2.1   慢病毒感染下调 BMSCs的AIF表达   LV-AIF-shRNA慢病毒感染BMSCs后，绝大部分BMSCs有绿色荧光蛋白的表达，见图1A；流式细胞术检测显示97.7%的BMSCs表达出绿色荧光蛋白，见图1B；Western blot及RT-qPCR检测结果显示LV-AIF-shRNA慢病毒感染后，BMSCs的AIF蛋白及基因表达都显著下降(P < 0.001)，见图1C，D。



2.2   AIF基因敲减有效降低BMSCs移植区域AIF的表达，促进BMSCs移植后的存活   CCK-8实验检测体外缺血缺氧培养状态下LV-AIF-shRNA病毒感染BMSCs的细胞活力较正常BMSCs显著升高，见图2A；免疫荧光结果显示：模型组小鼠心脏组织中AIF蛋白表达较假手术组明显升高；LV-vector-shRNA组AIF蛋白表达有所减少；与LV-vector-shRNA组相比，LV-AIF-shRNA组AIF蛋白表达进一步减少，见图2B。说明AIF敲减的BMSCs更能减少干细胞移植区域的AIF表达，对增加BMSCs的存活量起到一定的作用。
SRY基因是雄性动物细胞Y染色体上所携带的特定基因，因此将雄性小鼠BMSCs移植入雌性小鼠体内只要通过RT-qPCR检测SRY基因表达量，便能计算BMSCs移植至心脏组织4周后的存活量，结果显示：LV-AIF-shRNA病毒感染BMSCs移植后在梗死心脏中的存活率较LV-vector-shRNA感染BMSCs移植后在梗死心脏中的存活率升高至3.71倍(P < 0.001)，见图2C，D。



2.3   移植AIF基因敲减的BMSCs能进一步改善急性心肌梗死后的心功能及心力衰竭预后指标脑钠尿肽水平   
        Masson染色结果显示：模型组小鼠有明显蓝色区域，提示纤维化，结合心脏彩超结果提示室壁运动减弱以及射血分数值下降，进一步说明心肌梗死建模成功；LV-vector-shRNA组小鼠纤维化区域减少；与LV-vector-shRNA组相比， LV-AIF-shRNA组小鼠心肌梗死区纤维化程度得到进一步显著改善，见图3A。
    TTC染色结果显示：模型组小鼠心脏有明显的组织坏死区域，提示心肌梗死模型建模成功；从梗死面积看，与模型组相比，LV-vector-shRNA组小鼠梗死区域缩小，而注射AIF敲减的BMSCs后还能进一步显著减小梗死范围，见图3B，说明AIF敲减的BMSCs更能通过减少干细胞移植区域的纤维化程度，帮助梗死后的心功能恢复。
模型组小鼠左室射血分数及左室缩短分数较假手术组均明显下降，说明心肌梗死建模成功。 LV-vector-shRNA组小鼠左室射血分数及左室缩短分数均有恢复；与LV-vector-shRNA组小鼠相比， LV-AIF-shRNA组小鼠左室射血分数及左室缩短分数等心功能指标均有显著改善(P < 0.05)，见图3C。
ELISA检测结果显示：与假手术组比较，模型组小鼠脑钠尿肽水平显著升高；与模型组比较，LV-vector-shRNA组小鼠脑钠尿肽上升幅度降低，LV-AIF-shRNA组小鼠脑钠尿肽的升高幅度进一步降低(P < 0.05)，见图3D。
上述结果提示移植AIF敲减的BMSCs可以进一步改善心肌梗死小鼠的心力衰竭情况。

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根据《中国心血管健康与疾病报告2020》显示，中国心血管病死亡率仍居首位，其中急性心肌梗死死亡率总体呈上升趋势[1]。由于坏死的心肌细胞无法修复，目前临床上常规治疗急性心肌梗死的方法对于恢复心功能并未获得理想的长期效果。干细胞治疗是目前的研究热点，越来越多的临床研究尝试将干细胞应用于治疗多种心血管疾病如急性心肌梗死、心肌纤维化和心力衰竭等[2-6]。大量发表于著名期刊的研究表明，干细胞移植是一种有效可行的治疗手段，其中骨髓间充质干细胞(bone marrow mesenchymal stem cells，BMSCs)
修复急性心肌梗死受损心肌细胞并改善心脏功能有潜在好处[4-11]。然而，BMSCs移植后对缺血缺氧微环境的耐受和低存活率极大地影响其治疗心肌梗死的效果[12]。因此，众多学者致力于研究如何促进BMSCs移植后的存活，从而进一步改善移植疗效[13-14]。课题组前期研究中发现凋亡相关因子在BMSCs凋亡过程中发挥了重要作用[15]，其中凋亡诱导因子(apoptosis-inducing factor，AIF)蛋白可能是其中一个关键因子。AIF是一类存在于线粒体中的黄素蛋白[16]，它在体细胞中能介导非Caspase依赖的凋亡途径，这种凋亡方式也被称为依赖性细胞死亡[17-19]。多聚ADP核糖聚合酶过度激活产生多聚ADP核糖引起AIF核转位，导致大规模的DNA碎裂和染色质凝结，从而促进细胞凋亡[19]。因此，该研究通过慢病毒感染下调BMSCs中AIF的表达，探索AIF基因敲减BMSCs移植后的存活情况以及对急性心肌梗死小鼠心功能的影响。 中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

1.1    设计   体外细胞学实验和体内随机对照动物实验。
1.2   时间及地点   实验于2021年7月至2022年10月在广州医科大学国家呼吸重点实验室完成。
1.3   材料
1.3.1   实验动物及细胞   雌性C57BL/6J小鼠32只，6周龄，体质量约20 g，购买于广州中医药大学实验动物中心，饲养于广州医科大学动物实验中心。实验所用的雄性小鼠BMSCs购买于美国Cyagen公司细胞库。
实验方案经广州医科大学附属第一医院动物实验伦理委员会批准，审批号为2021358，实验过程遵循了国际兽医学编辑协会《关于动物伦理与福利的作者指南共识》和本地及国家法规。实验动物在麻醉下进行所有的手术，并最大限度地减少其疼痛、痛苦和死亡。
1.3.2   病毒株及质粒   携带绿色荧光蛋白(green fluorescent protein，GFP)和AIF干扰基因的慢病毒载体(LV-AIF-shRNA)、携带GFP基因的慢病毒载体(LV-Vector-shRNA)均购自上海吉凯基因化学技术有限公司。AIF干扰基因的慢病毒载体名称为GV248对照插入序列：TTC TCC GAA CGT GTC ACG T。元件顺序：hU6-MCS-Ubiquitin-EGFP-IRES-puromycin。
1.3.3   试剂与仪器   AIF一抗(Santa Cruz公司)；Alexa fluor 568 conjugated二抗(Life technologies公司)；反转录试剂盒、荧光定量SYBR Premix Ex Taq PCR试剂盒(大连宝生物TaKaRa公司)；PCR仪(美国Bio-Rad公司)；MX3000P荧光定量PCR扩增仪(美国Stratgene公司)；小鼠脑钠尿肽ELISA试剂盒(酶标生物公司)。
1.4   实验方法  
1.4.1   LV-AIF-shRNA慢病毒感染BMSCs   首先以预实验探索慢病毒感染BMSCs的最佳感染复数值为100，然后以HitransP作为感染增强液进行BMSCs慢病毒感染，常规传代，感染成功后以Cyagen干细胞冻存液常规冻存AIF-BMSCs至-80 ℃冰箱和液氮中。
1.4.2   流式细胞术鉴定LV-AIF-shRNA慢病毒感染BMSCs的效率   将细胞重悬移入新EP管中，1 000 r/min 离心5 min后弃去上清，Staining buffer洗涤2次，调整细胞悬液浓度为1×109 L-1；离心弃去上清后，室温下依次加入1 mL 40 g/L多聚甲醛固定30 min，离心洗涤弃去上清；1 mL 0.5% TritonX-100混匀沉淀孵育20 min，离心洗涤弃去上清；1 mL 5% BSA封闭液，轻摇混匀孵育封闭30 min，离心洗涤；取Staining buffer 190 μL和199 μL分别加入10 μL Anti-AIF抗体原液和1 μL Alexa Fluor 647二抗制备一抗、二抗工作液，上述一抗、二抗工作液均混匀避光。取离心洗涤后的细胞悬液弃去上清，加入100 μL一抗工作液，混匀细胞沉淀，置于4 ℃冰箱孵育1 h，离心洗涤2次后弃上清，加入100 μL二抗工作液，混匀细胞沉淀，室温避光孵育30 min，离心洗涤2次；再次离心弃上清后，加500 μL Staining buffer重悬，最后将样本上流式细胞仪检测。
1.4.3   CCK-8实验检测体外缺血缺氧条件下的细胞活力   镜下观察第3-10代BMSCs，具有典型的间充质干细胞形态学特征(贴壁且成长梭形)，细胞形态均一，则适用于后续实验。①分别将LV-vector-shRNA病毒感染的BMSCs与LV-AIF-shRNA病毒感染的BMSCs接种于96孔板中，加入100 μL无胎牛血清的低糖DMEM培养液，置入Billups-Rothenberg缺氧培养箱中并充入体积分数1%O2、94%N2及5%CO2，进行缺血缺氧培养0，6，12 h；②每孔加入10 μL CCK-8溶液，继续避光孵育3 h，终止培养；③用酶标仪测定450 nm波长处的吸光度值；④根据公式进行细胞活力分析：细胞活力(%)=[A(处理)-A(空培)]/[A(阴性对照)-A(空培)]×100%。
1.4.4   RT-qPCR检测LV-AIF-shRNA慢病毒感染后BMSCs中AIF基因表达   ①提取总RNA：细胞标本按每107个细胞的量加1 mL Magzol，加入氯仿，充分振荡20 s，4 ℃下12 000×g离心10 min，吸取上清转移至新EP管中；加入异丙醇，充分混匀，-80 ℃沉淀过夜；再离心10 min，弃上清；加入1 mL体积分数75%乙醇，4 ℃下7 500×g离心5 min，弃上清；室温下自然挥发乙醇10 min，直至沉淀呈透明状；加入30 μL 
RNase-free ddH2O，轻轻吹打溶解RNA沉淀。取2 μL RNA样品检测RNA A260、A280值并计算总RNA浓度及杂质污染程度；取5 μL RNA样品，琼脂糖凝胶电泳检测RNA完整性；剩余RNA样品反转录合成cDNA或置于-80 ℃保存。②反转录体系：4×gDNA wiper Mix 4 μL、总RNA 0.5-1.0 μg，加RNase free ddH2O补齐至16 μL，42 ℃ 2 min；加5×HiScript II qRT SuperMixⅡ 4 μL，37 ℃ 15 min、85 ℃ 5 s、12 ℃终止；
-20 ℃保存cDNA待用。③配制反应体系：ChamQ Universal SYBR qPCR(2×)10 μL、Forward Primer(10 μmol/L)1 μL、Reverse Primer(10 μmol/L)1 μL、cDNA模板2 μL、ddH2O补齐至20 μL；95 ℃预变性5 min、40个循环，95 ℃变性15 s，60 ℃退火20 s，72 ℃延伸20 s。常规以-ΔΔCt为幂值，结果呈现差异倍数。检测LV-AIF-shRNA慢病毒感染后BMSCs的SRY基因表达时，首先通过不同细胞数：3×105，1×105，2×104，3×104，1×104，获得对应SRY基因的Ct值，并得到标准曲线：y=-0.333 2x+11.04，R2=0.993 3。最后将各组RT-qPCR结果通过标准曲线换算得到各组存活的BMSCs数量。小鼠AIF引物信息：F：5’-AGT GGA AGA CTG GCT GGA GA-3’；R：5’-TCA CTC TCC GAA CGG ATA CC-3’。小鼠SRY引物信息：F：5’-TTT ATG GTG TGG TCC CGT GG-3’；R：5’-GTT CCT GTC CCA CTG CAG AA-3’。小鼠GAPDH引物信息：F：5’-AGG TCG GTG TGA ACG GAT TTG；R：TGT AGA CCA TGT AGT TGA GGT CA-3’。 
1.4.5   Western blot检测LV-AIF-shRNA慢病毒感染后BMSCs中AIF蛋白表达   用1×PBS洗涤细胞3次，加入适量蛋白裂解液，样品冰上裂解，12 000 r/min离心后转移上清液到新EP管中；向样品中加入5×Loading buffer(稀释至1×)，沸水浴1 min后置于冰上或-20 ℃保存。使用BCA试剂盒测定蛋白浓度，取10 μL蛋白样品跑凝胶电泳，考马斯亮蓝R250染色，分别制备好浓缩胶和8%的分离胶，蛋白上样量每孔约50 μg或15-20 μL，蛋白Marker上3  μL；夹好转膜夹板后在转膜槽内转膜，1×TBST洗涤两三次，加入4%BSA于4 ℃过夜封闭；1×TBST洗涤6次，每次5 min；制备好一抗工作液(AIF抗体E-1，Santa Cruz，1∶400)，封膜后室温摇2 h；1×TBST洗涤3次，每次10 min；孵育二抗工作液(m-IgG2b BP-HRP二抗，Santa Cruz，1∶1 500)并室温摇1 h；在膜上目的条带处均匀滴加发光液，置于曝光仪器内自动显影。经内参基因校正后各样品数据间比较，得到不同样品间的目标蛋白的相对表达丰度。
1.4.6   急性心肌梗死小鼠模型建立及细胞移植   32只C57BL/6J小鼠随机分为假手术组、模型组、LV-vector-shRNA组、LV-AIF-shRNA组，每组8只。采用结扎冠状动脉前降支构建急性心肌梗死小鼠模型：取雌性C57BL/6J小鼠称质量后放入麻醉诱导箱，异氟烷麻醉。常规剪除毛发并消毒，平乳头水平胸骨左缘横形剪开胸部皮肤，依次钝性分离胸部组织和肌肉，打开胸腔并小心剪开心包后可见左前降支，在左心耳下缘与肺动脉圆锥间距主动脉根部2.0-3.0 mm水平，用6-0眼科无创缝合针结扎左前降支深部连同一小束心肌，大体观察结扎部位以下心肌变白、室壁运动减弱，术后心脏超声提示室壁运动减弱，心功能指标降低，提示结扎成功。用无血清的DMEM培养液重悬BMSCs至2.5×1010 L-1(共20 μL)，移入无菌EP管中，置于冰上备用，使用30G胰岛素针头注射器将预冷的5×105个BMSCs分3个点注射至梗死心脏内，每个点约6 μL细胞悬液，其中梗死区注射1个点，梗死边缘区注射2个点。假手术组只开胸，不结扎冠状动脉。关胸缝合伤口并用碘伏消毒，术后置于37 ℃动物复温电热毯上，单笼饲养。分别于移植后第1，4周行心脏超声检查，移植4周后进行尾静脉取血及心脏梗死区、梗死周围区标本取材，分别行免疫荧光、ELISA、Masson染色、RT-qPCR等检测。
1.4.7   免疫荧光检测BMSCs移植区域AIF的表达   取心脏前壁组织，40 g/L多聚甲醛固定6 h、20%蔗糖至组织沉底、OTC冰冻包埋剂包埋，并以心脏横截面进行冰冻切片，室温放置30 min，-20 ℃保存备用。切片复温30 min，1×PBS洗涤3 min×3次，5% BSA室温孵育封闭1 h，加入AIF一抗(E-1)(sc-13116，1∶200)10-20 μL孵育，4 ℃过夜，次日室温复温45 min，PBS洗涤5 min×3次；相应加入Alexa Fluor 647山羊抗小鼠IgG (H+G)(1∶200)10-20 μL，37 ℃温箱60 min，PBS洗5 min×3次；滴加10-20 μL DAPI，盖膜，避光染色10 min，PBS洗涤5 min×2次；90%甘油-PBS或抗荧光淬灭剂封固，荧光显微镜下观察，拍照。
1.4.8   小鼠心脏超声   移植后1，4周，对所有实验小鼠进行心脏超声检查。按照心肌梗死术前麻醉方案进行气体麻醉，应用Vevo2100小动物超声机，取MS-550D探头进行超声检测。以胸骨长轴切面，在左室长轴切面基础上，探头顺时针旋转90°(即左室短轴切面)，采集图像，应用 M型记录左室运动情况，测量左室射血分数、左室缩短分数。
1.4.9   ELISA试剂盒检测小鼠血清脑钠尿肽水平   移植后4周，采用酶标生物公司小鼠脑钠尿肽酶联免疫分析试剂盒(货号：MB-27796B)测定血清标本中脑钠尿肽水平。室温下血清自然凝固10-20 min，3 000 r/min离心20 min，收集上清液备用。在酶标包被板上向待测样品孔中先加入样品稀释液40 μL，再加入待测样品10 μL；将样品加于酶标板底部，轻轻晃动混匀。每孔加入酶标试剂100 μL，空白孔除外。封板温育60 min，弃去液体，洗涤液洗涤5次，拍干。加入显色剂，振荡混匀，37 ℃避光显色15 min。加入终止液，终止反应后蓝色立转黄色。用酶标仪以空白孔检测调零，在450 nm波长下测定吸光度值(在加终止液15 min以内进行)。在坐标纸上绘出标准曲线，计算出标准曲线的直线回归方程式，根据方程式计算出样品浓度。
1.4.10   心脏组织Masson染色   采用广州鼎国生物Masson三色染色试剂盒(货号：DG1001-7)。常规脱蜡、包埋、切片，置于烤片机上，75 ℃条件下烤片60 min；常规脱蜡至水，置入苏木精-三氯化铁混合溶液中染色7 min；1%盐酸乙醇分化30 s，再于自来水中洗涤10 min；浸入氨水中返蓝30 s，再于自来水中洗涤10 min，蒸馏水中洗涤1 min；丽春红酸性品红染色液染色6.0-7.0 min，0.2%乙酸水溶液洗1 min，磷钼酸水溶液洗1.0-2.0 min，0.2%乙酸水溶液洗1 min；再分别浸泡于体积分数80%乙醇15 s、体积分数95%乙醇5 min、体积分数100%乙醇5 min 2次、二甲苯 5 min 2次；滴中性树胶一小滴及盖玻片封固，拍照，主要观察梗死边缘区的纤维化情况。染色后胶原蛋白、细胞核呈蓝色，胞浆、肌肉、红细胞均呈红色。
1.4.11   TTC染色   完整取下小鼠心脏，离体心脏用保鲜膜包裹，-20 ℃下保存60 min。以平行于房室沟的方向，将小鼠心脏切成四五片，每片厚度1.0-2.0 mm。切片放入1%TTC磷酸缓冲液(pH 7.4)中，37 ℃水浴30 min；染色过程中注意避光，不时翻动心脏切片，使均匀接触到染色液，保证染色充分。取出切片，放置在载玻片上，拍照。
1.5   主要观察指标   ①BMSCs移植区域AIF的表达；②BMSCs移植后SRY基因表达；③心脏超声检查结果以及心力衰竭预后指标脑钠尿肽水平。
1.6   统计学分析   数据以x±s表示，采用SPSS 13.0统计软件，多组间比较采用方差分析，两两比较采用LSD检验，P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法由中山大学附属第一医院血管疾病诊治技术国家地方联合工程实验室刘瑞明副教授指导完成。

在心脏疾病中，学者们发现裂解的AIF易位到细胞核，可引发大量的DNA断裂和细胞死亡，这种效应是线粒体中的AIF氧化所致；防止钙蛋白酶1诱导的AIF裂解或阻止AIF与核伴侣蛋白PPIA结合，可以避免AIF入核导致的心肌细胞死亡，并最终避免疾病进展为心力衰竭和可能的其他形式的心肌病[20]。此外，在盐诱导的心力衰竭和缺血再灌注损伤模型中，研究者们观察到AIF从心肌细胞线粒体中释放，表明AIF具有促进心肌细胞死亡的作用[21]。在神经领域中有大量证据表明，线粒体AIF的释放是神经元死亡的决定性步骤，参与染色质分解的AIF下调显著减轻了缺血性脑损伤[22]。
还有学者研究表明下调AIF可以增加脑缺氧缺血后新生儿海马神经元祖细胞的存活率，不仅在脑缺氧缺血发生后提供长期的整体上的神经保护，而且还保护神经祖细胞，挽救海马神经重塑[23]。总体而言，这些研究普遍支持将AIF作为一种细胞死亡诱导因子的观点，在细胞代谢和存活中具有关键作用，然而上述众多实验并没有研究AIF对BMSCs移植后存活的影响。课题组前期研究发现，各类凋亡相关因子在BMSCs移植后发挥着重要作用[15]，提示凋亡过程可能是影响其存活的关键过程之一，包括磷脂酰肌醇酯-3-磷酸通路、缺氧诱导因子1通路、丝裂原激活蛋白激酶通路等都与凋亡相关，对这些通路上的关键蛋白进行基因修饰能实现对抗凋亡、保护细胞的作用。AIF是一种线粒体氧化还原酶[16]，是由AIFM1基因编码的一个67 kD的多肽，经翻译后被导入线粒体，加工成一种被线粒体内膜束缚的蛋白，在蛋白水解酶作用下，Met53和Ala54酶切位点间的肽链被水解切割，产生62 kD的成熟AIF，主要存在于线粒体膜间空间。AIF在调节染色质凝聚和细胞死亡方面具有重要的生物学意义[24-25]。由此提出假设：通过低表达AIF可增加BMSCs移植后在体内的存活，改善BMSCs的移植疗效。因此，该实验首先通过慢病毒感染下调BMSCs的AIF表达，然后将AIF基因下调的BMSCs移植至心肌梗死小鼠体内，以观察对BMSCs存活能力及移植治疗心肌梗死疗效的影响。
实验结果显示AIF基因敲减能降低BMSCs移植区域的AIF蛋白表达，增加BMSCs移植后在供体内的存活率，减少了干细胞移植区域的梗死面积与纤维化程度。脑钠尿肽是充血性心力衰竭状态下心肌舒张和受压力刺激时从心室心肌细胞分泌的一种激素，它是目前临床上反映心力衰竭程度、预后及不良后果的最佳指标之一。实验中包括脑钠尿肽、左室射血分数值等心衰指标的改善，也证实AIF基因敲减的BMSCs移植治疗能改善急性心肌梗死后的心功能和预后。此外，研究者们在急性缺血再灌注损伤和压力过载诱导的心力衰竭模型中观察到心肌细胞死亡过程中AIF从线粒体释放，表明AIF在心肌细胞中具有促进死亡的作用[26]。此外，AIF与EFTS、ARPC3等多种凋亡相关蛋白有着互作关系，可能也参与了线粒体呼吸及TRVP1凋亡通道等方面的调节，共同调控细胞存活，下调AIF表达能改善移植细胞在缺血组织的存活能力[16，25]。上述国内外研究及该实验结果支持AIF可作为一种细胞死亡诱导因子参与细胞代谢及调节细胞存活。
最后，BMSCs易获取、易扩增，具有自我复制、多向分化潜能、旁分泌作用(可以分泌大量的细胞因子)与保持遗传稳定性的特点，被认为是治疗急性心肌梗死的干细胞来源[27-28]。BMSCs移植至梗死区域后，其旁分泌、调节缺血心肌微环境的作用已被广泛认为比分化为心肌样细胞发挥替代作用更为重要，起到保护心脏功能以及抗心肌重塑的疗效。但要发挥上述治疗作用，BMSCs的长期存活是基础。因此，提高BMSCs对缺血缺氧环境的耐受能力、增加移植存活率，必将有助于增强BMSCs移植治疗的临床效果[12]。该实验结果显示AIF基因敲减能改善BMSCs移植后在供体内的存活能力，将有助于BMSCs在移植区域内发挥长期治疗作用，达到更好地改善心功能的目的。此外，国内外研究及课题组前期研究数据提示在移植后BMSCs线粒体内，大量无促凋亡活性的AIF(62 kD)会被切割成水溶性且具有促凋亡活性的AIF(57 kD)释放至细胞质，再进入细胞核诱导凋亡，这一过程在BMSCs移植后大量死亡中发挥着重要作用[15]。钙蛋白酶1可能是AIF(62 kD)被剪切过程中的关键酶之一[29]。因此，如果能进一步找到AIF关键的酶切蛋白，抑制AIF入核，将更有效地抑制它的诱导凋亡功能，而且不影响它原本在线粒体中发挥的正常生理功能，这在后续实验中值得继续探索。

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文题释义：

凋亡诱导因子：是一类存在于线粒体中的黄素蛋白，它在体细胞中能介导非Caspase依赖的凋亡途径。当细胞处于缺血缺氧状态时，线粒体内大量无促凋亡活性的凋亡诱导因子前体被切割成水溶性且具有促凋亡活性，通过细胞质进入细胞核诱导凋亡，这一过程在间充质干细胞移植后死亡中发挥着重要作用。
骨髓间充质干细胞：在众多来源干细胞中，骨髓间充质干细胞具有易获取、易扩增、自我复制、多向分化潜能、旁分泌作用(可以分泌大量的细胞因子)与保持遗传稳定性的特点，已经显示出用于急性心肌梗死后修复受损心肌细胞并改善心脏功能的潜在好处。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

我国急性心肌梗死死亡率呈快速上升趋势，为了能尽早、长期且有效地恢复心脏功能，越来越多的临床研究开始将干细胞应用于急性心肌梗死、心肌纤维化和心力衰竭等心血管疾病治疗。在众多来源的干细胞中，间充质干细胞由于其易获取、易扩增以及旁分泌作用等，已经显示出用于移植治疗的潜在好处。国内外许多临床试验数据已证明该治疗方法的有效性及可行性。然而，骨髓间充质干细胞移植后的低存活率严重制约着其发挥长期的治疗效果，限制了临床应用。本实验发现，凋亡诱导因子敲减可通过增强骨髓间充质干细胞移植后的存活能力，从而减少心脏梗死范围、改善急性心肌梗死后心功能，为提高骨髓间充质干细胞移植疗效提供了理论基础。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

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