2.1   METTL3调控成骨细胞   
2.1.1   METTL3调控成骨细胞分化   有报道称METTL3敲除可抑制成骨细胞相关因子[包括Runt相关转录因子2(Runt-related transcription factor 2，Runx2)，OSTERIX，ALPL和COL1AL]的转录水平和蛋白质水平，同时抑制SMAD1/5/9复合物的磷酸化，导致细胞核中的Runt相关转录因子2含量减少，以致不能激活成骨基因表达，从而导致成骨分化的负调控[15-16]。此外，METTL3表达异常可能对成骨细胞的分化造成不良影响；另一方面，METTL3在成骨方面表现出不同功能，METTL3与去甲基酶ALKBH5协同作用，通过促进髓样分化因子88(MyD88)的m6A甲基化修饰来正向调节髓样分化因子88的表达，促进成骨细胞的分化[17]。因此关于METTL3在成骨方面的作用存在一定争议，还有待进一步的深入研究。
2.1.2   METTL3调控骨髓间充质干细胞成骨分化   作为表观遗传调控的必不可少的部分，m6A修饰被认为是参与骨骼成骨过程的关键调控因子。例如，研究人员发现多条信号通路参与调控骨髓间充质干细胞成骨向分化，如PI3K-Akt、Notch、BMPs/SMAD、MAPK、Wnt/β-catenin等，而 m6A甲基化修饰则通过调控通路中关键分子的表达进而介导对骨髓间充质干细胞成骨分化的调节[18]。TIAN等[19]研究发现骨髓间充质干细胞成骨分化过程中METTL3的表达上调，通过进一步研究，他们发现敲低METTL3可以抑制PI3K-Akt通路从而抑遏骨髓间充质干细胞成骨分化的能力。METTL3通过调控血管内皮生长因子mRNA的剪接影响成骨细胞的成熟，在敲低骨髓间充质干细胞中METTL3的表达后，剪接体血管内皮生长因子188的mRNA表达量下调，而血管内皮生长因子120的 mRNA表达量却没有明显变化，有研究显示前者参与调控骨髓间充质干细胞的成骨分化。
甲状旁腺激素其主要功能之一是调控脊椎动物体内钙及磷的代谢，促使血浆中钙离子浓度升高，骨与肾脏是其发挥作用的主要靶器官[18]。甲状旁腺激素通过介导Notch信号通路影响骨髓间充质干细胞成骨分化间接调控骨代谢与骨稳态[18]。甲状旁腺激素受体1是钙稳态的中心，其对甲状旁腺激素功能的介导至关重要，阿巴洛肽是一种已经批准上市用于治疗绝经后骨质疏松症的新药，其机制即是通过激活甲状旁腺激素/甲状旁腺激素受体1信号通路发挥作用，而甲状旁腺激素/甲状旁腺激素受体1信号通路是METTL3介导骨髓间充质干细胞成骨分化的下游通路[20]。该团队通过进一步研究发现敲除METTL3可抑制甲状旁腺激素受体1的翻译影响骨髓间充质干细胞向成骨分化[20]。YAN 等[21]通过 MeRIP 高通量测序发现在敲低METTL3的骨髓间充质干细胞中pre-miRNA 与pri-miRNA出现明显变化，其中m6A 甲基化修饰水平最高的是pre-miR-320。因此，研究人员重点关注这个miRNA，通过深入研究发现敲低METTL3 可使miR-320及pre-miR-320的表达明显上调，miR-320可调控骨髓间充质干细胞成骨分化的关键转录因子Runt相关转录因子2，从而抑制骨髓间充质干细胞向成骨分化，而敲除METTL3 本身也可使Runt相关转录因子2的mRNA 和蛋白水平明显下调[21]。但是，据报道pri-miRNA上的m6A 被“reader”异质核核糖核蛋白A2B1(heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A2B1，HNRNPA2B1)识别后可促使其加工成pre-miRNA和成熟的miRNA，METTL3实际上参与了调控miRNA的成熟过程，然而这无法解释上述研究中敲低METTL3后pre-miR-320及miR-320的mRNA水平上调的现象[22]。综上所述，m6A/METTL3能够通过多种机制调控节骨髓间充质干细胞的成骨分化。
2.1.3   METTL3调控骨髓间充质干细胞成脂与成骨分化之间的转换介导成骨分化   骨髓间充质干细胞具备多向分化的潜能，可以促进骨、软骨、肌腱等间充质组织的再生。WU等[23]通过CRISPR/Cas9 技术敲除小鼠中的METTL3基因，发现敲除小鼠的成骨分化能力明显降低、骨髓脂肪组织却显著增加。然后，通过分离小鼠的骨髓间充质干细胞进行体外成骨及成脂分化的研究，结果显示成骨标志物如骨钙素、Runt相关转录因子2、碱性磷酸酶和锌指转录因子SP7/OSTERIX的表达明显下调，而过氧化物酶体增殖物激活受体γ、人CCAAT增强子结合蛋白α、脂联素、人围脂滴蛋白1和脂肪酸转位酶CD36的表达明显增加，研究结果表明敲除METTL3后，小鼠的成骨分化能力降低，然而成脂分化能力却明显提高。随后，为了进一步阐明实验结果的可靠性，该团队在绝经后骨质疏松症小鼠模型中过表达 METTL3，发现较之于对照组其骨量增加、骨小梁密度和骨皮质厚度升高，且发现过表达METTL3的小鼠成骨细胞的增殖及分化能力明显提高；最后，通过MeRIP-Seq鉴定，证实METTL3/m6A 通过甲状旁腺激素/甲状旁腺激素受体1 信号通路影响骨髓间充质干细胞的成骨与成脂分化介导骨重塑。最近，YAO 等[24]研究发现METTL3在骨髓间充质干细胞分化和脂肪形成中起重要作用，METTL3表达与骨髓间充质干细胞脂肪形成之间存在负相关[24]。具体而言，METTL3通过m6A甲基化介导YTHDF2调控JAK1/STAT5/C/ EBPβ通路抑制骨髓间充质干细胞成脂分化促进成骨分化[24]。结果表明，METTL3的敲除通过m6A甲基化途径显著促进了骨髓间充质干细胞的脂肪形成过程和酪胺酸蛋白激酶JAK1的表达[24]。综上所述，METTL3在介导成骨分化与成脂分化之间的转换中起了关键作用。然而，由于研究的广度和深度有限，目前的认识仍然受到限制有待进一步探索。METTL3介导的成骨分化与成脂分化见图3。



2.2   METTL3调控破骨细胞分化   破骨细胞的分化功能对于维持骨稳态以及保持骨骼完整性至关重要，METTL3被认为是调控破骨细胞分化的关键调控因子。例如，TIAN等[19]发现骨髓间充质干细胞经成骨诱导后，m6A甲基转移酶METTL3的表达显著升高，敲低METTL3会降低与骨髓间充质干细胞增殖和分化相关的基因的mRNA水平，如血管内皮生长因子A164和血管内皮生长因子A188。破骨细胞形成过程中METTL3的水平升高，而METTL3的敲除抑制了破骨细胞的分化和骨吸收能力，从机制上讲，破骨细胞前体细胞融合的主要调控因子ATP6V0D2 mRNA的稳定与METT3的甲基化密切相关[25] 。同样，LI等[26]在破骨细胞诱导分化后，均检测到m6A甲基化及METTL3过表达。此外，研究人员用巨噬细胞集落刺激因子和核因子κB受体活化因子配体处理si-METTL3 的骨髓单核巨噬细胞，发现其分化的破骨细胞活性也会降低，调控破骨细胞分化相关基因DCSTAMP、NFATC1和c-FOS及骨吸收相关基因ACP5、CTSK的mRNA和蛋白表达水平均下调[26]。METTL3 沉默的细胞中AKT、IKKα/β、IκBα、P65、ERK、P38和JNK的磷酸化水平均下调，这表明METTL3可能通过激活核因子kB、AKT和MAPK信号通路来调控核因子κb受体活化因子配体诱导的破骨细胞分化。METTL3通过影响YTHDF2及TRAF6 mRNA核输出介导的ATP6V0D2 mRNA降解的不同机制进而调控破骨细胞的分化功能[26]。RNA甲基化酶METTL3作用于circ-0008542-1956-bp的m6A功能位点，通过circ-0008542促进miRNA-185-5p的竞争性结合，促进破骨细胞诱导的骨吸收[27]。这些研究表明METTL3为调控破骨细胞分化的潜在靶点，并提示抑制 METTL3作为治疗骨代谢疾病的潜在治疗靶点。
2.3   METTL3调节骨代谢相关疾病   
2.3.1   METTL3调节骨代谢影响骨质疏松症的发生发展   骨质疏松症的发生与骨代谢异常密切相关。多项研究增强了对m6A修饰在骨质疏松症中作用的认识。例如，MO等[28]通过全基因组鉴定发现多个m6A相关的单核苷酸多态性对骨矿物质密度产生影响，而骨矿物质密度与骨质疏松症密切相关。此外，YAN 等[21]通过Northern Blot和ELISA法检测发现骨质疏松症患者的骨组织以及骨质疏松症小鼠中总体RNA的m6A和METTL3 mRNA 含量较对照组明显下调，且其成骨细胞分化标志物骨钙素、Runt相关转录因子2、碱性磷酸酶和锌指转录因子SP7/OSTERIX的表达均低于对照组。最近，研究人员还发现METTL3/m6A通过影响pre-miR-320 的甲基化水平下调miR-320的表达，从而促进成骨转录因子Runt相关转录因子2的表达调控骨质疏松症中成骨细胞分化[18，21]。另外，该团队还通过沉默METTL3来探索m6A甲基化水平是否影响骨质疏松症中骨髓间充质干细胞的成骨分化能力，研究结果显示转染si-METTL3的骨质疏松症中骨髓间充质干细胞中成骨相关标志物骨钙素、Runt相关转录因子2、碱性磷酸酶和锌指转录因子SP7/OSTERIX的表达明显下调，表明骨质疏松症中骨髓间充质干细胞的成骨分化能力减弱[21]。此次研究为进一步了解METTL3/m6A与骨质疏松症之间关联的功能机制提供了新的线索。国内干细胞再生医学领域正处在规范、快速发展过程中，推动干细胞治疗相关领域的深入研究将可能为骨质疏松症患者治疗带来新希望。METTL3调节骨代谢影响骨质疏松症的发生发展，见表1。



2.3.2   METTL3调控骨关节炎发生发展   骨关节炎是一种常见难治的骨关节疾病，其主要以关节软骨退变、关节基质崩解和继发性骨质增生为特征[30]。正常情况下，破骨细胞介导的骨吸收与成骨细胞调节的骨重建构成协同偶联效应，使软骨下骨重塑保持在稳定状态从而保证骨关节适应平常的机械负荷[31]。METTL3 通过调控SMAD和 MAPK 信号通路介导成骨细胞分化以及炎症反应影响软骨下骨重塑。具体来说，METTL3通过介导SMAD信号通路中的关键调节因子YTHDF2调控炎症微环境进而抑制成骨分化，并通过MAPK信号通路促进成骨细胞中促炎因子的表达，最终致使骨关节炎的进展[15]。既往研究认为靶向炎症相关通路是治疗骨关节炎方法之一，已有研究发现表观遗传调控与炎症因子和反应有关[32]。 作为表观遗传调控的必不可少的修饰，m6A在骨关节炎中研究逐渐成为热点。LIU等[33]研究发现METTL3通过增强炎症反应和细胞外基质合成来调节骨关节炎过程。从机制上讲，沉默METTL3抑制骨关节炎细胞中的炎性细胞因子水平和核因子kB信号传导，从而延缓骨关节炎的进展。同时，抑制METTL3通过下调基质金属蛋白酶13和X型胶原酶促进软骨细胞细胞外基质的降解，从而促进骨关节炎的发展。上述研究表明METTL3在骨关节炎的发生发展过程中发挥了重要作用。
2.3.3   METTL3调节骨代谢影响骨折愈合   骨折愈合是由多种因素调控的复杂生物学过程，影响骨折愈合的具体机制至今尚未探索清楚，骨代谢异常会增加骨折的风险[26]。MI等[29]研究发现骨折后的前7 d内METTL3、KIAA1429和 Wilms肿瘤1相关蛋白的水平明显下调，随后研究人员通过在小鼠股骨骨折部位注入质粒METTL3，发现成骨相关基因Runt相关转录因子2 在质粒 METTL3 组中的表达明显下降，此外，该团队又在细胞水平验证了这一结果。表明 METTL3 在骨折愈合过程中起负向调节作用。
2.3.4   METTL3治疗骨代谢相关疾病的临床应用   随着METTL3对骨代谢调控相关研究的开展，越来越多的METTL3相关疗法被应用于临床。谭素明[20]通过微量RNA甲基化(m6A)免疫共沉淀高通量测序技术发现对照组、成骨诱导剂组及不同浓度的墨旱莲提取物处理组骨髓间充质干细胞成骨分化过程中mRNA的m6A甲基化水平以及甲基转移酶METTL3的表达水平存在明显差异，随后，通过研究墨旱莲调控骨髓间充质干细胞成骨分化过程中m6A甲基化水平的动态变化规律，联合成骨分化的特征指标评价，认为墨旱莲通过METTL3介导m6A动态修饰调控骨髓间充质干细胞成骨分化。另有研究发现，适当的机械牵张应力刺激可以使METTL3的表达上调以及介导细胞内m6A甲基化水平调控成骨分化相关因子的表达促进骨髓间充质干细胞向成骨分化，进而起到减缓骨质丢失、提高机体骨量、骨密度，防治骨质疏松症作用[34]。清热活血方可能通过调控RNA m6A甲基化修饰酶METTL3延缓踝关节骨质破坏[35]。综上所述，METTL3在骨代谢相关疾病的发生发展中发挥着重要作用，因此，使METTL3过表达可能会成为治疗人类骨代谢相关疾病如骨质疏松症的一种新的替代疗法。

[1] CHEN X, WANG Z, DUAN N, et al. Osteoblast-osteoclast interactions. Connect Tissue Res. 2018;59(2):99-107. [2] OZAKI D, KUBOTA R, MAENO T, et al. Association between gut microbiota, bone metabolism, and fracture risk in postmenopausal Japanese women. Osteoporos Int. 2021;32(1):145-156. [3] CIPRIANI C, COLANGELO L, SANTORI R, et al. The Interplay Between Bone and Glucose Metabolism. Front Endocrinol (Lausanne). 2020;11:122. [4] ZHAO X, CUI P, HU G, et al. PIP5k1beta controls bone homeostasis through modulating both osteoclast and osteoblast differentiation. J Mol Cell Biol. 2020; 12(1):55-70. [5] REPPE S, LIEN TG, HSU YH, et al. Distinct DNA methylation profiles in bone and blood of osteoporotic and healthy postmenopausal women. Epigenetics. 2017; 12(8):674-687. [6] CHEN X, HUA W, HUANG X, et al. Regulatory Role of RNA N(6)-Methyladenosine Modification in Bone Biology and Osteoporosis. Front Endocrinol (Lausanne). 2019;10:911. [7] TRAUBE FR, CARELL T. The chemistries and consequences of DNA and RNA methylation and demethylation. RNA Biol. 2017;14(9):1099-1107. [8] GUTBROD MJ, MARTIENSSEN RA. Conserved chromosomal functions of RNA interference. Nat Rev Genet. 2020;21(5):311-331. [9] ZHAO BS, ROUNDTREE IA, HE C. Post-transcriptional gene regulation by mRNA modifications. Nat Rev Mol Cell Biol. 2017;18(1):31-42. [10] YU S, LI X, LIU S, et al. N(6)-Methyladenosine: A Novel RNA Imprint in Human Cancer. Front Oncol. 2019;9:1407. [11] DESROSIERS R, FRIDERICI K, ROTTMAN F. Identification of methylated nucleosides in messenger RNA from Novikoff hepatoma  cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 1974; 71(10):3971-3975. [12] Fu Y, Dominissini D, Rechavi G, et al. Gene expression regulation mediated through reversible m(6)A RNA methylation. Nat Rev Genet. 2014;15(5):293-306. [13] YANG Y, HSU PJ, CHEN YS, et al. Dynamic transcriptomic m(6)A decoration: writers, erasers, readers and functions  in RNA metabolism. Cell Res.2018;28(6):616-624. [14] DENG X, SU R, WENG H, et al. RNA N(6)-methyladenosine modification in cancers: current status and perspectives. Cell Res. 2018;28(5):507-517. [15] ZHANG Y, GU X, LI D, et al. METTL3 Regulates Osteoblast Differentiation and Inflammatory Response via Smad Signaling and MAPK Signaling. Int J Mol Sci. 2019;21(1):199. [16] 黎琮南, 李毅成, 杨渊. m6A RNA甲基化在骨骼疾病中的作用[J]. 中国生物化学与分子生物学报,2020,36(11):1303-1311. [17] YU J, SHEN L, LIU Y, et al. The m6A methyltransferase METTL3 cooperates with demethylase ALKBH5 to regulate osteogenic differentiation through NF-kappaB signaling. Mol Cell Biochem. 2020;463(1-2):203-210. [18] 陈伟坚, 张罡瑜, 林天烨, 等. RNA m~6A甲基化修饰参与及调控骨科相关疾病[J]. 中国组织工程研究,2021,25(26):4236-4242. [19] TIAN C, HUANG Y, LI Q, et al. Mettl3 Regulates Osteogenic Differentiation and Alternative Splicing of Vegfa in  Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells. Int J Mol Sci. 2019;20(3):551. [20] 谭素明. 墨旱莲通过Mettl3/14介导m6A动态修饰调控骨髓间充质干细胞成骨分化的作用机制研究[D]. 大连:大连医科大学,2021. [21] YAN G, YUAN Y, HE M, et al. m(6)A Methylation of Precursor-miR-320/RUNX2 Controls Osteogenic Potential of Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells. Mol Ther Nucleic Acids. 2020;19:421-436. [22] ALARCON C R, GOODARZI H, LEE H, et al. HNRNPA2B1 Is a Mediator of m(6)A-Dependent Nuclear RNA Processing Events. Cell. 2015;162(6):1299-1308. [23] WU Y, XIE L, WANG M, et al. Mettl3-mediated m(6)A RNA methylation regulates the fate of bone marrow mesenchymal stem cells and osteoporosis. Nat Commun. 2018;9(1):4772. [24] YAO Y, BI Z, WU R, et al. METTL3 inhibits BMSC adipogenic differentiation by targeting the JAK1/STAT5/C/EBPbeta pathway via an m(6)A-YTHDF2-dependent manner. FASEB J. 2019;33(6):7529-7544. [25] KIM T, HA H I, KIM N, et al. Adrm1 interacts with Atp6v0d2 and regulates osteoclast differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 2009;390(3):585-590. [26] LI D, CAI L, MENG R, et al. METTL3 Modulates Osteoclast Differentiation and Function by Controlling RNA Stability and Nuclear Export.Int J Mol Sci. 2020;21(5):1660. [27] WANG W, QIAO S C, WU XB, et al. Circ_0008542 in osteoblast exosomes promotes osteoclast-induced bone resorption through m6A methylation. Cell Death Dis. 2021;12(7):628. [28] MO XB, ZHANG Y H, LEI SF. Genome-wide identification of m(6)A-associated SNPs as potential functional variants for bone mineral density. Osteoporos Int. 2018;29(9):2029-2039. [29] MI B, XIONG Y, YAN C, et al. Methyltransferase-like 3-mediated N6-methyladenosine modification of miR-7212-5p  drives osteoblast differentiation and fracture healing. J Cell Mol Med. 2020;24(11):6385-6396. [30] 骆帝, 许波, 李刚, 等. 骨碎补治疗骨关节炎的网络药理学研究[J]. 中草药, 2018,49(15):3516-3522. [31] Cui Z, Crane J, Xie H, et al. Halofuginone attenuates osteoarthritis by inhibition of TGF-beta activity and H-type vessel formation in subchondral bone. Ann Rheum Dis. 2016;75(9):1714-1721. [32] Shen J, Abu-Amer Y, O’Keefe R J, et al. Inflammation and epigenetic regulation in osteoarthritis. Connect Tissue Res. 2017;58(1):49-63. [33] Liu Q, Li M, Jiang L, et al. METTL3 promotes experimental osteoarthritis development by regulating inflammatory response and apoptosis in chondrocyte. Biochem Biophys Res Commun. 2019;516(1):22-27. [34] 黄媚. METTL3在机械牵张促进BMSC成骨分化中的作用研究[D]. 上海:上海体育学院,2021. [35] 李露. 基于m6A甲基化探讨清热活血方治疗活动期RA的作用机制[D]. 北京:中国中医科学院,2021.

[1]	郭淑慧, 杨晔, 江杨洋, 许建文. 神经源性膀胱miRNA-mRNA调控网络的筛选与验证[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(在线): 1-8.
[2]	潘钟杰, 秦志鸿, 郑铁军, 丁晓飞, 廖世杰. 股骨头坏死发病机制中非编码RNA的靶标性[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(9): 1441-1447.
[3]	党 祎, 杜成砚, 姚红林, 袁能华, 曹 金, 熊 山, 张顶梅, 王 信. 激素型骨坏死与氧化应激[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(9): 1469-1476.
[4]	孙佳佳, 朱海迪, 卢 赟, 张 凯. 髋部骨折合并2型糖尿病和非2型糖尿病患者骨代谢标志物的比较[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(8): 1156-1160.
[5]	赵 璐, 赵逸菲, 高 达, 刘艳芳, 付婷婷, 徐江雁. Zeste基因抑制子基因12在糖尿病肾脏病模型大鼠肾组织中的表达[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(8): 1179-1186.
[6]	聂晨晨, 苏凯奇, 高 静, 凡勇福, 阮晓迪, 袁 洁, 段昭远, 冯晓东. 环状RNA调控脑缺血发病的作用与机制[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(8): 1286-1291.
[7]	尹硕鑫, 张 涛, 王舒萍, 卢 鑫, 黄旭平, 尹梦影, 杨玉伟, 袁炳茂, 毛志华, 陈远能. 胃癌干细胞研究的文献计量学和可视化分析[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(6): 941-947.
[8]	秦宇星, 任前贵, 李子龙, 全嘉星, 沈佩锋, 孙 韬, 王浩宇. 骨微血管内皮细胞在股骨头坏死中的作用机制及前景[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(6): 955-961.
[9]	陈冠廷, 张琳琪, 李清茹. 外泌体miRNA对慢性肾脏病诊断价值的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(6): 970-976.
[10]	刘洪文, 李 皎, 徐文豪, 聂 华, 刘绍江, 徐 杰, 尹 立. 失神经骨骼肌萎缩模型大鼠肌肉组织中microRNA表达谱的差异分析[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 732-737.
[11]	胡新明, 乔艳华, 王肖帆, 李林玉, 赵 冰. 长链非编码RNA浆细胞瘤变异性易位基因1参与盆腔器官脱垂的机制[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 669-675.
[12]	张 晴, 高春兰, 于飞飞, 张正皓, 马 芳, 高 源, 李桂忠, 姜怡邓, 马胜超. 同型半胱氨酸致胰岛β细胞凋亡中肝配蛋白A型受体2 DNA甲基化升高[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 714-719.
[13]	李 龙, 李光第, 石 豪, 邓柯淇. 环状RNA作为内源性竞争RNA参与调控骨性关节炎的发生[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 751-757.
[14]	李志超, 谭国庆, 苏 辉, 徐展望, 薛海鹏. 非编码RNAs作为潜在治疗靶点在脊髓损伤中的调控效应[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 758-764.
[15]	邵子晨, 李华南, 顾 兵, 章晓云, 孙伟康, 刘永钱, 甘 斌. 痛风过程中微小RNA、长链非编码RNA和环状RNA介导降尿酸、抗炎及调控骨代谢的协同调节作用[J]. 中国组织工程研究, 2023, 27(5): 765-771.

骨代谢平衡的关键是成骨细胞介导的骨形成和破骨细胞介导的骨吸收之间的动态平衡。成骨细胞来源于未分化的间充质干细胞，破骨细胞主要负责骨的破坏吸收，是从单核巨噬细胞谱系的造血干细胞发育而来的多核巨细胞[1-2]。骨代谢失衡可诱发骨性关节炎、骨质疏松症、骨硬化症等骨骼疾病的发生[3-4]。     
越来越多的研究表明表观遗传调控在骨代谢中发挥重要作用[5-6]。表观遗传修饰是可遗传的和可逆的，可以调节基因表达和骨代谢进展，而无需改变DNA序列。甲基化是主要的表观遗传修饰之一，先前的研究主要集中在DNA甲基化，随着研究的深入，RNA甲基化已成为表观遗传调控的新领域[7-8]。RNA甲基化是人类RNA的主要化学修饰[9]，N6-甲基腺苷(N6-methyladenosine，m6A)修饰是最丰富的RNA甲基化修饰，普遍存在于真核RNA中[10-11]。
m6A修饰可以调节RNA的稳定性、剪接、转运、定位或翻译，并且据报道在包括骨质疏松在内的各种疾病中起着至关重要的作用[6]。m6A修饰过程中被一组m6A甲基转移酶(称为m6A“writers”)催化，如甲基转移酶样3(methyltransferase-like 3，METTL3)，以及甲基化辅助因子Wilms肿瘤1相关蛋白(Wilms tumor 1-associated protein，WTAP)调控[12]；另一方面，m6A去甲基化酶包括FTO和ALKB同系物5(α-ketoglutarate-dependent dioxygenase alkB homologue 5，ALKBH5，称为m6A“erasers”)可以从RNA中除去甲基，从而使m6A修饰保持动态平衡[13]。另一组m6A结合蛋白(例如，YT521-B同源域家族YTHDF1/2/3)称为m6A“readers”，可介导mRNA转录本甲基化的特定功能[14]。RNA m6A甲基化在骨代谢中具体机制的详细图解说明见图1。 在m6A甲基转移酶中，首先鉴定出了METTL3，其充当了主要的催化酶(编码器)，催化m6A对smRNA和非编码RNA的修饰[6]。近年来，对METTL3的生物学功能进行了广泛研究，涉及骨代谢及其相关疾病的发生发展，包括骨质疏松症、骨性关节炎、骨硬化等[6]，然而这些研究尚未得到总结。该研究将近年来m6A甲基化转移酶METTL3在骨代谢及其相关疾病中的研究进展展开综述，以期为今后骨代谢相关疾病的科学研究和临床应用提供思路。 中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

1.1   资料来源   
1.1.1   检索人及检索时间   第一作者在2021年12月进行检索。
1.1.2   检索文献时限    各数据库建库至2022年3月。
1.1.3   检索数据库   中国知网、PubMed数据库。
1.1.4   检索途径   主题词检索、关键词检索、摘要检索、全文检索等。 
1.1.5   检索词   中文关键词为“N6-甲基腺嘌呤，METTL3，成骨细胞，破骨细胞，软骨细胞，间充质干细胞，骨代谢，骨质疏松症，骨关节炎，骨科疾病，治疗” 等，英文关键词为“m6A，METTL3，osteoblast，osteoclasts，chondrocyte，mesenchymal stem cells，bone metabolism，osteoporosis，osteoarthritis，orthopedic disease，therapy”等。各中文检索词之间用逻辑词“并且、或者”进行组合，各英文检索词之间用逻辑词“AND，OR”进行组合。
1.1.6   检索文献类型   研究原著、病例报告、基础或临床研究、综述等。

1.1.7   检索策略   中英文数据库检索策略见图2。

1.1.8   检索文献量   初步检索到文献393篇，其中中文文献63篇，英文文献330篇。
1.2   入选标准
1.2.1   纳入标准   ①与RNA m6A甲基化在骨代谢中的作用机制有关的文献；②与METTL3调控成骨细胞及破骨细胞分化相关的文献；③METTL3调节骨代谢相关疾病的有关文献；④METTL3治疗骨代谢相关疾病临床应用的有关文献。
1.2.2   排除标准   研究目的及内容与此综述联系不紧密的文献和重复性研究。
1.3   质量评估   根据文章题目及摘要进行初步筛选，通过对文献的泛读和精读，并根据与研究目的相关程度、是否重复过时、能否获取全文、可信度、数据的完整度等方面提炼出与文章相关性高的文献。
1.4   数据的提取   初步检索到文献393篇，排除相关性差、文献陈旧、质量不高、重复研究等文献358篇，最终纳入35篇，其中中文6篇，英文29篇。

综上所述，m6A 甲基化酶METTL3可以通过调控成骨细胞、破骨细胞、骨髓间充质干细胞等调节骨代谢，其对骨重塑研究具有举足轻重的意义。目前，科研人员已在多种骨代谢通路下发现参与调节骨代谢的METTL3在骨形成有促进作用但同时也有抑制作用，具体机制未探索明白，仍存在较大争议。这样的结果看似作用相悖或许也在情理之中，因为 m6A 甲基化修饰在真核细胞中十分常见，调控过程也极其错综复杂。METTL3 在不同的生理病理过程中或者同一疾病的不同阶段中可能调控着不同的正向或负向调节因子的表达，因此同一个m6A的“writer”“eraser”或“reader”极有可能同时双向调节两个作用相反的生理病理过程。因此，探究 METTL3在骨形成方面双向调节的具体机制和影响因素，如何提高促进成骨分化以及避免抑制成骨分化，是今后改善骨代谢药物研究的突破方向和热点。总而言之，文章通过概述m6A 核心的甲基化转移酶METTL3调控骨代谢、骨代谢相关疾病及其临床应用的研究进展，旨在为骨代谢相关疾病的病理机制研究提供新的见解，并随之对疾病的早期诊断、临床治疗、预后判断等提供理论参考。 中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

文题释义：

N6-甲基腺苷(N6-methyladenosine，m6A)甲基化：是指发生在RNA腺嘌呤N6位点上的甲基化修饰，是一种动态可逆的修饰模式，m6A修饰在转录后水平上调控RNA翻译、可变剪切、转运、定位和降解等，是真核生物mRNA中最丰富的表观遗传修饰，在调控各种细胞的分化、修复、侵袭和凋亡中起重要作用。
甲基转移酶样3(methyltransferase like 3，METTL3)：METTL3蛋白共含有580个氨基酸，由一个锌指结构域(Zinc finger domain，ZFD)和一个甲基转移酶结构域组成，这两个结构域都是酶活性所必需的。METTL3作为核心甲基转移酶亚基，可以调节细胞周期、细胞增殖、细胞凋亡、细胞迁移和侵袭、细胞分化和炎症反应等生物学过程。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

目前已经发现在RNA中有超过100种的化学修饰。最近发现在mRNA上的m6A甲基化修饰，拓宽了对表观转录组学的认识。在所有的这些修饰中，m6A可以说是RNA 表观转录组学领域的一颗新星。通过测序数据分析，m6A修饰是在mRNA和非编码RNA(ncRNA)中是最丰富的一种。RNA的甲基化修饰约占RNA修饰的60%以上，而N6-甲基腺嘌呤是高等生物mRNA上最为普遍的修饰。#br# m6A修饰主要被三类蛋白分子调节，催化在RNA上形成甲基化的酶一般称为“编码器”(writer，m6A甲基转移酶)，去除在RNA上甲基化的酶被称为“消码器”(eraser，m6A去甲基化酶)，识别RNA上甲基化的酶被称为“读码器”(reader，m6A结合蛋白或识别蛋白)。因此，m6A甲基化修饰是个可逆的动态过程，分别由编码器写入和消码器消除，并且还可以通过读码器识别，参与并影响到一系列的生物学过程。该文章总结骨代谢中m6A 核心的甲基化转移酶 METTL3 的潜在分子机制及其调节成骨分化、破骨分化、软骨凋亡、细胞外基质退变、骨代谢相关疾病等方面的最新进展和未来展望，为骨代谢相关疾病的病理机制研究提供新的见解，并随之对疾病的早期诊断、临床治疗、预后判断等提供理论参考。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

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