覃倩, 白冰怡, 廖远朋. 运动干预功能障碍人群血流限制训练的文献热点可视化分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1264-1269.
[5]	顾霞, 赵敏, 王平义, 李一梅, 李文华. 低氧诱导因子1α与低氧相关疾病信号通路的关系[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1284-1289.
[6]	袁美, 张新新, 郭祎莎, 毕霞. 循环microRNA在血管性认知障碍诊断中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1299-1304.
[7]	刘聪, 刘肃. miR-17-5p调控低氧诱导因子1α介导脂肪细胞分化及血管生成的分子机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1069-1074.
[8]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[9]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[10]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[11]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[12]	赵敏, 冯柳祥, 陈垚, 顾霞, 王平义, 李一梅, 李文华. 低氧环境下外泌体可作为疾病的标志物[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1104-1108.
[13]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[14]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[15]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.