磁性壳聚糖微球固定化乳糖酶及其酶学性质

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2372

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
磁性高分子微球：是指通过适当的方法使有机高分子与无机磁性物质结合起来形成的具有一定磁性及特殊结构的微球，其不但可以通过共聚、表面改性等化学反应方法在微球表面引入多种反应性功能基团，也可通过共价键来结合酶、细胞和抗体等生物活性物质，还可对外加磁场表现出强烈的磁响应性，进行快速运动或分离。
壳聚糖：为甲壳素脱乙酰基的衍生物，属多糖类，是一种生物相容性好、易生物降解、无毒、廉价易得的天然高分子生物材料，易于加工成粉、膜、多孔微球、凝胶、纳米粒子等多种形态。
固定化酶：通过物理或化学方法将酶分子束缚在载体上，使其既保持酶的天然活性并可以重复使用，又为自动化生产管理提供便利的条件。

背景：游离酶在使用过程中存在稳定性差、不能重复使用等问题，可利用磁性高分子微球作为结合酶的载体制备固定化酶，使其既保持酶的天然活性并可以重复使用，又为自动化生产管理提供便利的条件。
目的：采用磁性壳聚糖微球作为结合酶的载体制备出便于回收、可重复使用、酶活及稳定性较高的固定化乳糖酶。
方法：将一定量磁性壳聚糖微球加入磷酸缓冲液中溶胀2 h，用磁铁收集溶胀后的磁性壳聚糖微球，加入到一定浓度的乳糖酶磷酸缓冲液中，置于恒温震荡器中震荡1 h，于4 ℃冰箱中静置，然后用磁铁将微球沉淀，倒出上清液。用缓冲液充分洗涤后得到固定化乳糖酶。并就磁性微球本身的性质(制作微球时戊二醛用量2，4，6，8，10，12，14 mL)、加酶量(0.5，1，1.5，2 g/L)、缓冲液的pH值(6.4，6.8，7.0，7.2)、固定化时间(1，2，5，10，15，20 h)进行实验，以确定最佳固定化条件。
结果与结论：①实验发现用磁性壳聚糖微球固定化乳糖酶的最佳条件为：选择戊二醛用量为10 mL制备的磁性壳聚糖微作为乳糖酶的固定化载体，加酶量取0.3 g/L，pH=7.0，固定化时间为5 h；②与游离酶相比，固定化酶的最适作用温度范围、pH值范围更宽；③乳糖酶在固定化后其结合底物的能力有所增强；④固定化酶反复使用5次后，酶活仍保持了65%；⑤乳糖酶被固定化后，其贮存稳定性也有所提高。

https://orcid.org/0000-0002-9443-4744 (李黎)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

关键词: 材料, 磁性微球, 高分子微球, 生物材料, 壳聚糖, 固定化酶, 磁响应, 乳糖酶

Abstract: BACKGROUND: The free enzyme has the problems of poor stability and inability to be reused during application. Using magnetic polymer microspheres as the carrier of the binding enzyme to prepare immobilized enzyme can maintain the natural activity of the enzyme, and can be reused, but also provide convenient conditions for automatic production management.
OBJECTIVE: Magnetic chitosan microspheres as carrier of binding enzyme were used to prepare the immobilized lactase, which is easy to recycle, can be reused, and has high enzyme activity and stability.
METHODS: By inputting a certain amount of magnetic chitosan microspheres into the phosphoric acid buffer for swelling for 2 hours, the swelling magnetic chitosan microspheres were collected with a magnet and added to a certain concentration of lactase phosphate buffer. They were shocked in a constant temperature shaker for 1 hour and preserved in refrigerator at 4 °C. The microspheres were precipitated with a magnet to pour out the supernatant. After full washing with buffer solution, the immobilized lactase was obtained. The properties of the magnetic microspheres (the amount of glutaraldehyde used in the preparation of microspheres was 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14 mL), the amount of enzymes (0.5, 1, 1.5, 2 g/L) added, the pH (6.4, 6.8, 7.0, 7.2) of the buffer, and the immobilization time (1, 2, 5, 10, 15, 20 hours) were tested to determine the optimal immobilization conditions.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) The optimum conditions for immobilized lactose with magnetic chitosan microspheres were as follows: magnetic chitosan microspheres prepared with 10 mL of glutaraldehyde were selected as the immobilized carrier of lactase. The amount of enzyme added was 0.3 g/L, pH 7.0 and the immobilization time was 5 hours. (2) Compared with the free enzyme, immobilized lactase showed a wider range of reaction temperature and pH value. (3) The ability of immobilized enzyme binding substrate was enhanced. (4) After repeated use of the immobilized enzyme five times, the enzyme activity remained 65%. (5) The storage stability of lactase was also improved after immobilization.

Key words: material, magnetic microsphere, polymer microsphere, biomaterials, chitosan, immobilized enzyme, magnetic response, , lactase

中图分类号:

李黎, 马力. 磁性壳聚糖微球固定化乳糖酶及其酶学性质[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 576-581.

Li Li, Ma Li. Immobilization of lactase on magnetic chitosan microspheres and its effect on enzymatic properties[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(4): 576-581.

图/表（结果） 12

2.1 磁性壳聚糖微球的形态扫描电镜显示，壳聚糖与Fe3O4纳米粒子形成的复合微粒呈球状，纳米粒子被包裹在微球内，为核壳结构，微球表面较平滑，单分散性好；微球粒径介于1-15 μm之间，该粒径利于微球在反应体系中分散和磁分离，见图2。

2.2 加酶量对酶固定化的影响平行称取5份50 mg磁性壳聚糖微球，分别加入不同质量浓度的酶液5 mL进行固定，测试固定化酶的活力，计算固定化酶活力回收率及相对活力。
由图3可以看出，固定化酶活力随着加酶量的增加而增加，但酶的活力回收率却随加酶量的增大而减少。这是因为载体承载乳糖酶的能力有一定限度，当酶的质量浓度明显超过载酶量时载体被饱和。故加酶量不是越大越好，为适应工业化生产需要需兼顾固定酶的相对活力和活力回收率，当加酶量为0.3 g/L时酶的活力回收率达20%左右，相对活力为60%。考虑活力回收率不高，可将未固定的酶加入下一次固定化过程中。

2.3 不同戊二醛用量制备磁性壳聚糖微球对酶固定化的影响如图4所示，随着制备磁性壳聚糖微球时戊二醛用量的增加，固定化酶的相对活力不断增加，当达到一定值以后略有减小。分析原因可能是当戊二醛用量较低时载体机械强度较差，酶在固定化后仍容易脱落；而当戊二醛用量过高时，除了过量的戊二醛自身发生羟醛缩合固化成不规则物附在产物表面，影响微球的表面孔结构，使得酶不易被固定外，酶与载体上过多的醛基反应也会引起酶的构象改变，降低酶活性。因此，选择戊二醛用量为10 mL制备的磁性壳聚糖微球作为乳糖酶的固定化载体。

2.4 固定化pH值的确定由于游离乳糖酶的最适合pH值为6.8左右，因此考虑在pH=6.4，6.8，7.0，7.2条件下固定化乳糖酶，测得固定化乳糖酶的相对活力如图5。乳糖酶通过静电吸附固定在磁性壳聚糖微球表面，溶液酸碱度的变化会影响微球表面活性基团的电性，同时也会影响乳糖酶所带的电荷，从而影响乳糖酶在磁性壳聚糖微球表面的吸附。在固定化过程中，酶与载体的多位点结合使固定化酶的构象更加稳定，降低了外部溶液对固定化酶分子结构的影响。由图5可知，当pH=7.0时固定化酶的相对活力最大。

2.5 固定化时间对酶固定化的影响平行取6份50 mg 磁性壳聚糖微球，各加入5 mL质量浓度为0.3 g/L的乳糖酶磷酸盐缓冲液(pH=7.0)，在恒温震荡器中震荡1 h后，分别于 4 ℃静置1，2，5，10，15，20 h 进行固定化，测试并固定化酶的活力，计算相对活力。
由图6可以看出，延长固定化时间固定化酶活力升高，但到5 h后趋于稳定，故确定固定化时间为5 h。

2.6 固定化酶和游离酶的酶学性质酶固定化以后，酶的催化功能也由原先的均相体系反应变为固相-液相不均相体系反应，从而引起酶的性质变化。
2.6.1 固定化酶和游离酶的最适作用pH值在室温下分别将一定量固定化乳糖酶和游离乳糖酶置于用不同pH值(4.4，5.2，6.0，6.4，6.8，7.2，8.0)缓冲液配制的底物中，于 39 ℃反应10 min后加入2 mL Na2CO3(1 mol/L)灭活，测定A420，计算相对酶活力，结果如图7所示。
由图7可知，游离酶的最适作用pH值在7.0左右，固定化酶的最适作用pH值为6.8。pH值对酶促反应的影响十分复杂，酶蛋白分子上带有很多酸性、碱性氨基酸残基，pH值的变化直接影响到这些残基侧链基团的解离状态。侧链基团的不同解离状态可能直接影响底物的结合和进一步的催化反应，也可能影响到酶的空间结构，从而影响到酶的活性。在实验的整个pH值范围内，固定化酶的相对活力高于游离酶的相对活力。这是由于酶经过固定化后在酶的周围形成一个对酶蛋白起到保护作用的微环境，减弱了因溶液改变而对酶蛋白构像和活性基团的破坏作用，使得固定化乳糖酶有一个更宽的pH值范围[19]。
其他研究也表明固定化酶具有较好的pH值稳定性，相对于游离酶具有更宽的pH值适用范围[20]。壳聚糖上含有大量的氨基和羟基，使其在碱性溶液中具有一定的缓冲作用，减弱外部溶液对酶蛋白和活性基团的破坏作用在最适pH值范围内。也可能是因为酶的固定化过程中与载体的多位点结合使得固定化酶分子的构象更加稳定，减弱了因外部溶液变化对酶分子构象的影响[21]。

2.6.2 固定化酶和游离酶的最适作用温度在不同温度(25，35，40，45，50，55 ℃)下分别对游离酶和固定酶活力进行测定，计算相对酶活力，结果如图8所示。
一方面，随着温度升高活化分子数增多，酶反应速度加快；另一方面，随着温度升高酶蛋白逐渐变性失活。低温也会使酶活性降低，但酶不被破坏，当温度回升时酶的催化活性又随之恢复。由图8可知，游离酶的最佳催化温度为40 ℃，固定化酶最佳催化温度为45 ℃，比游离酶提高了5 ℃，说明固定化后的乳糖酶温度耐受性有所提高。
也有研究表明固定化后的乳糖酶热稳定性提高，可以适应相对较高的温度[19]。固定化酶热稳定性提高是因为固定化后酶与载体之间相互作用，使得酶分子结构刚性增强，使其抗拒热变性作用的能力提高，因此固定化乳糖酶具有更好的热稳定性。也可能是因为固定化后酶分子之间及酶与载体之间的相互作用使得酶分子结构刚性增强，因而抗拒热变性作用能力增加所致，游离酶由于缺乏这些作用力，较容易因为去折叠而变性[22]。
2.6.3 米氏常数Km的测定采用赖-布二氏法测定酶的表观动力学常数Km。

将米氏方程

的形式适当改变，得：

这个公式相当于y=ax+b，是一个直线方程式，其斜率为Km/Vm，截距为1/Vm，直线与1/S轴的交点等于-1/Km。通过测出不同浓度反应底物下酶的活性，再以底物浓度的倒数(1/S)为横坐标，以反应速度倒数(1/Vm)为纵坐标进行线性拟合。由相应线性方程中的截距和斜率求出米氏常数Km和最大反应速率Vmax，见图9。游离酶与固定化酶的Km和Vmax值检测结果见表2，3。
计算得出：游离酶Km=3.06×10-5 mol/L，固定化酶Km=1.40×10-5 mol/L。Km是使反应系统中有一半的酶分子处于被底物饱和状态时所必须具有的底物浓度。通过比较，经磁性壳聚糖微球固定化后的乳糖酶的米氏常数比游离酶下降，说明乳糖酶在固定化后其结合底物的能力有所增强。这可能是由于壳聚糖的静电效应使壳聚糖微球对附近底物的吸附力增强，从而使固定化酶周围的底物浓度要比溶液中高，导致底物与酶的结合能力增强，反应速率加快。这样对固定化酶在实际生产上的应用是十分有利的，可以使物质的转化反应更为充分和完全。

2.6.4 固定化酶的重复使用稳定性将50 mg固定化酶在相同条件下连续反应5次，每次反应后分别测定酶活力，结果如图10所示，固定化酶反复使用5次后酶活仍保持了65%。

2.6.5 固定化酶的贮存稳定性将固定化酶和液体酶置于4 ℃冰箱保存，分别于一定时间取出测其酶活力。由图11可以看出，乳糖酶被固定化后其贮存稳定性有所提高，放置30 d后固定化酶的相对酶活力仍能达到60%以上，而液体酶的相对酶活力则下降至30%左右。

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引言

β-半乳糖苷酶的全名为β-D-半乳糖苷半乳糖水解酶(β-D-galactoside galcagal-cato-hydrolase，EC.3.2.1.23)，常简称为乳糖酶，是一种无味、无嗅且不存在安全性问题的生物酶制剂，广泛存在于各种动物、植物及微生物中[1]。在全球范围内70%的成人缺乏肠道乳糖酶，这是消化乳糖所必需的酶[2]。对此酶的最初应用是利用其水解乳糖的性质来降低乳制品的乳糖含量。随着生物技术的发展，获取了具有一定优良特性、酶活性高的β-半乳糖苷酶，并对编码此酶的基因结构有了相当了解，探讨了其反应作用机制，使得β-半乳糖苷酶不仅在食品工业中的用途越来越广泛，而且在生物技术领域如基因工程、酶工程、蛋白质工程方面也发挥着重要作用，被广泛应用于化学、医药等领域。
游离乳糖酶在使用过程中存在稳定性差、不能重复使用等问题，可通过物理或化学方法将酶分子束缚在载体上，使其既保持酶的天然活性并可以重复使用，又为自动化生产管理提供便利的条件，即固定化乳糖酶。国内外报道的乳糖酶固定化方法有：卡拉胶、海藻酸钠包埋法[3]，壳聚糖-戊二醛吸附交联法[4-5]，离子交换树脂固定化乳糖酶[6-7]，明胶载体固定化乳糖酶[8]，将乳糖酶固定在铅板表面等[9]。近年来磁性高分子微球也被用于固定化酶的研究，有文献报道关于脂肪酶[10]、环糊精糖基转移酶[11]、黄嘌呤氧化酶及漆酶的研究[12-13]，但有关磁性壳聚糖微球用于固定化乳糖酶的研究报道较少。
作为固定化酶的一部分，载体材料的结构和性质对固定化酶的各种性能有着巨大影响。制备固定化酶过程中，载体所带来的分配效应、空间障碍效应和扩散限制效应是影响固定化酶催化效率的主要因素[14]。载体材料上的活性基团、微环境、载体的形状等因素可影响载体与酶的亲和力，固定化酶的活力、稳定性、重复使用性及可回收性[15]。
磁性壳聚糖微球是壳聚糖与Fe3O4纳米粒子形成的复合微粒，呈球状，纳米粒子被包裹在微球内。壳聚糖是环保型的天然生物材料，来源丰富、无毒无污染，可通过吸附、网格吸附、共价交联等方法进行酶的固定化，产物的使用安全性比较容易有保证；与其他载体相比，壳聚糖的稳定性很好，蛋白质负载量相对较低，但酶的活力收率较高。作为固定化酶的载体，磁性壳聚糖微球具有诸多优点：有利于固定化酶从反应体系中分离和回收，操作简单、易行；对于双酶反应体系，当一种酶失活较快时就可以用磁性材料来固载另一种酶，回收后可反复使用，降低成本；利用外部磁场可控制磁性材料固定化酶的运动方式和方向，替代传统的机械搅拌方式，提高固定化酶的催化效率；可改善酶的生物相容性、免疫活性、亲疏水性；提高酶的稳定性。
实验采用吸附法，以成功研制的磁性壳聚糖微球作为固定化乳糖酶的载体，通过载体表面和酶分子表面间的次级键相互作用而达到固定目的，优选了乳糖酶固定化的条件，研究固定化酶的生物特性、稳定性等。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

材料方法

1.1 设计体外观察实验。
1.2 时间及地点于2008至2017年在西华大学生物工程学院重点实验室及成都农业科技职业学院农产品加工实验室完成。
1.3 材料 β-半乳糖苷酶(哈尔滨美华生物技术公司)；邻硝基苯酚-β-D-半乳糖苷(上海丽珠东风生物技术有限公司)；邻硝基苯酚(泗阳县青云精细化工厂)；HH-S数显恒温水浴锅(江苏省金坛市医疗仪器厂)；752型紫外可见分光光度计(上海光谱仪器有限公司)；电子天平BS200S(北京塞多利斯太平有限公司)；恒温震荡器(金坛市富华仪器有限公司)。
1.4 实验方法
1.4.1 制备Fe3O4磁性粒子[16] 以氯化亚铁、氯化铁、氢氧化钠为主要原料采用化学共沉淀法合成。将80 mL FeCl2溶液(1 mol/L)与40 mL FeCl3溶液(1 mol/L)加入锥形瓶中，用磁力搅拌器搅拌使溶液混合均匀，同时加热，待混合物温度升至50 ℃时缓慢匀速滴加2 mol/L的NaOH溶液，控制其pH=11。再加热至90 ℃，熟化30 min，停止加热，搅拌下冷却，加入10%聚乙二醇40 mL。待降至室温后用磁铁收集，并用蒸馏水充分洗涤，抽滤，真空干燥，得到Fe3O4磁性粒子，平均粒径78 nm，密封保存。
1.4.2 制备磁性壳聚糖微球[17] 以Fe3O4磁性粒子为内核、液体石蜡为分散介质、Span-80为乳化剂、戊二醛为交联剂，采用反相悬浮交联法制备磁性壳聚糖微球。将0.5 g Fe3O4与50 mL壳聚糖乙酸溶液(0.02 g/mL)混合，进行20 min超声分散。再在搅拌下缓慢加入到80 mL液体石蜡和4 mL Span-80中，常温下充分搅拌20 min，加入10%戊二醛10 mL，40 ℃下搅拌反应1 h，用1 mol/L NaOH将其pH值调到9.0-10.0，70 ℃水浴中反应120 min，得到产物用磁铁收集。再依次用石油醚、丙酮、蒸馏水充分洗涤，13 132×g离心5 min， 60 ℃真空干燥得到磁性壳聚糖微球。在壳聚糖与戊二醛发生交联反应后，复合微球硬化并易于从混合体系中分离。
1.4.3 制备固定化酶将一定量磁性壳聚糖微球加入磷酸缓冲液中溶胀2 h，用磁铁收集溶胀后的磁性壳聚糖微球，加入到一定浓度的乳糖酶磷酸缓冲液中，置于恒温震荡器中震荡1 h，于4 ℃冰箱中静置，然后用磁铁将微球沉淀，倒出上清液，用缓冲液充分洗涤，最后于4 ℃冰箱中保存。
1.4.4 乳糖酶固定化条件的优选由于将酶固定在载体材料上之后，酶活力、对底物的亲和力等可能发生的变化程度，很大程度依赖于固定化条件，实验就加酶量(0.5，1，1.5， 2 g/L)、磁性微球本身的性质(制作微球时戊二醛用量2，4，6，8，10，12，14 mL)、缓冲液pH值(6.4，6.8，7.0，7.2)、固定化时间(1，2，5，10，15，20 h)进行实验，以确定最佳固定化条件。
1.5 主要观察指标
1.5.1 游离β-半乳糖苷酶活力的测定底物邻硝基苯-β-吡喃半乳糖苷(C12H15NO8，MW=301.3)在乳糖酶的作用下可水解为邻硝基酚，后者在碱性条件下呈黄色并在420 nm 处有吸收，可进行定量分析，从而测定乳糖酶的活力[18]。
邻硝基苯酚标准曲线的绘制：称取28 mg邻硝基苯酚，用0.1 mol/L pH=6.8的磷酸氢二钠-磷酸二氢钠缓冲液定容至100 mL，配成2 mmol/L邻硝基苯酚母液。按表1分别加入不同量的邻硝基苯酚和0.1 mol/L pH=6.8的磷酸缓冲液，在39 ℃保温10 min，加入 2 mL Na2CO3(1 mol/L)灭活。测定A420的光吸收值，同时绘制酶活标准曲线，见图1。

游离β-半乳糖苷酶活力的测定：在测定条件下(39 ℃，pH=6.8，反应10 min)每分钟催化邻硝基苯-β-吡喃半乳糖苷生成1 μmol邻硝基苯酚所需的酶量定义为一个酶活力单位(U)。称取100 mg乳糖酶，用磷酸缓冲液溶解并定容至100 mL，此溶液在几小时内是稳定的。取上述酶液1 mL，用100 mL缓冲液溶解，能使用几小时(适当稀释，使A值在0.3内)。在试管中吸入3 mL 4 g/L邻硝基苯-β-吡喃半乳糖苷，39 ℃水浴5 min，之后加入再稀释的酶1 mL，摇匀，39 ℃水浴10 min后加入2 mL Na2CO3来终止反应，摇匀试管的内容物。420 nm测定A值。测定3次取平均值。
公式：乳糖酶比活力，其中的A420 为吸光度值，0.724 3为邻硝基苯酚标准曲线的斜率，T为反应时间(min)，M为溶液中的酶含量(g)。测定结果显示平均A420 = 0.173，游离β-半乳糖苷酶比活力。

1.5.2 固定化乳糖酶活力测定向一定量固定化酶中加入磷酸缓冲液，39 ℃保温5 min。加入3 mL邻硝基苯-β-吡喃半乳糖苷(4 g/L)准确反应10 min后，加入2 mL Na2CO3灭活。于420 nm测定A值。
，其中U1为固定化酶活力(U)，U2为制备固定化酶时加入的游离酶总活力(U)，A420为酶反应液在420 nm下吸光度，Y为固定化酶活力回收率。
固定化酶或溶液酶的相对活力(%)：指在同组实验中以活力最高的为100，与其余的固定化酶或溶液酶的活力之比，以百分数表示。

讨论

以加酶量、磁性微球本身的性质、缓冲液的pH值、固定化时间为因素进行实验，确定最佳固定化条件为：兼顾固定化酶的相对活力和活力回收率，当酶质量浓度为 0.3 g/L时酶的活力回收率达20%左右，相对活力为60%，考虑活力回收率不高可将未固定的酶加入下一次固定化中；随着制备磁性壳聚糖微球戊二醛用量的增加，固定化乳糖酶的相对活力开始也不断增加，当达到一定值以后略有减小，选择戊二醛用量为10 mL制备的磁性壳聚糖微球作为乳糖酶的固定化载体，酶活力最高；pH值对酶促反应的影响十分复杂，当pH为7.0时固定化酶的活力最大；延长固定化时间固定化酶活力升高，但到5 h后趋于稳定，故确定固定化时间为5 h。
乳糖酶被固定化后酶的特性发生了变化，与游离酶相比固定化酶有更宽的pH适用范围；游离酶的最佳催化温度为40 ℃，固定化酶最佳催化温度为45 ℃，比游离酶提高了5 ℃，说明固定化后乳糖的温度耐受性有所提高。这样升温进行酶促反应可以提高反应速度，节省反应时间。经磁性壳聚糖微球固定化后乳糖酶的米氏常数比游离酶下降，说明乳糖酶在固定化后其结合底物的能力有所增强。固定化酶反复使用5次后酶活仍保持了65%。乳糖酶被固定化后其贮存稳定性也有所提高。
许可等[20]采用吸附法制备了磁性壳聚糖微球固定化乳糖酶，研究也同样表明固定化酶相对于游离酶的pH值稳定性和温度稳定性均有一定程度的提高。汤卫华等[23]采用交联方式将β-半乳糖苷酶固定在壳聚糖微球上，最终制备的固定化酶的活力回收率达到70.5%，同时该固定化酶具有良好的储存稳定性和操作稳定性。由此可初步推论，用交联方式制备的固定化酶与吸附法制备的固定化酶对酶的结合力可能会有不同。吸附固定酶与载体之间的亲和力是范德华力、离子键和氢键，而交联法采用化学结合的方法使酶与带2个以上的多官能团试剂进行交联反应。
壳聚糖是性能良好、很有前途的固定化酶载体。壳聚糖分子结构中含有羟基等能与酶发生反应的官能团，可提高载体材料与酶之间的结合力，同时亦可提高固定化酶的操作性和稳定性。壳聚糖易于进行化学改性，引入新的功能团可发生酰基化、羧基化、醚化、醛亚胺化(Schiff 反应)、N-烷基化、酯化、氧化、卤化、接枝共聚等反应，探索相比未改性壳聚糖分子更优化的性质。脱乙酰度对壳聚糖进行酶的固定化效果有很大影响，脱乙酰度水平与固定化酶活力回收率之间的关系是否呈正比关系值得深入研究。另外，磁性高分子微球具有在分离上的巨大优势，易回收、操作简便、成本较低。因此，用磁性高分子微球作为固定化酶载体是固定化载体材料发展的必然趋势，但还有问题没有得到很好的解决：如何解决磁性复合微球的生物相容性问题，如何调节磁性载体表面特性、提高固定化酶的活力回收率及在实际操作条件下的稳定性等都是今后的研究重点。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程