环氧二十碳三烯酸与组织和器官再生：研究现状及未来发展

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.1076

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
血管生成：是从已有的毛细血管或毛细血管后静脉发展而形成的，首先是血管基底膜降解和血管内皮细胞被激活，进而血管内皮细胞发生增殖和迁移，最后重建形成新的血管和血管网。血管形成是促血管形成因子和抑制因子多种生物因子协调作用的复杂过程，正常情况下二者处于平衡状态，一旦该平衡打破，血管系统即被激活，使血管生成过度或抑制血管系统使血管退化。
血管内皮生长因子：是高度保守的同源二聚体糖蛋白，是一种强有力的血管生成因子，由于mRNA不同的剪切方式，产生多种蛋白形式，其中血管内皮生长因子121，145，165是分泌型可溶性蛋白，能直接作用于血管内皮细胞促进血管内皮细胞增殖，增加血管通透性。

摘要
背景：环氧二十碳三烯(epoxyeicosatrienoic acids，EETs)是体内花生四烯酸的一种正常代谢产物。早期对于EETs的临床研究主要集中于炎症、疼痛、心血管和癌症疾病等方面，近年通过在体内和体外实验发现EETs与组织和器官生长及再生有密切关系。
目的：综述EETs的来源及代谢、EETs在组织和器官再生方面的研究、及EETs与新生血管形成、炎症相关的组织再生机制，以期为将来的研究提供理论基础。
方法：由第一作者分别以“epoxyeicosatrienoic acids,tissue regeneration，organ regeneration，Angiogenesis”或“环氧二十碳三烯酸，组织再生，器官再生，血管生成”为检索词，检索2000年1月至2018年2月中国期刊全文数据库(CNKI)、PubMed数据库中相关文章。最终选取69篇代表性文献进行综述。
结果与结论：EETs作为花生四烯酸代谢产生的重要脂质分子，对组织和器官的生长及再生具有重要作用。其相关的机制研究主要集中于新生血管形成这一方面，在组织修复和再生中还涉及促炎因子和抗炎因子调节，研究显示EETs是调节炎症、疼痛和血管生成等过程的重要信号分子。进一步研究花生四烯酸代谢物EETs与组织和器官生长及再生的作用机制，可能为软组织缺损疾病，牙周病、创伤、炎症和肿瘤等造成的骨缺损疾病提供一种新的治疗思路。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程
ORCID: 0000-0002-7708-7322(党海霞)

关键词: EETs, 组织和器官再生, 血管生成

Abstract:

BACKGROUND: Epoxyeicosatrienoic acids are lipid mediators produced by arachidonic acid metabolism. Early clinical studies on epoxyeicosatrienoic acids mainly focus on inflammation, pain, cardiovascular and cancer diseases. In recent years, epoxyeicosatrienoic acids have been found to be closely related to regeneration of tissues and organs in vivo and in vitro.
OBJECTIVE: To review the origin and metabolism of epoxyeicosatrienoic acids, the role of epoxyeicosatrienoic acids in the tissue and organ regeneration as well as related mechanisms associated with neovascularization and inflammation, so as to provide the basis for future research.
METHODS: CNKI and PubMed databases were searched using the keywords of “epoxyeicosatrienoic acids, tissue regeneration, organ regeneration, angiogenesis” in Chinese and English, respectively, to retrieve relevant articles published from January 2000 to February 2018. Sixty-nine representative articles were selected for overview.
RESULTS AND CONCLUSION: Epoxyeicosatrienoic acids, as important lipid molecules produced by arachidonic acid, play an important role in the growth and regeneration of tissues and organs. The related mechanisms mainly focus on the neovascularization. Tissue regeneration and repair involve the regulation of proinflammatory and anti-inflammatory cytokines. Epoxyeicosatrienoic acids have been shown to be the important signals in regulating inflammation, pain and neovascularization. Consequently, the further exploration of the relevant mechanisms of epoxyeicosatrienoic acids in tissue and organ regeneration, can provide novel treatment idea for soft tissue defects, and other defects caused by periodontitis, trauma, inflammation and tumor.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

Key words: Arachidonic Acid, Regenerative Medicine, Blood Vessels, Tissue Engineering

中图分类号:

R458

党海霞1，王福. 环氧二十碳三烯酸与组织和器官再生：研究现状及未来发展[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1122-1128.

Dang Haixia1, Wang Fu2. Epoxyeicosatrienoic acids in tissue and organ regeneration: research status and prospects[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2019, 23(7): 1122-1128.

图/表（结果） 2

2.1 EETs的来源及代谢 EETs是花生四烯酸的代谢产物。花生四烯酸在生物体内主要是以磷脂的形式存在于细胞膜上，当细胞膜受到各种刺激时，其通过甘油二酯脂肪酶和磷脂酶A2等多种酶代谢而产生游离的花生四烯酸，而后迅速被一系列酶代谢而生成脂质介质，这一代谢过程被称为信号级联反应^[8-10]。该信号级联的脂质信号在调节许多基本生物过程中发挥着很重要的作用，成为人类多种疾病重要的治疗靶点^[8-10]。花生四烯酸主要有3条代谢通路：环氧合酶(Cyclooxygenase，COX)，脂氧合酶(Lipoxygenase，LOX)和细胞色素P450(Cytochrome P450，CYP)代谢途径^[8]。花生四烯酸通过环氧合酶和脂氧合酶途径主要合成前列腺素和白三烯，这两类类花生酸在组织再生方面已有广泛研究^[11-12]，而关于CYP衍生的类花生酸研究主要集中于炎症和心血管功能^[8^，^13]。

花生四烯酸的CYP代谢途径又分为两个分支：CYP的ω-1羟化酶(主要为CYP4A和CYP4F)催化花生四烯酸羟基化生成19-羟二十酸(19-hydroxyeicosatetraenoic acid，19-HETE)和20羟二十烷四烯酸(20-hydroxyeicosatetraenoic acid，20-HETE)。其中，20-HETE被研究证实可诱发高血压、内皮功能障碍、炎症、心血管疾病、血管生成和肿瘤成长^[14-17]。CYP途径的另一个分支，即CYP表氧化酶(主要是CYP2C和CYP2J)催化花生四烯酸环氧化生成EETs，其包括4种异构体，即5，6-EET，8，9-EET，11，12-EET和14，15-EET^[5]。EETs的生物活性较高，但其在体内高度不稳定，在体内合成后即迅速被可溶性环氧化物水解酶(soluble epoxide hydrolase，sEH，由EPHX2编码) 水解生成相对应的生理活性较低的双羟基二十碳四烯酸(dihydroxyeicosatrienoic acids，DHETs)，相应的4种异构体为：5，6-DHET、8，9-DHET、11，12-DHET和14，15-DHET(见图1)。当前，通过靶向阻断sEH而提高内源性EETs成为主要研究手段。在过去的10多年，人们对于sEH的抑制剂(soluble epoxide hydrolase inhibitor，sEHi)进行了大量的研发，从早期的环氧类sEHi已开发到第3代脲类sEHi，sEHi在体内应用和临床试验中得到了快速的发展^[18-21]。

2.2 EETs促进组织和器官的生长及再生

2.2.1 EETs促进组织生长研究显示，EETs具有促进胰岛增大和轴突生长的功能。Luria等^[22]发现EETs可增加胰岛的大小并可改进胰岛素的信号和灵敏度。该研究组通过基因敲除编码sEH的基因EPHX2以及外源性给予sEHi研究发现，与野生型小鼠相比，实验组小鼠胰岛明显增大，胰腺组织学切片发现新生血管明显增多。此外，有研究者通过体外研究发现，EETs还具有促进轴突生长的功能^[3]。该研究组运用大脑皮质、交感神经、感觉神经原代神经元细胞培养物，通过免疫反应证实sEH位于神经元的轴突，通过添加外源性EETs以及sEHi发现，与对照组相比，实验组神经元细胞轴突长度明显增长。

2.2.2 EETs促进组织和器官再生近些年研究表明，EETs具有促进伤口愈合、颅骨缺损区骨组织再生、角膜新生血管、新生视网膜血管形成及器官再生等功能^[2^，^4-5]。有研究者通过体外实验在小鼠耳背部创建标准化的全层皮肤缺损创面，发现EETs可明显促进伤口处上皮和血管新生，并研究得出该作用可能是通过SDF1α和血管内皮生长因子(vascular endothelia growth factor，VEGF)协同上调实现的^[4]。在骨组织再生方面，利用C57BL/6小鼠颅骨缺损模型，发现14，15-EET处理侧新生骨量、血管内皮生长因子表达和新生血管数较对照侧明显增多，提示14，15-EET促进颅骨缺损区骨组织再生可能与其改善局部微循环有关^[2]。这些研究结果可能为牙周病、创伤、炎症和肿瘤等造成的骨缺损疾病提供一种新的治疗思路。此外，2013年Panigrahya等^[5]，发现EETs可明显促进伤口愈合、角膜新生血管和视网膜血管的形成。通过基因学和药理学手段控制内源性EETs水平发现EETs在促进器官再生中也发挥了关键的作用，能够促进肝再生，肾和肺代偿性生长。这些研究结果为评估EETs或sEHi对人类多种疾病作为新的治疗靶点提供了线索，可望用于肝损伤或手术切除后的肝功能不全的组织再生。此外，鉴于EETs具有促进肺代偿性生长的作用，EETs或其代谢酶抑制剂sEHi可能对肺发育不良具有一定的治疗效果，如支气管肺发育不良^[5]。

2.3 EETs促进组织再生的机制研究见表1。

2.3.1 EETs促进血管形成在组织和器官的生长及再生中内皮细胞发挥了很重要的作用^[4-5]。研究者发现内皮细胞同时表达细胞色素P450环氧化酶和sEH，且在脉管系统中，有生物活性的EETs主要是由内皮细胞产生^[23-24]。

(1)EETs调控血管形成的通路：组织和器官再生，新生血管的形成是一个必需因素^[25-26]。关于EETs和血管形成之间的关系最开始被发现于星形胶质细胞和内皮细胞共培养的研究中，研究者发现由星形胶质细胞释放的EETs可增加胸苷掺入内皮细胞进而引起毛细管状结构的形成^[27]。近年，有研究者发现CYP衍生的11，12-EET对缺氧刺激下的视网膜表现出促血管生成的生物学效应^[28]。并研究显示11，12-EET可通过激活独立于血管发生内皮的独特AP-1/runx1转录程序来促进造血干细胞和祖细胞的造血，且这种效应需要PI3K途径的激活，特别是PI3Kγ^[29]。此外，通过转基因小鼠进行肝脏基底膜胶塞法和角膜微囊法研究发现EETs可诱导新生血管的形成，同时发现肝窦内皮细胞血管内皮生长因子表达明显增加，推测EETs促进肝再生主要是通过提高血管内皮生长因子表达进而促进新生血管形成而实现的，这种作用依赖于内皮细胞衍生的EETs^[5]。早期研究已经证实，在组织再生中内皮细胞的作用超过了新生血管形成所起到的作用^[22]，内皮细胞不仅分泌EETs，也分泌血管生长因子，通常构成一个正反馈回路以维持营养的供应^[5^，²²^，^30]。另外，有学者研究得出：Src依赖性STAT-3介导的血管内皮生长因子是14，15-EET诱导血管生成一个主要的机制。该研究组利用皮肤微血管内皮细胞发现：14，15-EET可刺激STAT-3的酪氨酸磷酸化进而使其从胞质易位到胞核，用腺病毒抑制STAT-3后，14，15-EET诱导的人皮肤微血管内皮细胞迁移、管腔形成和基质胶塞血管形成等现象基本上被抑制，而Src的酪氨酸磷酸化又可促进14，15-EET诱导STAT-3的酪氨酸磷酸化，进一步研究发现14，15-EET诱导的STAT-3结合血管内皮生长因子启动子，进而促进了新生血管的形成^[31]。

(2)EETs与内皮细胞迁移和细胞外基质的降解：内皮细胞迁移和细胞外基质的降解是血管生成过程的必要步骤。在迁移之前，内皮细胞降解成熟血管周围的基质，主要有胶原、弹性蛋白、纤连蛋白和蛋白聚糖。在血管形成中，基质金属蛋白酶，如胶原酶、明胶酶、溶基质素、金属弹性蛋白酶和膜型基质金属蛋白酶，可降解细胞外基质为内皮细胞的迁移提供空间同时释放关键生长因子。研究证实11，12-EET和14，15-EET可以激活一个或多个金属蛋白酶增强内皮细胞迁移并促进肝素结合表皮生长因子从细胞表面释放^[32-33]。与已报道的EETs对平滑肌细胞具有抑制作用相反，可促进内皮细胞迁移^[34]，其机制可能与一氧化氮合酶，MEK/ MAPK和PI3-K等信号通路有关。周细胞为血管平滑肌细胞的前体细胞，研究表明内皮周细胞对血管成熟是必需的。在“血管肌生成”过程中，周细胞通过抑制内皮细胞的增殖和迁移以及刺激细胞外基质的产生以稳定新生血管，从而保护新的内皮细胞。早期研究表明，在高脂血症sEH基因敲除小鼠中由股骨袖损伤引起的新内膜形成减少^[35]，且基于尿素的sEH抑制剂，如1-环己基-3-十二烷基脲(1-cyclohexyl-3-dodecyl urea，CDU)和12-(((三环(3.3.1.13，7)癸-1-基氨基)羰基)氨基)-环己基- 3-十二烷基脲十二烷酸(adamantyl dodecanoic acid urea，AUDA)，研究发现可抑制血小板源性生长因子诱导的人主动脉血管平滑肌细胞的增殖^[36-37]。最近又有研究表明，sEH抑制剂AUDA虽然抑制大鼠血管平滑肌细胞的增殖，但可增强其迁移能力，并得出这些影响可能不是通过稳定EETs调节的。该研究显示AUDA主要通过降低肽基/脯氨酰异构酶和增加血红素加氧酶1(Heme oxygenase-1，HO-1)的表达来抑制血小板源性生长因子诱导的大鼠血管平滑肌细胞的增殖^[38]。

(3)EETs与单核细胞的招募：血管生成中的另一个重要因素是对不同细胞类型的招募，即对单核细胞和内皮细胞管周细胞的招募，后者对成熟血管的稳定形成是必需的。将单核细胞招募至血管生成活性的位点似乎是很重要的，因为这些细胞通过内皮迁移时，释放促进血管反应多种不同的生长因子。多个可溶性因子参与了这一过程，如单核细胞趋化蛋白1，其通过增强单核细胞的聚集促进血管生长^[39]。单核细胞黏附至内皮是由黏附分子介导的，包括细胞间黏附分子和血管细胞黏附分子。虽然EETs具有抗炎作用，可减少细胞间黏附分子1，但由于活性氧的产生和核转录因子kB(Nuclear factor κB，NF-κB)的活化，CYP2C9的表达可诱导内皮细胞血管细胞黏附分子1的表达^[40]。因此，可能CYP2C在血管生成过程中也参与了单核细胞的招募。

2.3.2 EETs抗炎与再生炎症的动态行为对组织修复和再生具有重要的影响。损伤后的组织修复是一个复杂的代谢过程，常取决于组织的再生能力和炎症反应情况，结果通常并不理想，多数情况均会出现一定程度的纤维化，这是由胶原结缔组织积累形成的。伤口处的炎症细胞通常产生趋化因子、代谢产物、生长因子等，如果反应失调，伤口便会发生慢性或渐进性纤维化，这将损害组织功能，最终可能导致器官衰竭和死亡^[41]。在组织工程研究中，研究发现促炎和抗炎细胞因子在间充质干细胞分化和骨再生发生中发挥了重要的调节作用^[42]，炎症反应是骨修复中一个的重要过程^[43]，炎症刺激可以招募干细胞并参与骨的调节^[44-45]。而间充质干细胞，可抑制单核细胞增殖和抑制未成熟树突状细胞分化进而参与免疫调节^[46]，减少炎性细胞因子而增加抗炎因子^[47]。另外，在骨再生研究方面，有多种骨相关疾病存在有炎性微环境的参与，无论是以急性或慢性的方式，如牙周炎、骨折和口颌面畸形等。这种炎症的微环境对内源性再生能力和基于骨髓间充质干细胞的外源性再生均具有重要影响，如取自发炎组织的牙周膜干细胞，其免疫调节功能显著失调，导致免疫反应失衡，破骨细胞生成加速，并加剧了牙周炎炎症性牙槽骨的丢失^[48-49]。研究显示，EETs或sEHi具有显著的抗炎作用^[1^，⁸^，^40]。如在培养的内皮细胞中，纳摩尔浓度的11，12-EET或CYP2C的过表达可防止血管细胞黏附分子1的表达上调^[40]。这些效果与转录因子NF-κB和IKB激酶的抑制是相关联的，然而，EETs抑制这些转录因子的机制仍有待确定，但是通过EETs调节局部微环境炎症促进组织再生已显示其应用前景。

2.3.3 EETs与干细胞命运有研究者证实了EETs具有抑制脂肪组织形成和破骨细胞形成的作用^[6-7]。Vanella等^[6]在体外研究发现EETs可抑制间充质干细胞衍生的脂肪干细胞的增殖和分化，研究者在培养的脂肪细胞中加入EETs激动剂后发现小脂肪细胞数增加，脂肪酸合酶，过氧化物酶体增殖物激活受体-γ(Peroxisome proliferator-activated receptor-γ，PPARγ)，CCATT/增强结合蛋白α(CCATT/enhancer binding protein alpha，C/EBPα)均降低，同时伴随着血红素加氧酶1-脂联素的上调和葡萄糖摄取的增加，运用血红素加氧酶1和AKT抑制剂能够逆转EETs抑制成脂效应，表明EETs调节人间充质干细胞成脂分化与血红素加氧酶1-pAKT信号活化和PPARγ水平降低密切相关。后期研究显示EETs和血红素加氧酶的相互作用可使BTB-CNC异体同源体1(BTB-CNC homology 1，Bach1)和成脂相关标识基因表达下调^[50]。

最近体内外研究发现EETs可抑制破骨细胞形成而减少卵巢切除后骨丧失^[7]，其抑制破骨形成与NF-κB受体活化因子配体(Receptor Activator for Nuclear Factor-κB Ligand，RANKL)信号通路密切相关：在骨形成过程中，EETs可终止NF-κB受体活化因子配体诱导的NF-κB，活化蛋白激酶1(Protein kinase-1，AP-1)和MAPKs(包括ERK和JNK)通路；EETs也能够抑制NF-κB受体活化因子配体刺激引起的活性氧产生。此外，EETs抑制抗酒石酸酸性磷酸酶(Tartrate-resistant acid phosphatase，TRAP)、组织蛋白酶K(Cathepsin K，CK)、基质金属蛋白酶9和NF-kB受体活化因子(Receptor Activator for Nuclear Factor-κB，RANK)等破骨相关特异基因的表达。破骨细胞和成骨细胞在维持骨稳态中十分重要，涉及复杂的信号通路^[51]。研究表明，经典的Wnt信号通路和RANKL/RANK/OPG信号通路在成骨细胞和破骨细胞增殖、分化、凋亡等方面发挥着重要的作用^[52-53]。近些年研究显示，PI3K/Akt信号通路调控成骨细胞和破骨细胞的增殖、分化及凋亡，且该作用与MAPK、MEK/ERK、mTOR、Src等信号之间存在密切关系^[54-55]。因此，基于EETs能够通过抗炎，抑制成脂和破骨发生参与这些信号通路的调节，或许可被用于干细胞组织工程再生研究，为组织缺损疾病提供一种新的治疗思路。

2.4 EETs在临床中的应用 EETs临床前研究数据显示，EET具有显著的抗炎、心血管保护及促血管形成等作用^[56-59]。但目前关于其在临床中的研究及其有限，主要集中于不同类型的sEHi的药代动力学和药物学特性研究。如研究证实两种sEHi，GSK2256294和AR9281在受试者中均表现出良好的耐受性，除GSK2256294有头痛和接触性皮炎的不良反应外，两者均未出现严重的不良反应^[60-61]。此外，在28例未治疗的原发性高血压患者和30名健康志愿者进行试验发现，EETs有助于预防导管动脉内皮功能发生障碍^[62]；在健康不吸烟的12名受试者中研究发现EETs在静息生理条件下具有调节视网膜血管张力和血流量的作用^[63]。到目前为止，部分药物和中药已经被证实具有抑制sEH活性的作用。如：索拉非尼，一种新型多靶向性的治疗肿瘤的口服药物，早在2009年研究者便发现治疗剂量的索拉非尼能够靶向抑制sEH的活性，具有抗炎和抗高血压效果，推测这可能是由于其抑制血管内皮生长因子受体和其他激酶而实现的^[64]；卷柏属，一种在中国和韩国较为常用的草药，由于其有促进血液循环的作用，被广泛用于癌症，肝炎，糖尿病和皮肤病的治疗，2015年Kim等^[65]研究发现其可有效抑制sEH的活性；瘤药树根中的尿素化合物1，3-双(4-甲氧基苄基)尿素被研究证实具有抑制sEH的活性的作用，且在体内炎症性疼痛模型中可起到局部镇痛的作用^[66]；杜仲叶和金合欢的水提取物，被鉴定含有抑制sEH活性和抗炎特性的生物活性成分^[67-68]；蒽醌，一种来自芦荟的提取物，也被报道具有抑制sEH的活性^[69]。这些sEHi药物为再生方面的临床转化提供了潜在的来源，是否具有组织再生作用还需更多的临床前研究，随着研究的深入和药物试验开展，内源性代谢产物EETs可能成为再生治疗新的治疗靶点。

参考文献

[1] Morisseau C, Hammock BD. Impact of soluble epoxide hydrolase and epoxyeicosanoids on human health. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2013;53(2):37-58.

[2] 党海霞,霍欣茹,王福,等.14,15-环氧二十碳三烯酸促进颅骨缺损骨再生[J].口腔医学研究,2016,32(7):692-695.

[3] Abdu E, Bruun DA, Yang D, et al. Epoxyeicosatrienoic acids enhance axonal growth in primary sensory and cortical neuronal cell cultures. J Neurochem. 2011;117(4): 632-642.

[4] Sander AL, Jakob H, Sommer K, et al. Cytochrome P450-derived epoxyeicosatrienoic acids accelerate wound epithelialization and neovascularization in the hairless mouse ear wound model. Langenbecks Arch Surg. 2011;396(8): 1245-1253.

[5] Panigrahy D, Kalish BT, Huang S, et al. Epoxyeicosanoids promote organ and tissue regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013;110(33):13528-13533.

[6] Vanella L, Kim DH, Sodhi K, et al. Crosstalk between EET and HO-1 downregulates Bach1 and adipogenic marker expression in mesenchymal stem cell derived adipocytes. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2011;96(1):54-62.

[7] Guan H, Zhao L, Cao H, et al. Epoxyeicosanoids suppress steoclastogenesis and prevent ovariectomy-induced bone loss. FASEB J. 2015;29(3):1092-1101.

[8] Shahabi P, SiestG, Visvikis-siest S. cytochrome P450 epoxygenase-derived epoxyeicosatrienoic acids. Drug Metab Rev. 2014;46(1):33-56.

[9] Buczynski MW, Dumlao DS, Dennis EA. Thematic review series: proteomics. An integrated omics analysis of eicosanoid biology. J Lipid Res. 2009;50(11):1015-1038.

[10] Funk CD. Prostaglandins and leukotrienes: advances in eicosanoid biology. Science. 2001;294(5548):1871-1875.

[11] Buch PR, Desai I, Balakrishnan S. COX-2 activity and expression pattern during regenerative wound healing of tail in lizard Hemidactylus flaviviridis. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2018;135:11-15.

[12] Chiang N, Riley IR, Dalli J, et al. New maresin conjugates in tissue regeneration pathway counters leukotriene D4-stimulated vascular responses. FASEB J. 2018;32(7): 4043-4052.

[13] He J, Wang C, Zhu Y, et al. Soluble epoxide hydrolase: A potential target for metabolic diseases. J Diabetes. 2015; 8(3):305-313.

[14] Elshenawy OH, Anwar-Mohamed A, El-Kadi AO. 20-Hydroxyeicosatetraenoic acid is a potential therapeutic target in cardiovascular diseases. Curr Drug Metab. 2013; 14(6):706-719.

[15] Hoopes SL, Garcia V, Edin ML, et al. Vascular actions of 20-HETE.Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2015;120:9-16.

[16] Imig JD. Epoxyeicosatrienoic Acids and 20-Hydroxyeicosatetraenoic Acid on Endothelial and Vascular Function. Adv Pharmacol. 2016;77:105-141.

[17] Garcia V, Schwartzman ML. Recent developments on the vascular effects of 20-hydroxyeicosatetraenoic acid. Curr Opin Nephrol Hypertens. 2017;26(2):74-82.

[18] Swardfager W, Hennebelle M, Yu D, et al. Metabolic/ inflammatory/vascular comorbidity in psychiatric disorders; soluble epoxide hydrolase (sEH) as a possible new target. Neurosci Biobehav Rev. 201887:56-66.

[19] Lee KS, Liu JY, Wagner KM, et al. Optimized inhibitors of soluble epoxide hydrolase improve in vitro target residence time and in vivo efficacy. J Med Chem. 2014;57(16):7016-7030.

[20] Yu Z, Xu F, Huse LM, et al. Soluble epoxide hydrolase regulates hydrolysis of vasoactive epoxyeicosatrienoic acids. Circ Res. 2000;87(11):992-998.

[21] Imig JD, Zhao X, Zaharis CZ, et al. An orally active epoxide hydrolase inhibitor lowers blood pressure and provides renal protection in salt-sensitive hypertension. Hypertension. 2005; 46(4):975-981.

[22] Luria A, Bettaieb A, Xi Y, et al. Soluble epoxide hydrolase deficiency alters pancreatic islet size and improves glucose homeostasis in a model of insulin resistance. Proc Natl Acad Sci U S A. 2011;108(22):9038-9043.

[23] Fleming I. Vascular cytochrome p450 enzymes: physiology and pathophysiology. Trends Cardiovasc Med. 2008;18(1): 20-25.

[24] Street J, Bao M, Bunting S, et al. Vascular endothelial growth factor stimulates bone repair by promoting angiogenesis and bone turnover. Proc Natl Acad Sci U S A. 2002;99(15): 9656-9661.

[25] Folkman J. Angiogenesis: an organizing principle for drug discovery? . Nat Rev Drug Discov. 2007;6(4):273-286.

[26] 鲍小刚,许国华.组织工程骨的快速血管化[J].中国组织工程研究,2015,19(7):1063-1069.

[27] Zhang C, Harder DR. Cerebral capillary endothelial cell mitogenesis and morphogenesis induced by astrocytic epoxyeicosatrienoic acid. Stroke. 2002;33(12):2957-2964.

[28] Capozzi ME, McCollum GW, Penn JS. The role of cytochrome P450 epoxygenases in retinal angiogenesis. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014;55(7):4253-4260.

[29] Pulin Li, Jamie L, Lahvic, et al. Epoxyeicosatrienoic Acids Enhance Embryonic Haematopoiesis and Adult Marrow Engraftment. Nature. 2015;523(7561):468-471.

[30] Tassi E, McDonnell K, Gibby KA, et al. Impact of fibroblast growth factor-binding protein–1 expression on angiogenesis and wound healing. Am J Pathol. 2011;179(5):2220-2232.

[31] Cheranov SY, Karpurapu M, Wang D, et al. An essential role for SRC-activated STAT-3 in 14, 15-EET–induced VEGF expression and angiogenesis. Blood. 2008;111(12):5581-5591.

[32] Michaelis UR, Fisslthaler B, Barbosa-Sicard E, et al. Cytochrome P450 epoxygenases t2C8 and 2C9 are implicated in hypoxia-induced endothelial cell migration and angiogenesis. J Cell Sci. 2005;118(23):5489-5498.

[33] Chen JK, Capdevila J, Harris RC. Heparin-binding EGF-like growth factor mediates the biological effects of P450 arachidonate epoxygenase metabolites in epithelial cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2002;99(9):6029-6034.

[34] Xu DY, Davis BB, Wang ZH. A potent soluble epoxide hydrolase inhibitor, t-AUCB, acts through PPARγ to modulate the function of endothelial progenitor cells from patients with acute myocardial infarction. Int J Cardiol. 2013;167(4):1298-1304.

[35] Revermann M, Schloss M, Barbosa-Sicard E. Soluble epoxide hydrolase deficiency attenuates neointima formation in the femoral cuff model of hyperlipidemic mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2010;30(5):909-914.

[36] Davis BB, Thompson DA, Howard LL. Inhibitors of soluble epoxide hydrolase attenuate vascular smooth muscle cell proliferation. Proc Natl Acad Sci U S A. 2002;99(4):2222-2227. [37] Ng VY, Morisseau C, Falck JR, et al. Inhibition of smooth muscle proliferation by urea-based alkanoic acids via peroxisome proliferator-activated receptor alpha-dependent repression of cyclin D1. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2006; 26(11):2462-2468.

[38] Kim HS, Kim SK, Kang KW. Differential Effects of sEH Inhibitors on the Proliferation and Migration of Vascular Smooth Muscle Cells. Int J Mol Sci. 2017;18(12):2683.

[39] Carmeliet P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 2000;6(4):389-395.

[40] Fleming I, Michaelis UR, Bredenkötter D, et al. Endothelium-derived hyperpolarizing factor synthase (Cytochrome P450 2C9) is a functionally significant source of reactive oxygen species in coronary arteries. Circ Res. 2001; 88(1):44-51

[41] Eming SA, Wynn TA, Martin P. Inflammation and metabolism in tissue repair and regeneration. Science. 2017;356(6342): 1026-1030.

[42] Liu H, Li D, Zhang Y, et al. Inflammation, mesenchymal stem cells and bone regeneration. Histochem Cell Biol. 2018;149 (4): 393-404.

[43] Runyan CM, Gabrick KS. Biology of Bone Formation, Fracture Healing, and Distraction Osteogenesis. J Craniofac Surg. 2017;28(5):1380-1389.

[44] Chen FM, Lu H, Wu LA, et al. Surface-engineering of glycidyl methacrylated dextran/gelatin microcapsules with thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide) gates for controlled delivery of stromal cell-derived factor-1α. Biomaterials. 2013;34(27):6515-6527.

[45] Godot V, Arock M, Garcia G, et al. H4 histamine receptor mediates optimal migration of mast cell precursors to CXCL12. J Allergy Clin Immunol. 2007;120(4):827-834.

[46] Melief SM, Zwaginga JJ, Fibbe WE, et al. Adipose tissue-derived multipotent stromal cells have a higher immunomodulatory capacity than their bone marrow-derived counterparts. Stem Cells Transl Med. 2013;2(6):455-463.

[47] Kim KS, Kim HS, Park JM, et al. Long-term immunomodulatory effect of amniotic stem cells in an Alzheimer's disease model. Neurobiol Aging. 2013;34(10): 2408-20.

[48] Liu D, Xu J, Liu O, et al. Mesenchymal stem cells derived from inflamed periodontal ligaments exhibit impaired immunomodulation. J Clin Periodontol. 2012;39:1174-1182.

[49] Liu Y, Wang L, Kikuiri T, et al. Mesenchymal stem cell-based tissue regeneration is governed by recipient T lymphocytes via IFN-γ and TNF-α. Nat Med. 2011;17:1594-1601.

[50] Vanella L, Kim D H, Sodhi K, Barbagallo I, Burgess AP, Falck JR, Schwartzman ML, Abraham NG. Crosstalk between EET and HO-1 downregulates Bach1 and adipogenic marker expression in mesenchymal stem cell derived adipocytes. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2011;96(1):54-62.

[51] Harada S, Rodan GA. Control of osteoblast function and regulation of bone mass. Nature. 2003;15; 423(6937): 349-355.

[52] Zhu XB, Lin WJ, Lv C, et al. MicroRNA-539 promotes osteoblast proliferation and differentiation and osteoclast apoptosis through the AXNA-dependent Wnt signaling pathway in osteoporotic rats. J Cell Biochem. 2018 Jun 12.

[53] Bao Y, Gao Y, Du M, et al. opical Treatment with Xiaozheng Zhitong Paste (XZP) Alleviates Bone Destruction and Bone Cancer Pain in a Rat Model of Prostate Cancer-Induced Bone Pain by Modulating the RANKL/RANK/OPG Signaling. Evid Based Complement Alternat Med. 2015;2015:215892.

[54] Rangaswami H, Schwappacher R, Tran T, et al. Protein kinase G and focal adhesion kinase converge on Src/Akt/ β-catenin signaling module in osteoblast mechanotransduction. J Biol Chem. 2012;287(25): 21509-21519.

[55] Liang D, Yang M, Guo B, et al. Zinc inhibits H(2)O(2)-induced MC3T3-E1 cells apoptosis via MAPK and PI3K/AKT pathways. Biol Trace Elem Res. 2012;148(3):420-429.

[56] Oni-Orisan A, Deng Y, Schuck RN, et al. Dual modulation of cyclooxygenase and CYP epoxygenase metabolism and acute vascular inflammation in mice. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2013;104-105:67-73.

[57] Wang H, Lin L, Jiang J, et al. Up-regulation of endothelial nitric-oxide synthase by endothelium-derived hyperpolarizing factor involves mitogen-activated protein kinase and protein kinase C signaling pathways. J Pharmacol Exp Ther. 2003; 307(2):753–764.

[58] Abraham NG, Sodhi K, Silvis AM, et al. CYP2J2 targeting to endothelial cells attenuates adiposity and Vascular Dysfunction in Mice Fed a High-Fat Diet by Reprogramming Adipocyte Phenotype. Hypertension. 2014;64(6):1352–1361.

[59] Duflot T, Roche C, Lamoureux F, et al. Design and discovery of soluble epoxide hydrolase inhibitors for the treatment of cardiovascular diseases. Expert Opin Drug Discov. 2014;9(3): 229-243.

[60] Lazaar AL, Yang L, Boardley RL, et al. Pharmacokinetics, pharmacodynamics and adverse event profile of GSK2256294, a novel soluble epoxide hydrolase inhibitor. Br J Clin Pharmacol. 2016;81(5):971-979.

[61] Chen D, Whitcomb R, MacIntyre E, et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of AR9281, an inhibitor of soluble epoxide hydrolase, in single- and multiple-dose studies in healthy human subjects. J Clin Pharmacol. 2012;52(3): 319-328.

[62] Bellien J, Iacob M, Remy-Jouet I, et al. Epoxyeicosatrienoic acids contribute with altered nitric oxide and endothelin-1 pathways to conduit artery endothelial dysfunction in essential hypertension. Circulation. 2012;125(10):1266-1275.

[63] Noonan JE, Dusting GJ, Nguyen TT, et al. Flicker light-induced retinal vasodilation is unaffected by inhibition of epoxyeicosatrienoic acids and prostaglandins in humans. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014;55(10):7007-7013.

[64] Liu JY, Park SH, Morisseau C, et al. Sorafenib has soluble epoxide hydrolase inhibitory activity, which contributes to its effect profile in vivo. Mol Cancer Ther. 2009;8(8):2193-2203.

[65] Kim JH, Cho CW, Tai BH, et al. Soluble Epoxide Hydrolase Inhibitory Activity of Selaginellin Derivatives from Selaginella tamariscina. Molecules. 2015;20(12):21405-21414.

[66] Kitamura S, Morisseau C, Inceoglu B, et al. Potent natural soluble epoxide hydrolase inhibitors from Pentadiplandra brazzeana baillon: synthesis, quantification, and measurement of biological activities in vitro and in vivo. PLoS One. 2015;6:10(2):e0117438.

[67] Bai MM, Shi W, Tian JM, et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitory and anti-inflammatory components from the leaves of Eucommia ulmoides Oliver (duzhong). J Agric Food Chem. 2015;63(8):2198-2205.

[68] Sun YN, Li W, Song SB, et al. A new phenolic derivative with soluble epoxide hydrolase and nuclear factor-kappaB inhibitory activity from the aqueous extract of Acacia catechu. Nat Prod Res. 2016;30(18):2085-2092.

[69] Sun YN,Kim JH,Li W,et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitory activity of anthraquinone components from Aloe. Bioorg Med Chem. 2015;23(20):6659-6665.