增强大鼠神经干细胞生物活性的黄芪注射液

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2013.27.017

中国组织工程研究

• 干细胞与中医药 stem cells and traditional Chinese medicine • 上一篇下一篇

增强大鼠神经干细胞生物活性的黄芪注射液

张力¹，罗秀成¹，杨石照¹，张军峰¹，杨吉平¹，赵朝华¹，张辉²

1西安医学院解剖教研室，陕西省西安市 710021；2河北北方学院，河北省张家口市 075000

收稿日期:2013-03-11 修回日期:2013-05-04 出版日期:2013-07-02 发布日期:2013-07-02
通讯作者: 张辉，硕士，教授，硕士生导师，河北北方学院，河北省张家口市 075000 zhanghui6312@126.com
作者简介:张力★，男，1981年生，河北省张家口市人，汉族，硕士，助教，主要从事干细胞及脑修复方向的研究。 xinhuoxc2013@126.com

Astragalus injection strengthens biological viability of rat neural stem cells

Zhang Li¹, Luo Xiu-cheng¹, Yang Shi-zhao¹, Zhang Jun-feng¹, Yang Ji-ping¹, Zhao Zhao-hua¹, Zhang Hui²

1Department of Human Anatomy, Xi’an Medical University, Xi’an 710021, Shaanxi Province, China; 2Hebei North University, Zhangjiakou 075000, Hebei Province, China

Received:2013-03-11 Revised:2013-05-04 Online:2013-07-02 Published:2013-07-02
Contact: Zhang Hui, Master, Professor, Master’s supervisor, Hebei North University, Zhangjiakou 075000, Hebei Province, China zhanghui6312@126.com
About author:Zhang Li★, Master, Assistant teacher, Department of Human Anatomy, Xi’an Medical University, Xi’an 710021, Shaanxi Province, China xinhuoxc2013@126.com

摘要/Abstract

摘要：

背景：黄芪对神经功能缺损疾病治疗及神经再生的作用已受到神经科学和脑科学研究者的密切关注，其对神经干细胞的影响也成为一个新的探索方向。
目的：探索黄芪注射液对大鼠神经干细胞生物活性的影响。
方法：分离、培养Wistar大鼠胚胎神经干细胞。采用荧光免疫细胞化学法鉴定巢蛋白染色阳性，原代培养细胞传至第2代纯化后，随机分为对照组、50，200，400 g/L黄芪注射液组分别培养6，12，24 h后。采用MTT法检测细胞活性，通过比较细胞活性，选50 g/L黄芪注射液组诱导分化7 d后用免疫组化法检测神经元特异性烯醇化酶和胶质纤维酸性蛋白的表达。
结果与结论：MTT显示药物作用6 h，50，200，400 g/L黄芪注射液组细胞的活性与对照组相比明显升高 (P < 0.05)；但24 h后不同质量浓度的黄芪注射液对细胞活性逐渐趋于一致(P > 0.05)。免疫组织化学检测显示，与对照组相比，50 g/L的黄芪注射液组诱导的细胞分化快速，细胞中神经元特异性烯醇化酶阳性细胞数量也明显增加 (P < 0.05)。实验提示黄芪注射液可以促进神经干细胞增殖，对细胞分化也具有一定促进作用。

关键词: 干细胞, 干细胞与中医药, 干细胞基础实验, 中医药, 黄芪注射液, 神经干细胞, MTT, 生物活性, 细胞分化, 干细胞图片文章

Abstract:

BACKGROUND: Neuroscience and brain science researches have paid attention to the effect of astragalus membranaceus in the treatment of neurologic impairment disease and neural regeneration. Studying astragalus membranaceus effects on neural stem cells are becoming a new research direction.
OBJECTIVE: To explore the effects of astragalus injection on biological viability of rat neural stem cells.
METHODS: Neural stem cells of Wistar rats were separated and cultured. Immunofluorescence staining was applied to identify the neural stem cells. The purified cells were gained by the second subcultivation in vitro, and then the cells were randomly divided into control group and astragalus injection groups with various concentrations (50, 200, 400 g/L) to culture for 6, 12 and 24 hours. The activity of cells was tested by 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2, 5-diphenyltetrazolium bromide assay, and then the immunohistochemistry was applied to detect the expressions of neuron-specific enolase and glial fibrillary acidic protein in the 50 g/L astragalus injection group after induced for 7 days.
RESULTS AND CONCLUSION: The viability of neural stem cells increased significantly after intervention with different concentrations of astragalus injection for 6 hours as compared with the control group (P < 0.05). However, there was no difference in the cell viability after treated with different concentrations of astragalus injection for 24 hours (P > 0.05). Compared with the control group, the cells in the 50 g/L astragalus group differentiated rapidly, and the number of positive cells for neuron-specific enolase was increased significantly (P < 0.05). The neural stem cells proliferation was hastened, and its differentiation was promoted by the interference of astragalus injection.

Key words: stem cells, stem cells and traditional Chinese medicine, basic experiments of stem cells, traditional Chinese medicine, astragalus injection, neural stem cells, 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide, biological activity, cell differentiation, stem cell photographs-containing paper

中图分类号:

R394.2

张力，罗秀成，杨石照，张军峰，杨吉平，赵朝华，张辉 . 增强大鼠神经干细胞生物活性的黄芪注射液[J]. 中国组织工程研究, doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2013.27.017.

Zhang Li1, Luo Xiu-cheng, Yang Shi-zhao, Zhang Jun-feng, Yang Ji-ping, Zhao Zhao-hua, Zhang Hui . Astragalus injection strengthens biological viability of rat neural stem cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2013.27.017.

图/表（结果） 4

2.1 分离与培养的神经干细胞的形态倒置相差显微镜见原代培养中细胞呈球形，边界清晰、透亮，胞核、胞浆不易辨清，由几十、几百或几千个细胞聚集成克隆球，传代前克隆球形态更规则，中心折光稍差。经传代后，可见单细胞，或小型克隆球，生长速度和形态与原代培养相同，见图1。

2.2 神经干细胞的鉴定结果免疫荧光检测发现，培养的克隆球中细胞胞浆出现红色荧光，表达巢蛋白，单个细胞大多呈圆形或椭圆形，少量出现短突起，符合神经干细胞的形态特征，见图2。

2.3 黄芪注射液能短时间增加神经干细胞的活性见图3。

MTT检测结果显示，在24 h内不同质量浓度的黄芪注射液可使细胞活性增高。药物作用6 h，50，200， 400 g/L黄芪注射液组细胞的活性与对照组相比明显升高(P=0.000，0.001，0.035 < 0.05)。
药物作用12 h，200，400 g/L 黄芪注射液组细胞的活性与对照组间差异无显著性意义(P > 0.05)，但 50 g/L黄芪注射液组细胞的活性仍高于对照组(P=0.047 < 0.05)。
药物作用24 h，不同质量浓度的黄芪注射液对细胞活性的作用逐渐趋于一致，各组差异无显著性意义(P > 0.05)。
2.4 黄芪注射液增加神经干细胞的分化免疫组织化学检测显示，与对照组相比，50 g/L的黄芪注射液组诱导的细胞分化快速，对培养的细胞有明显的影响，可见在50 g/L黄芪注射液组分化细胞中神经元特异性烯醇化酶阳性细胞数量增加。
细胞计数神经元特异性烯醇化酶阳性细胞率为(56.22±3.78)%，对照组为(35.76±4.71)%，差异有显著性意义(F=13.53，P=0.04 < 0.05)，见图4。

参考文献

[1] Lee HJ, Lim IJ, Lee MC, et al. Human neural stem cells genetically modified to overexpress brain-derived neurotrophic factor promote functional recovery and neuroprotection in a mouse stroke model. J Neurosci Res. 2010;88(15):3282-3294.

[2] Gupta N, Henry RG, Strober J, et al. Neural stem cell engraftment and myelination in the human brain. Sci Transl Med. 2012;4(155):155ra137.

[3] Clewes O, Narytnyk A, Gillinder KR, et al. Human epidermal neural crest stem cells (hEPI-NCSC)--characterization and directed differentiation into osteocytes and melanocytes. Stem Cell Rev. 2011;7(4):799-814.

[4] Carpenter MK, Winkler C, Fricker R, et al. Generation and transplantation of EGF-responsive neural stem cells derived from GFAP-hNGF transgenic mice. Exp Neurol. 1997;148(1): 187-204.

[5] 谭华.黄芪总苷和三七总皂苷配伍对脑缺血再灌注后早期损伤相关因素影响的研究[D].湖南中医药大学,2010.

[6] 宋纯清,郑志仁,刘涤,等.膜荚黄芪中的异黄酮化合物[J].植物学报(英文版),1997,39(8):764-776.

[7] Lu S, Chen KJ, Yang QY, et al. Progress in the research of Radix Astragali in treating chronic heart failure: effective ingredients, dose-effect relationship and adverse reaction. Chin J Integr Med. 2011;17(6):473-477.

[8] 王永红,罗雪,石永江,等.银杏内酯 B 对神经干细胞分化的影响及其机制研究[J].中国康复理论与实践,2007,13(8):701- 703.

[9] 石永江,罗雪,王永红,等.人参皂甙Rgl和Rbl对培养大鼠室管膜前下区神经干细胞谷氨酸兴奋毒性的保护作用及其与STAT3表达的关系[J].国际脑血管病杂志, 2007,15(3):172-176.

[10] Wang XS, Li HF, Zhao Y, et al. Radix Astragali-induced differentiation of rat bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Neural Regen Res. 2009;4(7):497-502.

[11] 黄进,张进,徐志伟.黄芪多糖对体外培养骨髓间充质干细胞增殖和干细胞因子表达的刺激作用[J].复旦学报(医学版),2011,38(4): 343-348.

[12] Tohda C, Tamura T, Matsuyama S, et al. Promotion of axonal maturation and prevention of memory loss in mice by extracts of Astragalus mongholicus. Br J Pharmacol. 2006;149(5): 532-541.

[13] Tohda C, Matsumoto N, Zou K, et al. Abeta(25-35)-induced memory impairment, axonal atrophy, and synaptic loss are ameliorated by M1, A metabolite of protopanaxadiol-type saponins. Neuropsychopharmacology. 2004;29(5):860-868.

[14] 陈国辉,黄文凤.黄芪的化学成分及药理作用研究进展.中国新药杂志,2008,17(17):1482-1485.

[15] 中华人民共和国科学技术部. 关于善待实验动物的指导性意见. 2006-09-30.

[16] 孟涛,林玲,郑志竑,等.大鼠胚胎中脑腹侧细胞和大脑皮质神经干细胞移植治疗帕金森病大鼠的比较[J].神经解剖学杂志,2009(5): 493-496.

[17] Rietze RL, Reynolds BA. Neural stem cell isolation and characterization. Methods Enzymol. 2006;419:3-23.

[18] 韦云飞,赵伟佳,郝永楠,等.黄芪注射液对缺血后脑组织神经干细胞增殖和分化的影响[J].临床神经病学杂志,2012,25(3): 192-195.

[19] Liu JJ, Yao ZX, Qin ML, et al. Effect of simple astragali, flos carthami, salvia miltiorrhiza injection on differentiation of neural stem cell. Acta Acad Med Milit Tertiae. 2006; 28(14): 1470-1472.

[20] 张力,张辉,孙黎,等.神经干细胞在创伤性脑损伤灶周边的成活和迁移[J].中国组织工程研究与临床康复,2010,14(36): 6715-6719.

[21] Xiao WL, Motley TJ, Unachukwu UJ, et al. Chemical and genetic assessment of variability in commercial Radix Astragali (Astragalus spp.) by ion trap LC-MS and nuclear ribosomal DNA barcoding sequence analyses. J Agric Food Chem. 2011;59(5):1548-1556.

[22] 姚美村,齐莹,毕开顺,等.黄芪药效物质基础研究[J].中国野生植物资源,2000,19(2):33-36.

[23] Yuan W, Zhang Y, Ge Y, et al. Astragaloside IV inhibits proliferation and promotes apoptosis in rat vascular smooth muscle cells under high glucose concentration in vitro. Planta Med. 2008;74(10):1259-1264.

[24] Wang D, Zhuang Y, Tian Y, et al. Study of the effects of total flavonoids of Astragalus on atherosclerosis formation and potential mechanisms. Oxid Med Cell Longev. 2012;2012: 282383.

[25] Frøkiær H, Henningsen L, Metzdorff SB, et al. Astragalus root and elderberry fruit extracts enhance the IFN-β stimulatory effects of Lactobacillus acidophilus in murine-derived dendritic cells. PLoS One. 2012;7(10):e47878.

[26] Yuan Y, Sun M, Li KS. Astragalus mongholicus polysaccharide inhibits lipopolysaccharide-induced production of TNF-alpha and interleukin-8. World J Gastroenterol. 2009;15(29):3676-3680.

[27] Li XT, Zhang YK, Kuang HX, et al. Mitochondrial Protection and Anti-aging Activity of Astragalus Polysaccharides and Their Potential Mechanism. Int J Mol Sci. 2012;13(2): 1747-1761.

[28] 国家药典委员会.中华人民共和国药典2010年版.2010: 212-213.

[29] Zhang RP, Zhang XP, Ruan YF, et al. Protective effect of Radix Astragali injection on immune organs of rats with obstructive jaundice and its mechanism. World J Gastroenterol. 2009;15(23):2862-2869.

[30] Zuo C, Xie XS, Qiu HY, et al. Astragalus mongholicus ameliorates renal fibrosis by modulating HGF and TGF-beta in rats with unilateral ureteral obstruction. J Zhejiang Univ Sci B. 2009;10(5):380-390.

[31] Xiping Z, Ke W, Yaping Y, et al. Protective effect and mechanisms of radix astragali injection on the intestinal mucosa of rats with obstructive jaundice. Mediators Inflamm. 2010;2010:757191.

[32] Yao C, Li A, Gao W, et al. Improving the angiogenic potential of collagen matrices by covalent incorporation of Astragalus polysaccharides. Int J Burns Trauma. 2011;1(1):17-26.

[33] 颜玲,黄德斌.黄芪多糖对缺血脑损伤大鼠海马神经递质及c-fos mRNA表达的影响[J].中国病理生理杂志,2012,28(2):263-268.

[34] 贾瑞喆,蒋犁,乔立兴,等.黄芪对新生鼠乏氧缺血脑损伤海马区神经保护作用的研究[J].中国中药杂志,2003,28(12):1174-1177.

[35] 曲友直,李敏,高国栋.黄芪注射液对脑缺血再灌注后血脑屏障的保护作用及ZO-1蛋白表达的影响[J].中国中医急症,2012,21(1): 47-48.

[36] De Filippis L, Delia D. Hypoxia in the regulation of neural stem cells. Cell Mol Life Sci. 2011;68(17):2831-2844.

[37] 吴宏伟,高健,李韶菁,等.基于液相色谱-串联质谱的氨基酸代谢组学方法研究黄芪注射液治疗脑缺血[J].分析化学,2013,41(3): 344-348.

[38] Porlan E, Perez-Villalba A, Delgado AC, et al. Paracrine regulation of neural stem cells in the subependymal zone. Arch Biochem Biophys. 2013;534(1-2):11-19.

[39] Leung KW, Yung KK, Mak NK, et al. Neuroprotective effects of ginsenoside-Rg1 in primary nigral neurons against rotenone toxicity. Neuropharmacology. 2007;52(3):827-835.

[40] 谢睿,张艳,刘建军,等.神经干细胞的特征及中药黄芪对其影响[J].局解手术学杂志,2004,13(14):275-277.

[41] 蒋犁,贾瑞喆,乔立兴,等.黄芪对新生鼠乏氧缺血脑损伤后海马区神经的保护及学习记忆能力的干预[J].中国临床康复,2006, 10(7): 154-157.

[42] 庄朋伟,张艳军.中药调控神经干细胞促进中枢神经系统神经再生与修复的研究进展[J].中国医药生物技术,2008,3(2):134-136.

引言

神经干细胞研究已成为当前国际神经科学和脑科学的热点，其重点和难点之一就是细胞的增殖和定向分化^[1]。自我增殖和多向分化能力是干细胞的特性，使其易作为脑脊髓损伤修复和退行性脑病治疗的理想材料^[2-3]。Carpenter等^[4]研究将重组神经生长因子基因导入神经干细胞后植入大鼠脊髓，获得分泌重组神经生长因子的神经干细胞，且分泌的神经生长因子促进损伤神经元存活及突起生长。
黄芪作为中国医学常用的抗衰老中药材之一^[5]，药用历史悠久。《神农本草经》中就有“补气固表，利尿，拔毒排脓，敛疮生肌”之记载，被尊为“疮家圣药”。现代药理研究报道黄芪作为重要的益气药，有免疫调节、抗菌、利尿、强心等药理作用[6]。在中医益气活血的理念引导下总是率先对其研究，取得了显著进展，尤其在心脑血管方面成果明确^[7]。
中医认为神经功能缺损通常是由肾精不足、脑髓空虚所致，补益中药可能有利于神经干细胞的增殖分化。研究报道银杏内酯B不仅能促进神经干细胞向神经元分化，还可促进分化细胞的成熟^[8]。体外实验研究表明人参皂苷单体对神经干细胞及神经元均有不同程度的保护作用，能明显提高缺血神经元活力和神经干细胞的存活率^[9]。
少量研究结果表明黄芪具有增殖和诱导分化骨髓间充质干细胞的潜能^[10]。黄进等^[11]认为黄芪多糖对体外培养的骨髓间充质干细胞增殖和干细胞因子表达有刺激作用。其能否对神经干细胞的增殖分化产生影响，尚鲜见报道。
近期研究表明蒙古黄芪提取物有促进小鼠轴突成熟并预防记忆损失作用^[12]，且在严重损伤时，能够促进神经元再生和神经轴突重建药物的作用^[13]，同时也能促进淀粉样多肽Aβ(25-35)损伤后造成认知缺陷小鼠萎缩神经突神经元的再生^[12]。但黄芪在修复脑损伤方面的作用机制尚未明确[14]，为积累实验资料，拓宽临床应用，实验选择黄芪注射液干预体外培养的神经干细胞，观察其生物活性变化。

材料方法

设计：细胞学体外观察实验。

时间及地点：于2009年1月至2010年11月在河北北方学院实验中心完成。

材料：

实验动物：孕16 d清洁级Wistar大鼠1只，体质量 421 g，购自中国医学科学院实验动物研究所，动物质量许可证编号：SCXK(京)2005-0013。

实验过程中对动物的处置符合中华人民共和国科学技术部2006年颁布的《关于善待实验动物的指导意见》的规定^[15]。

药物：黄芪注射液，购自大理药业有限公司，药物批准文号：国药准字Z53021676，主要成分为蒙古黄芪，经提取后制成灭菌水溶液，10 mL黄芪注射液相当于原药材20 g。

神经干细胞生物活性检测的主要试剂及仪器：

方法：

神经干细胞的分离与培养：孕鼠无菌取胚胎，于冷磷酸盐缓冲液(0.01 mol/L pH 7.4)中分离大脑皮质^[16]，放入预冷 DMEM/F₁₂无血清基础培养基。将皮质剪碎，吹打几次呈均匀悬浊状，75 μm筛网过滤，800 r/min (r=13.5 cm)离心5 min，弃上清，用含体积分数2%N₂，20 μg/L表皮生长因子、20 μg/L成纤维生长因子的 DMEM/F₁₂培养基重悬，以5×10⁸ L^-¹于培养瓶悬浮培养。每3 d半量换液1次，7 d后收集细胞球，吹打分散细胞球传代，倒置相差显微镜观察^[17]。

荧光免疫细胞化学法鉴定神经干细胞：收集传至第2代培养7 d增殖活跃的细胞球，涂片于已包被0.01%多聚赖氨酸的盖玻片上，吹干固定，滴加体积分数3%H₂O₂去离子水孵育10 min；冲洗，滴加封闭用正常山羊血清工作液室温孵育10 min；倾去勿洗，滴加兔抗大鼠多克隆巢蛋白抗体2 h；冲洗后滴加适当比例稀释的荧光Cy3化羊抗兔IgG二抗，37 ℃孵育1h；冲洗后甘油封固。经荧光免疫细胞化学法行巢蛋白染色鉴定。

细胞分组：收集传至第2代神经干细胞球稍吹打，将细胞随机分为对照组、50，200，400 g/L黄芪注射液组，每孔3 000个细胞接种于包被过的96孔板，每组4个复孔，分别以含0，50，200，400 g/L黄芪注射液的培养基(含2%N₂，20 μg/L表皮生长因子、20 μg/L成纤维生长因子的 DMEM/F₁₂培养基)培养。

另将细胞以5×10⁸ L^-¹细胞浓度接种于包被过的盖玻片上，在 6 孔培养板中，使悬浮的神经球贴附 2 h 后，通过比较50，200，400 g/L黄芪注射液组对神经干细胞活性的影响，选50 g/L黄芪注射液组培养液中加入体积分数10%胎牛血清，以无血清培养液中单加体积分数10%胎牛血清为对照，诱导神经干细胞分化7 d。饱和湿度、37 ℃、体积分数5%CO₂培养箱培养。

MTT法检测细胞活性：各组干预细胞在96孔板分别培养6，12，24 h后，换DMEM/F₁₂培养基加入20 μL MTT溶液(5 g/L)，继续培养4 h后终止，小心弃去培养液，每孔加入150 μL DMSO，37 ℃摇床上低速振荡10 min，酶标仪测量490 nm处的吸光度值。

免疫组化检测神经干细胞分化标志物的表达：取诱导分化6 d的盖玻片滴加体积分数3%H₂O₂去离子水孵育 10 min；冲洗，Triton X-100 37 ℃温育20 min；冲洗，滴加封闭用正常山羊血清工作液室温孵育10 min，倾去勿洗，滴加兔抗鼠胶质纤维酸性蛋白多克隆抗体、兔抗鼠神经元特异性烯醇化酶多克隆抗体孵育过夜；冲洗后滴加生物素化二抗工作液，室温孵育10 min。PBS冲洗，滴加辣根酶标记链霉卵白素工作液，室温孵育10 min，冲洗，DAB显色剂显色10 min；冲洗复染。

主要观察指标：神经干细胞增殖及分化活性。

统计学分析：应用SPSS16.0 软件包(美国SPSS公司)对数据进行处理。计量资料以x(_)±s表示，组间差异采用方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

目前，国内关于黄芪不仅可诱导内源性神经干细胞再生，也可以促进外源性移植神经干细胞的增殖和分化的研究很少，其中韦云飞等^[18]研究发现黄芪注射液能促进夹闭大脑中动脉的Wistar大鼠脑组织巢蛋白表达，并促进神经干细胞分化为神经元和神经胶质细胞。而Liu等^[19]观察单味黄芪红花注射液对神经干细胞分化有促进作用。

而此次实验是体外采用无血清培养法分离、培养细胞后，通过检测巢蛋白的表达鉴定培养的为神经干细胞；检测其增殖能力也证明了其干细胞特性，同时通过神经元特异性烯醇化酶染色和胶质纤维酸性蛋白染色证实具有多项分化的干细胞特性^[20]。进而观察不同质量浓度的黄芪注射液对其增殖活性的影响。

目前对黄芪药材及含君药黄芪的中成药的质量评价均以黄芪皂苷Ⅳ(黄芪甲苷)作为评价的指标^[21]。药理研究表明，黄芪注射液中主要有黄芪皂苷、黄芪酮、黄芪多糖3种不同的化学成分^[22]。它们都可以清除氧自由基，其中黄芪酮作用最显著，黄芪皂苷次之。

黄芪总苷具有心脑血管药理作用的标准药效组分，可抑制脑缺血再灌注损伤后脂质过氧化反应导致的脑组织损伤，提高抗氧化酶活性^[23]；抑制脑缺血再灌注后Na⁺-K⁺-ATP酶、一氧化氮合酶活性、一氧化氮含量的降低和兴奋性氨基酸的升高。黄芪总黄酮有效的抗氧化活性能够改善动脉粥样硬化。Wang等^[24]在动物试验中发现总黄酮明显的降低总胆固醇和低密度脂蛋白胆固醇，增加高密度脂蛋白胆固醇水平；减少大动脉脂纹面积。还发现其有清除超氧化物及氧自由基，随着浓度的增高这种作用增强。同时在体实验研究表明，在缺血再灌注模型中有效的抑制自由基。黄芪多糖一方面可直接作用于免疫细胞。Frøkiær等^[25]研究黄芪根和接骨木果提取物在鼠衍生的树突状细胞中，对嗜酸乳酸杆菌的干扰素刺激作用。在树突状细胞中两者增强干扰素诱导嗜酸乳酸杆菌活性，提示有抗病毒的免疫增强活性。另一方面也可通过神经-内分泌-免疫系统网络间的相互调节发挥作用。蒙古黄芪多糖可通过抑制P38信号途径，而抑制脂多糖诱导的肿瘤坏死因子α和白细胞介素8基因表达，在脂多糖诱导损伤的肠上皮细胞中，肿瘤坏死因子α和白细胞介素8的mRNA水平明显高于对照组^[26]。黄芪多糖的线粒体保护和抗衰老活性研究发现：在BALB/c小鼠体内黄芪多糖能增强超氧化物歧化酶、过氧化物酶、谷胱甘肽过氧化物酶和抗羟基自由基活性^[27]。

《中国药典》收载蒙古黄芪Astragalus membranaceus (Fisch.) Bge.var.mongholicus (Bge.) Hsiao或膜荚黄芪 Astragalus membranaceus (Fisch.) Bge(中国黄芪属特有植物——淡紫花黄芪 Astragalus membranaceus f.pallidipurpureus Hsiao做膜荚黄芪用)以干燥根作为正品入药^[28]。因此更为结合临床应用的研究显示其能够提高机体对创伤的修复能力^[29-31]，增加损伤部位血供^[32]，促进中枢神经再生及功能重建。调节脑损伤后内源性神经生长因子的表达，并促进神经干细胞增殖、迁移及分化，有助功能恢复。研究表明黄芪多糖能减轻脑缺血再灌注引起的神经细胞损伤、改善海马神经功能，其作用机制与提高海马乙酰胆碱和五羟色胺含量，促进c-fos基因表达有关^[33]。贾瑞喆等^[34]研究乏氧缺血所致新生儿脑损伤时，以新生大鼠建立乏氧缺血脑损伤的模型，分假手术组、模型组、黄芪治疗组观察并对比发现模型组结扎侧海马caspase-3 mRNA表达于乏氧缺血后6 h轻度升高，24 h达高峰，48 h后下降，5 d和7 d时恢复至基础水平。黄芪组乏氧缺血后结扎侧海马神经细胞死亡率明显降低、caspase-3 mRNA的表达峰值降低了44%-46%，成熟大鼠的学习记忆能力明显提高。实验表明黄芪对受损的未成熟脑海马部位有明显的神经保护功能。黄芪可以有效抑制未成熟脑缺氧缺血损伤后海马区神经细胞的凋亡，提高神经细胞存活率，此种保护作用与抑制半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶D9的表达有关。同时黄芪能够明显改善未成熟脑缺氧缺血损伤后的学习记忆能力。曲友直等^[35]发现黄芪注射液对脑缺血再灌注损伤后使紧密连接蛋白1蛋白的表达显著增加，从而保护血脑屏障。

实验中黄芪注射液作用于体外培养的神经干细胞发现，不同浓度的黄芪注射液作用不同时间，均对神经干细胞的增殖活性产生影响。在最初的24 h内，药物对细胞增殖活性有促进作用，以50 g/L浓度组最为明显；200，400 g/L在12 h之前作用明显；在培养6 h时黄芪注射液组均高于对照组。在6-24 h范围内细胞活性高于空白对照组，但有逐渐减弱的迹象，后继的变化有待进一步研究。研究也表明在开始的12 h细胞增殖较活跃，这个阶段细胞对浓度、环境等较敏感^[36]。实验结果的差异可能与增殖条件和方法有关。黄芪注射液成分多样，作用复杂^[37]，所以神经干细胞增殖的微环境实时变化^[38]。应进一步深入研究增殖条件和方法。改用含有血清的培养基后神经干细胞很快贴壁开始分化，免疫组化示细胞较多的分化成神经元特异性烯醇化酶阳性细胞，说明对促进神经干细胞分化为神经元细胞有一定作用。

综上所述，黄芪注射液有促进神经干细胞生物活性的作用及细胞营养保护作用^[39-41]。因此有一定的临床应用价值，祖国医学很早就有使用黄芪的医案，也可见其应用的可行性^[42]，但其如何广泛应用于临床，发挥其治疗神经系统疾病的作用有待更深入的研究。

增强大鼠神经干细胞生物活性的黄芪注射液

Astragalus injection strengthens biological viability of rat neural stem cells

PDF

可视化

被引次数

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 4

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	耿秋东, 葛海雅, 王和鸣, 李楠. 基于网络药理学探讨龟鹿二仙胶治疗骨关节炎的作用及机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1229-1236.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.