肺移植动物模型：损伤、保护及免疫反应

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.05.024

摘要/Abstract

摘要：

背景：建立具有可操作性的肺移植动物模型对发展临床肺移植具有重要意义。

目的：对肺移植临床前期研究的肺移植动物建立中的动物选择、模型建立方法、注意要点，以及肺缺血-再灌注损伤及肺免疫排斥反应的产生机制进行了分析总结。

方法：以计算机为主检索中国知识资料总库、PubMed 数据库1982年1月至2013年9月有关肺移植方面的文献。英文检索词为“Lung Transplantation，Animal models，Reperfusion Injury”；中文检索词为“肺移植；动物模型；缺血-再灌注损伤”。排除标准重复及陈旧的文献，保留50篇进行分析。

结果与结论：目前以同种异体肺移植动物实验多见且对临床最有意义，肺移植动物实验以单肺移植为主。常用的肺移植模型主要有鼠单肺原位移植模型、兔原位肺移植模型、犬/猪原位左肺移植、犬双肺序贯性肺移植、猪自体肺移植模型、兔肺缺血再灌注模型。猪因其解剖和生理与人类相似，正在成为大动物实验的首选。动物实验和临床研究显示肺移植肺缺血再灌注损伤表现为双相模式，肺缺血再灌注损伤的发生早期(灌注后 24 h内)与供体有关，晚期则主要取决于受体情况，其病理生理贯穿于供肺的切取、保存、再灌注及术后管理的整个过程。免疫排斥反应是一个由受者识别供者细胞表面的组织相容性抗原引发的复杂免疫反应，活化的T淋巴细胞在器官移植免疫反应中起关键性作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：肾移植；肝移植；移植；心脏移植；组织移植；皮肤移植；皮瓣移植；血管移植；器官移植；组织工程

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关键词: 实验动物, 组织构建, 肺移植, 动物模型, 器官衰竭, 排斥反应, 肺缺血-再灌注损伤

Abstract:

BACKGROUND: Establishing an animal model of lung transplantation has operational significance to the development of clinical lung transplantation.

OBJECTIVE: To analyze and summarize animal selection, model establishment method, points to note and mechanism of lung ischemia-reperfusion injury and pulmonary immune rejection in the establishment of animal models as preclinical research of lung transplantation.

METHODS: A computer-based retrieval of CNKI and PubMed database from January 1982 to September 2013 was performed for literature related to lung transplantation. The key words were “lung transplantation, animal models, reperfusion injury” in English and Chinese, respectively. After eliminating duplicate and obsolete literature,50 articles were included for further analysis.

RESULTS AND CONCLUSION: Currently, animal experiments about allogeneic lung transplantation are common, which are of significance for clinical lung transplantation. Single lung transplantation is mainly seen in animal models. The commonly used lung transplantation models include single lung orthotopic murine model, rabbit orthotopic lung transplantation, canine and porcine orthotopic left lung transplantation, canine bilateral sequential lung pulmonary transplantation, autologous pig lung transplant model, rabbit lung ischemia-reperfusion model. Because the anatomical and physiological features are similar to humans, pigs are becoming the preferred choice for large animal experiments. Animal experiments and clinical studies have shown that lung ischemia-reperfusion injury in lung transplantation represents a biphasic pattern: early occurrence of lung ischemia-reperfusion injury (24 hours after infusion) is related to lung donors, and the late occurrence mainly depends on receptors. Its pathophysiology runs through the whole process of donor lung resection, preservation and reperfusion as well as postoperative management. Immune rejection is a complex immune response induced by identifying the donor cell surface histocompatibility antigen, and activated T lymphocytes play a crucial role in the immune response in organ transplantation.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：肾移植；肝移植；移植；心脏移植；组织移植；皮肤移植；皮瓣移植；血管移植；器官移植；组织工程

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Key words: lung transplantation, models, animal, reperfusion injury

中图分类号:

R318

张皓，齐海. 肺移植动物模型：损伤、保护及免疫反应[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(5): 797-802.

Zhang Hao, Qi Hai. An animal model of lung transplantation: damage, protection and immune response[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(5): 797-802.

图/表（结果） 1

2.1 概述 肺移植可分为同种异体肺移植、同种自体肺移植及异种肺移植等，目前以同种异体肺移植动物实验多见且对临床最有意义。同种异体肺移植是指把双侧有严重疾病的肺切除一侧或双侧，移植上因其他原因死亡者的健康肺，是现在治疗终末期病变(指双侧肺都有严重的，目前内外科方法均无法治愈的病变)的最后惟一有效的方法^[2]。现在有心肺联合移植(HLT)、整块双侧肺移植(DLT)、双侧单肺序贯式肺移植(BLT)、单肺移植(SLT)、肺叶或缩小体积的肺移植、肺再移植6种形式^[2]。目前肺移植动物实验以单肺移植为主。

2.2 发展简史 肺移植实验的历史可以追溯到20世纪40年代^[2]，最初是在动物身上进行了初步的探索。1946年俄罗斯著名生理学家里梅沃夫行狗肺叶移植实验并最久存活了10 d，开创了肺移植动物实验的先河^[3]。1950年5月美国Buffalo大学AndreA Juvenell等首先进行了犬的原位右肺移植并获得成功^[4]。1950年法国Metras以及1954年美国Hardin和Rittle进行了犬同种异体肺移植，证实了肺移植技术的可行性^[4]。1982年Marck和Wildevuur^[5]首先阐述了大鼠左肺原位移植模型的手术操作方法^[6]。随后，人们开始各种动物的肺移植实验研究，阐述了肺移植相关理论及完善了肺移植实验技术方法，为临床肺移植的研究和实施打下坚实的基础。

2.3 肺损伤及排斥反应

2.3.1 肺缺血-再灌注损伤肺移植、体外循环手术，肺缺血再灌注后，肺缺血引起的肺损伤没有减轻，反而加重的现象称为肺缺血再灌注损伤^[7]。肺缺血再灌注损伤可导致肺移植后发生原发性移植肺功能障碍，主要表现为肺动脉压升高、肺出血、肺水肿和急性呼吸功能衰竭，发生机制与活性氧产生增多、细胞内钙超载、中性粒细胞活化和高能磷酸化合物生成障碍等因素有关^[8-9]。动物实验和临床研究显示肺移植肺缺血再灌注损伤表现为双相模式，肺缺血再灌注损伤的发生早期(灌注后24 h内)与供体有关，晚期则主要取决于受体情况，其病理生理贯穿于供肺的切取、保存、再灌注及术后管理的整个过程^[10-11]。Xu等^[12]用新西兰大白兔肺移植实验得出LPDG液中增加乌司他丁能够进一步提高移植肺的功能，其归因于乌司他丁对肺缺血再灌注损伤具有多重防护效果。在哺乳动物中，水通道蛋白是一种疏水性的膜蛋白，起着跨细胞和跨膜转运水的作用^[13]，Zhao等^[14]在Wistar鼠(Wistar研究所培育的白鼠株)肺移植模型中发现了水通道蛋白1、水通道蛋白3在移植肺组织中的高表达，并可能在肺缺血再灌注损伤导致的肺水肿中扮演重要角色。Xu等^[15]在纯种狗左单肺移植模型中发现依达拉奉药物可以减轻肺缺血再灌注损伤，可能与抑制氧化应激及白细胞外渗的作用有关。Norberto等^[16]用SD大鼠左肺移植模型研究发现雌二醇可以加重肺缺血再灌注损伤，机制可能与雌二醇增加肺血管平滑肌松弛度，使血流量加大导致肺再灌注损伤。

2.3.2 肺免疫排斥反应肺移植后免疫排斥反应可以分为急性免疫排斥反应和慢性免疫排斥反应。急性免疫排斥反应决定早期移植物的失功，是肺移植的主要障碍^[17]。免疫排斥反应是一个由受者识别供者细胞表面的组织相容性抗原引发的复杂免疫反应，活化的T淋巴细胞在器官移植免疫反应中起关键性作用^[18-17]，其凋亡或无能诱导机体免疫耐受或无反应性，在机体免疫调节和免疫治疗中发挥着重要的意义^[19]。在动物肺移植模型中发现CD8⁺T细胞在移植物的浸润占主导地位，远超过CD4⁺T细胞^[20]，Naohisa等^[21]用小鼠左单肺移植模型发现早期反应蛋白1的表达减少，可以有效防止急性肺免疫排斥反应。机制可能为反应蛋白1可以调节炎性细胞及转录水平，进而影响CD8⁺T细胞的活化。Hisashi等^[22]用小鼠肺移植模型发现将携带编码人类白细胞介素10基因的脂质体注入供体的支气管内，移植后减轻了肺的急性炎症和免疫排斥反应，机制可能与促使炎性细胞因子基因水平降低，减少其表达有关。

2.4 动物模型的建立

2.4.1 动物选择除需要监测呼吸、血流动力学的实验或某些临床应用前的验证性试验必须使用猪、犬等大型动物外，其他实验大部分选用的是大鼠或小鼠^[23]。鼠模型缺点是其解剖生理和形态结构与人相差甚远，操作难度大，研究的意义受到了限制。目前世界上各个实验室用于肺移植实验的动物主要有猪、犬、兔以及大鼠等，而采用犬作为肺移植实验动物最为常见^[24]。猪作为一种食用家畜，其解剖和生理与人类相似，实验数量慢慢超过犬，因而正在成为大动物实验的首选^[25]。

2.4.2 麻醉药物及途径目前常用的药物有戊巴比妥钠、水合氯醛、氯胺酮、乌拉坦等。小型动物如鼠的给药途径主要为腹腔内注射，大型动物如猪、犬主要以静脉给药。鼠常用3%戊巴比妥钠(30 mg/kg)^[26]，10 g/L戊巴比妥钠50 mg/kg及注射水合氯醛^[27-28]。犬、猪以戊巴比妥钠(30mg/kg)多见^[29]。

2.4.3 常用模型

鼠单肺原位移植模型的建立^[26]：①供体手术：用 30 g/L戊巴比妥钠(30 mg/kg)腹腔注射麻醉，取仰卧位，颈部行气管切开，接小动物呼吸机。取腹部正中切口，从下腔静脉注射肝素(300 U/kg)后，剪开膈肌，经右侧胸壁行半“U”形切口直至胸锁关节，切除胸腺，结扎左、右上腔静脉。经下腔静脉用4 ℃10 U/mL肝素化林格氏液(50 mL/kg)进行低压(1.955 kPa)灌注。剪开左心耳放出灌洗液，直至肺组织颜色变得完全苍白，流出的灌洗液清亮后，离断左下肺韧带，游离左肺门，于近心端用5-0丝线分别结扎左肺动、静脉后，在远心端离断并保留结扎线。在吸气相肺膨胀状态下用微血管夹夹闭左主支气管，在近心端离断。置4 ℃肝素化林格氏液中保存待用。分别将左肺动、静脉及左主支气管从自制套管中穿出并向尾端翻转，用5-0丝线分别结扎固定，完成供体准备。②受体手术：麻醉方法同供体。大鼠取右侧卧位，经左侧第5肋间切口入胸，离断左下肺韧带，牵左肺至胸外并固定，解剖游离肺门后，用微血管夹在近心端分别钳夹肺动脉、肺静脉和支气管，尽量在远端剪断。将供肺植入胸腔，依次吻合肺静脉、肺动脉、支气管，分别以5-0丝线和3-0丝线缝扎固定。首先开放支气管使肺复张后，再依次开放肺静脉、肺动脉。仔细止血、放置胸腔引流管后关胸。大鼠苏醒后拔除胸腔引流管，逐步脱离呼吸机。

兔原位肺移植模型^[30]：①供体手术：选取左侧第5肋间切口。10倍显微镜下锐性切断肺下韧带，剪开纵隔胸膜及心包。充分解剖及游离支气管、血管。经下腔静脉近心端向右心房插入灌注管，4 ℃复方氯化钠液顺行灌注，剪开胸主(腔)动脉近心端放血。灌注至肺呈灰白色(100 mL/kg，时间8-10 min)、胸主动脉流出清亮液体；心耳钳夹闭肺静脉汇入处约1/3左心房壁，插入灌注管，自左房-肺静脉逆行灌注(50 mL/kg，时间约5 min)。灌注过程中继续机械通气。半膨胀状态夹闭左主支气管并切断，环绕左肺静脉入口处切断心房壁。移除供肺并放入4 ℃乳酸钠林格注射液中保存。②受体手术：切除受体左肺，将供肺心房壁修剪成心房袖，以冰盐水纱布包裹后放入塑料袋，置入受体左侧胸腔。修剪供肺和受体支气管断端长度以便吻合。连续缝合支气管；连续内翻缝合心房袖，做供肺和受体的心房袖吻合。间断缝合肺动脉。开放支气管，呼吸机潮气量逐渐增加到15 mL/kg。再灌注120 min留取标本后，剪开肺上、下静脉均有持续通畅血流则模型判定为成功。

犬/猪原位左肺移植^[23]：犬/猪原位左肺移植的建模方法与人肺移植相似。供者麻醉、经口气管插管后，胸骨正中切口进胸，打开心包，游离气管及上、下腔静脉，并用纱带环绕。在紧邻动脉瓣远端的主肺动脉上用5-0聚丙烯缝线留置荷包缝合，通过静脉注射肝素(300 U/kg)。将1根导管(依动物大小用20-F或21-F管)插入肺动脉，收紧荷包缝线并固定。扎紧上、下腔静脉上的纱带，阻断心脏流人道，横跨钳夹闭升主动脉，切取左心耳，采用低温灌洗液(50-60 mL/kg，2.94-3.92 kPa压力)灌洗供肺。灌洗全程持续机械通气，夹闭气管前将气道压保持于1.47 kPa压力，使供肺处于充气状态。整块摘取心肺，4-8 ℃低温保存。植入前修剪供肺，在肺静脉周围保留足够多的心房袖和支气管、肺动脉残端。受者左第4肋间开胸，左全肺切取，保留尽可能长的血管与支气管残端。将后台修剪好的供肺放入胸腔，首先吻合支气管，用4-0聚丙烯缝线连续缝合后壁，间断缝合前壁；用6-0聚丙烯缝线连续缝合肺动脉前后壁，相遇前中止，心房吻合采用外翻水平褥式缝合，同样相遇前中止。移植肺恢复通气，逐步放开肺动脉夹，排出气泡后打紧吻合线，左房吻合口处理方法同前。恢复双肺通气，呼气末正压(PEEP)为0.49 kPa，调整呼吸频率，使动脉血CO₂分压介于35-40 mm Hg (4.67-5.33 kPa)。

犬双肺序贯性肺移植^[31]：

供体切取：供体犬仰卧位，肌注氯胺酮(8 mg/kg)诱导、气管插管静脉复合麻醉。呼吸机维持呼吸，潮气量为10 mL/kg，呼吸频率为12次/min，给氧吸入。备皮，消毒，铺巾后，取双侧第4肋间横断胸骨切口入胸。用撑开器暴露胸内结构，切除胸腺，垂直向下剪开心包至膈。解剖纵膈内结构，分别游离主动脉、气管、和上下腔静脉，并依次套上阻断带。用阻断带阻断左肺门5 min行缺血预处理，随即开放15 min，然后在阻断循环前先行全身肝素化(3 mg/kg)。阻断上下腔静脉、主动脉、肺动脉。主肺动脉内注入前列腺素E1 1 000 μg^[32]，主肺动脉根部注入4 ℃ LPD1 500 mL (100 mL/kg)^[33-34]，灌注压力为3.92 kPa，同时左心房切开引流。肺表面逐渐由粉红变为白色。同时胸腔内给予冰屑，保持心肺低温。灌注完毕后，麻醉人员以6 mm Hg为标准，气道正压使肺膨胀至50%^[35]，接着用沙氏钳夹闭主支气管并切断，钝性剥离食管，取下整个心肺组织。

受体肺植入：受体犬麻醉同供体。由于犬的上下腔静脉和左房呈直线相关性，即钳夹左心房时，阻断钳会使上下腔同时受阻，易致血栓形成，减少回心血量导致心功能衰竭死亡，因此先行左肺移植。犬取右侧卧位，经第5肋间入胸，游离左肺后结扎左肺动脉第一支，在其下方结扎并切断左肺动脉，结扎上下肺静脉后切断，然后保留左主支气管旁组织。在左上叶支气管近端切断，移去左肺。缝合顺序为支气管-肺动脉-肺静脉^[36]。支气管吻合时用4-0 prolene线连续对端缝合支气管膜部，前臂软骨部间断“8”字缝合，再行左肺动脉吻合，用5-0 prolene线间断缝合，肝素盐水冲洗吻合口，最后吻合左房袖。开放通气，胸腔倒入盐水，检查并确认支气管吻合口无漏气后，留置胸腔引流管及缝合切口。左侧吻合完毕后，犬取左侧卧位，进行右侧肺移植，步骤同左肺移植。

猪自体肺移植模型^[37]：仰卧位后肌注阿托品 0.1 mg，30 g/L戊巴比妥钠溶液(30 mg/kg)静脉注射麻醉。气管插管并连接呼吸机，麻醉成功后，取右侧卧位，经左侧第4 肋间切口入胸。

解剖肺门，游离左肺动脉、左肺静脉及左主支气管，分别套阻断带。按200 U/kg 行全身肝素化。通气胀肺后于左主支气管近根部用阻断带阻断，使左肺处于半膨胀状态。左肺动脉于动脉干远心侧切断，左肺静脉则于左心房切开引流处予以切断(形成“左房袖”)。左主支气管阻断带远侧以无创伤钳钳夹，并于两者之间切断左主支气管，使左肺保持在半膨胀状态移出。将供肺置于托盘中修剪，左肺下叶动脉、静脉及叶支气管尽可能多以保留，肺静脉断面修剪成斜面，以备与左心房吻合。

修剪完毕后将供肺置入胸腔内。以心耳钳钳夹部分左心房，用6-0 Prolene 线连续外翻缝合肺叶静脉-左心房。用5-0 Prolene 线间断缝合下叶支气管与左主支气管。最后用6-0 Prolene 线外翻缝合左肺动脉，暂不打结。吻合好后开放左心房心耳钳，同时开放主支气管阻断带并胀肺，使血液逆流入移植肺组织，在肺动脉吻合口处溢出以排气，然后收紧缝线打结。

检查肺动脉吻合口处、左心房吻合口处有无漏血。张肺，并检查支气管吻合口处有无漏气。以温生理盐水冲洗胸腔，再次检查无出血、漏气，并清点器械、敷料无误后，置胸腔闭式引流管，接引流瓶。逐层缝合胸部切口，待其清醒。

清醒后逐渐减少潮气量，待自主呼吸恢复后，脱机。脱机后24 h 内注意观察猪的精神状态、呼吸频率、口唇黏膜色泽等。待引流量减少并稳定后拔除胸腔闭式引流管。

自体肺移植是指先切除一侧全肺，在体外状态下去除病变肺叶，再将健康肺叶组织移植回胸腔的过程。它的优点是将自身健康肺组织得以保留，不会发生自身免疫反应，手术也不受供体的限制。目前在临床上多用于治疗上叶中心型肺癌且下叶肺组织中未见肿瘤转移的患者。

兔肺缺血再灌注模型^[38]：肌肉注射阿托品0.5 mg 后，经耳缘静脉注射20 g/L戊巴比妥钠30 mg/kg 麻醉，手术中间断静脉注射20 g/L戊巴比妥钠，每次5 mg/kg，维持足够麻醉深度。麻醉生效后将动物仰卧固定于手术台上，行气管切开，置入3.5 F气管插管接小动物人工呼吸机(安徽正华生物仪器设备有限公司，DW-3000型) 行机械通气。调节呼吸机参数为：呼吸频率30次/min，吸呼比1∶1，氧浓度100%，潮气量10 mL/kg，游离左肺门期间呼吸参数改为潮气量7 mL/kg，呼吸频率40次/min。游离右侧股动脉、置管连接二道生理仪监测动物平均动脉压和心率，游离一侧颈外静脉置管用于术中补液及注射肝素、补充麻药，补液量为生理盐水10 mL/(kg•h)。麻醉成功后，将动物改为右侧卧位固定，自左侧胸骨旁剪断第4 肋软骨，沿第3，4 肋间剪开左胸壁全层至腋后线，掀开胸壁，在腋后线处切除第4肋骨，暴露左侧肺门。用棉签和眼科手术器械分别游离左侧肺动脉及左肺上、下静脉，用于阻断肺循环之用。静脉注入肝素(1.0 mg/kg) 10 min后，根据研究的目的不同进行阻断(如用无创动脉夹先后阻断肺动脉及上、下肺静脉1 h后再顺序开放肺上、下静脉和肺动脉或单纯阻断肺动脉1 h后再开放等)，手术过程中左肺始终处于通气状态。

2.4.4 供肺保存目前肺保存液分为细胞内液型和细胞外液型，细胞内液即高钾低钠型保存液，以EC液(欧-科溶液)和UW液(威斯康星液)为代表^[39]。细胞外液型即低钾高钠型保存液，主要有PerfadeX、LPD、ETK液、Kerb’s液、肝素血、WallwOrk’s液、CelsiOr液等^[39]。低温灌注及保存可以降低组织代谢率、酶活性，减少能量消耗并可抑制细胞降解酶，降低其细胞毒性，但它同时也抑制ATP依赖性Na⁺-K⁺泵的功能，导致膜电位下降和Na⁺内流，引起细胞内水肿^[40-41]。有实验证实灌注温度为10 ℃比4 ℃能获得更好的效果，但大多数仍采用4 ℃进行灌注和保存^[42]。在肺缺血再灌注模型中，用常温肝素溶液进行灌注较为多见^[43]。

2.5 注意事项 肺移植动物实验中需要注意以下几个方面：①不同动物的解剖结构各有差异，在试验过程中选择的麻醉及手术方式要符合动物的生理状况。②保证气管插管顺利，使气道在整个手术过程中保持通畅^[44]。③吻合准确，保证吻合口通畅无渗漏^[41]。熟练的外科吻合技术是建立肺移植动物模型成功的关键，而这一关键的难点是受体肺动静脉及支气管的切口选择，如可选取图1中的切口^[45]。④在吻合血管壁时尽量保持血管内皮细胞的完整性来预防血栓的形成。⑤移植过程中还需特别注意动物气道分泌物的处理^[46]。

参考文献

[1] Bribriesco AC,Li W,Nava RG,et al. Experimental models of lung transplantation. Frontiers in bioscience (Elite edition). 2013;5(1): 266-272.

[2] 顾恺时.胸心外科手术学[M].上海:上海科学技术出版社,2003: 778-779.

[3] 刘德若.肺移植手术进展[J].山东医药,2005,45(27):73-73.

[4] 陈静瑜.肺移植研究进展[J].医学研究杂志,2006,35(6):70-72.

[5] Marck KW,Wildevuur CR.Lung tnmsplantafion in the rat:I.Technique and survival.Ann Thorac Surg.1982;34:74-80.

[6] 蒋雷,周逸鸣,张鹏,等.大鼠同种异体左肺移植模型建立的实验研究[J].中华外科杂志,2008,46(20):1587-1588.

[7] Douglas L,Tayseer C, Hamid R.Lymphocytes and ischemia- reperfusion injury. Transplant Rev(Orlando).2009; 23(1):1-10.

[8] Venuta F, Diso D, Anile M, et al. Evolving techniques and perspectives in lung transplantation. Transplant Proc.2005; 37(6):2682-2683.

[9] 肖献忠.病理生理学[M].2版.北京:高等教育出版社,2008: 95-105.

[10] 王发龙,李蕾,陈国千.炎症介质与肺移植缺血再灌注损伤[J].中国实验诊断学,2012,16(4):743-746.

[11] 赵金龙,冷飞燕,王国新.中性粒细胞在肺缺血再灌注损伤中的作用机制[J].中华器官移植杂志,2012,33(6):379-381.

[12] Xu M,Wen XH,Chen SP,et al.Addition of ulinastatin to preservation solution promotes protection against ischemia-reperfusion injury in rabbit lung.Chin Med J (Engl). 2011;124(14):2179-2183.

[13] Hodyc D,Hnilickova O,Hampl V,et al.Pre-arrest administration of the cell-permeable free radical scavenger tempol reduces warm ischemic damage of lung function in non-heart-beating donors.J Heart Lung Transplant.2008;27: 890-897.

[14] Zhao S,Li XN.Expression of aquaporin-1 and aquaporin-3 in lung tissue of rat model with ischemia-reperfusion injury. Chin Med J (Eng1).2010;123(24):3711-3713.

[15] Xu JZ, Shen BZ, Li Ye,et al.Edaravone attenuates ischemia-reperfusion injury by inhibiting oxidative stress in a canine lung transplantation model.Chin Med J (Eng1).2008; 121(16):1583-1587.

[16] Norberto SR,Bernardino C,Pedro L,et al.Estradiol Worsens the Syndrome of Ischemia-Reperfusion Injury in and Experimental Lung Transplantation Model.Lung. 2011;189: 251-255.

[17] 林慧庆,黄杰,舒愠.落新妇甙对肺移植大鼠外周血T细胞活化的影响[J].中国组织工程研究与临床康复,2010,14(44): 8225- 8229.

[18] 蒋雷,姜格宁.肺移植急性排斥反应防治策略研究进展[J].中华外科杂志,2011,49(7):657-658.

[19] Sato M,Keshavjee S,Liu M.Translational research:animal models of obliterative bronchiolitis after lung transplantation.Am J Transplant.2009;9(9):1981-1987.

[20] Gelman A, Okazaki M, Lai J, et al.CD4+ lymphocytes are not necessary for the acute rejection of vascularized mouse lung transplants.J Immunol. 2008;180:4754-4762.

[21] Naohisa W,Masaomi Y,Sumiharu Y,et al.Egr1: a novel target for ameliorating acute allograft rejection in an experimental lung transplant model. Eur J Cardiothorac Surg.2012;41: 669-675.

[22] Hisashi O,Yoshinori O,Toshiaki K,et al.Transbronchial human interleukin-10 gene transfer reduces acute inflammation associated with allograft rejection and intragraft interleukin-2 and tumor necrosis factor-alpha gene expression in a rat model of lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 2010; 29:360-367.

[23] 王兴安,王桂芳,宋元林,等.肺移植动物模型[J].中华器官移植杂志,2012,33(5):318-320.

[24] Davenport PW,Martin AD,Chou YL,et al.Respiratory-related evoked potential elicited in tracheostomised lung transplant patients.Eur Respir J.2006;28(2):391-396.

[25] Dehoux JP,Gianello P.The importance of large animal models in transplantation.Front Biosci.2007;12:4864-4880.

[26] Ge J,Zhai W,Tang J,et al.Improvement of aratorthotopic left lung transplantation model.Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu yu Linchuang Kangfu.2008;12(40):7995-7997.

[27] 范凯,王建军,翟伟,等.改良三套管法建立大鼠左肺原位移植模型[J].中国组织工程研究与临床康复,2010,14(44):8183-8185.

[28] 王光锁,王正,杨林,等.小鼠气管异位移植后肺移植慢性排斥反应模型的建立[J].临床肺科杂志,2009,14(8):1109-1111.

[29] 王雪峰,李涛.猪自体左肺模拟原位移植模型的建立[J].中国比较医学杂志,2008,18(6):28-30.

[30] 朱辉,姜涛,马嵋,等.兔左肺原位移植模型的建立[J].中华实验外科杂志,2012,29(8):1632-1632.

[31] 张春芳,许建宁,张恒,等.犬双肺序贯性移植的研究[J].中华实验外科杂志,2007,24(2):211-212.

[32] Rabanal JM.Ibanez AM,Mons R,et al.Influence of preservation solution on early lung function (Euro-Collins vs Perfadex). Transplant Proc. 2003;35(5):1938-1939.

[33] Gohrbandt B,Sornmer SP,Fischer S,et al.Iloprost to improve surfactant function in porcine pulmonary grafts stored for twenty-four hours in low-potassium dextran solution. J Thorac Cardiovasc Surg. 2005;129(1):80-86.

[34] 龚民，高志.灌洗液红细胞计数与肺保护液量相关关系的实验研究[J].临床和实验医学杂志,2006,5(5):451-452.

[35] Patel MR,Laubach VE,Tribble CG,et al.Hyperinflation during lung preservation and increased reperfusion injury. J Surg Res. 2005;123(1):134-138.

[36] 涂远荣,张华,李旭,等.单肺移植的动物实验研究[J].福建医药杂志,2003,25(3):151-152.

[37] 冯冬杰,许林,蒋峰,等.猪自体肺移植模型的建立[J].南京医科大学学报:自然科学版,2010,30(1):46-49.

[38] 陈建,许林,蒋峰,等.肺外科中兔肺缺血-再灌注损伤模型的建立[J].南京医科大学学报:自然科学版,2008,28(10):1312-1315.

[39] 张涛,洪文娟,洪志鹏.肺移植的近况及展望[J].中华肺部疾病杂志:电子版,2012,5(5):457-461.

[40] 张真榕,刘德若.肺移植供肺保存技术的进展[J].北京医学,2007, 29(5):297-300.

[41] 蒲江涛.肺移植手术中供肺保存液的研究现状[J].中国胸心血管外科杂志,2007,14(3):216-220.

[42] Kelly RF,Murar J,Hong Z, et al.Low potassium dextran lung preservation solution reduces reactive oxygen species production.Ann Thorac Surg.2003;75(6):1705-1710.

[43] 任斌辉,冯冬杰,胡江文,等.常温肝素灌注液对自体移植肺损伤的影响[J].中华实验外科杂志,2010,27(7):940-942.

[44] 蒋雷,高文,陈晓峰,等.大鼠右肺原位移植模型的建立[J].中华器官移植杂志,2008,29(10):602-604.

[45] 姚飞,徐建康,邵永丰,等.大鼠单肺原位移植模型的建立及改良[J].南京医科大学学报:自然科学版,2010,30(7):962-965.

[46] 丁建勇,时雨,郭卫刚,等.大鼠原位左肺移植模型的改进[J].中华实验外科杂志,2008,25(12):1678-1678.

[47] Wittewr T,Franke UF,Fehreubach A,et al.experimental lung transplantation: impact of prese,rvation solution and route of deliver.J Heart Lung Transplant.2005; 24(8):1081-1090.

[48] Linfert D,Chowdhry T,Rabb H.Lymphocytes and ischemia in reperfusion injury.Transplant Rev(Orlando).2009;23(1):1-10.

[49] Ng CS,Wan S, Yim AP.Pulmonary ischemia-reperfusion injury: role of apoptosis.Eur Respir J.2005;25(2):356-363.

[50] 陈刚,苗锋,马勤运,等.非套管法大鼠异体原位单肺移植动物模型的建立[J].复旦学报:医学版,2009,36(6):727-730.