亚低温干预并神经干细胞蛛网膜下腔移植修复大鼠脊髓损伤

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.0436

摘要/Abstract

摘要：

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文题释义：
低温疗法：是一种以物理方法将患者的体温降低到预期水平而达到治疗疾病目的的方法。根据治疗温度的不同，分为深低温治疗、低温治疗、亚低温治疗等。研究发现亚低温对脑血流有调节作用，包括降低脑氧代谢率和改善细胞能量代谢，减少兴奋性氨基酸的释放，减少氧自由基的生成，减少细胞内钙超载，增加神经元泛素的合成，减少神经元坏死和凋亡，促进细胞间信号传导的恢复，减少脑梗死的体积，减轻脑水肿和降低颅内压等。
诱发电位：指中枢神经系统在感觉外在或内在刺激过程中产生的生物电活动。代表中枢神经系统特定功能状态下的生物电活动。

摘要
背景：研究表明，亚低温治疗能发挥调控神经干细胞凋亡、增殖、分化的作用。
目的：探讨亚低温干预联合大鼠神经干细胞蛛网膜下腔移植对脊髓损伤大鼠损伤神经功能恢复的影响。
方法：成年SD大鼠110只，随机取20只为假手术组，余90只大鼠采用改良Allen打击法于T₉节段建立脊髓损伤模型，成功造模80只，随机分为脊髓损伤组、亚低温组、神经干细胞组、联合组，每组20只。亚低温组将大鼠放在冰毯上，维持亚低温(34.0±0.5) ℃ 3 d；神经干细胞移植组，将大鼠体温维持37 ℃，6 h后蛛网膜下腔植入1×10⁴ L^-1神经干细胞悬液1 mL，1次/d，连续3 d；联合组采用亚低温和神经干细胞联合治疗。分别于造模后1，3 d和1，2，3，4周通过BBB评分和斜板实验测定大鼠双下肢运动功能。造模后4周，取材行病理切片苏木精-伊红染色，采用RT-PCR检测脊髓损伤区周围Caspase-3、BCL-2、Syn基因的表达，通过检测体感诱发电位和运动诱发电位观察大鼠神经电生理恢复情况。
结果与结论：①联合组大鼠下肢运动功能优于神经干细胞组及亚低温组，神经干细胞组及亚低温组优于脊髓损伤组；②造模后4周，与脊髓损伤组相比，联合组Caspase-3基因表达显著降低(P < 0.05)；Bcl-2及Syn基因表达显著升高(P < 0.05)；③造模后4周，脊髓损伤组可见脊髓空洞形成。神经干细胞组及亚低温组损伤区脊髓空洞较小，联合组脊髓空洞几乎消失；④造模后4周，体感诱发电位和运动诱发电位的潜伏期：联合组<神经干细胞组和亚低温组<脊髓损伤组，组间差异有显著性意义(P < 0.05)；体感诱发电位和运动诱发电位的波幅：联合组>神经干细胞组和亚低温组>脊髓损伤组，组间差异有显著性意义(P < 0.05)；⑤结果表明，亚低温干预联合大鼠神经干细胞蛛网膜下腔移植可促进脊髓损伤大鼠神经突触的再生，降低脊髓损伤区周围Caspase-3基因表达，促进Bcl-2及Syn基因表达，改善大鼠的肢体运动功能和电生理功能。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0003-2528-3644(张建军)

关键词: 亚低温, 脊髓损伤, 神经干细胞, 移植, 干细胞, 运动功能, 大鼠, 天津市自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Studies have shown that mild hypothermia therapy can regulate the apoptosis, proliferation and differentiation of neural stem cells (NSCs).
OBJECTIVE: To explore the effect of mild hypothermia therapy combined with subarachnoid NSCs transplantation on functional recovery from spinal cord injury (SCI) in rats.
METHODS: The 20 of 110 Sprague-Dawley rats were randomly selected as sham group, and the remaining 90 rats were used to make spinal cord injury models using modified Allen’s method. After modeling, 80 successful models were randomized into SCI, mild hypothermia, NSCs, and combined groups (n=20 per group). Rats in the mild hypothermia group were placed onto an ice blanket at a temperature of (34.0±0.5) ℃ for 3 days. Rats in the NSCs group were raised at 37 ℃ and implanted with 1×10⁴/L NSCs suspension (1 mL, once a day, for continuous 3 days) into the subarachnoid space at 6 hours after modeling. Rats in the combined group were given the combined treatment of mild hypothermia and NSCs transplantation. Motor functional assessment for the bilateral rat lower limbs was performed based on Basso, Beattie and Bresnahan scoring and inclined plate test at 1, 3 days and 1, 2, 3, 4 weeks after modeling. At 4 weeks after modeling, pathological detection by hematoxylin-eosin staining was done; RT-PCR was used to detect expression of Caspase-3, BCL-2 and Syn around the injured region; and electrophysiological recovery of the nerves was assessed based on somatosensory and motor evoked potentials.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Lower limb motor function of the rats was improved after NSCs transplantation, mild hypothermia therapy or their combined use, especially in the combined group. (2) At 4 weeks after modeling, there was significant reduced Caspase-3 and significantly increased Bcl-2 and Syn in the combined group compared with the SCI group (both P < 0.05). (3) At 4 weeks after modeling, cystic cavities in the spinal cord formed in the SCI group, became smaller in the NSCs and mild hypothermia groups, and almost disappeared in the combined group. (4) At 4 weeks after modeling, the latency of somatosensory and motor evoked potentials was shortest in the combined group, followed by the NSCs and mild hypothermia groups, and longest in the SCI group. A significant difference was found among groups (P < 0.05). The amplitudes of somatosensory and motor evoked potentials were ranked as follows: combined group > NSCs group and mild hypothermia group > SCI group, and there was also a significant difference among groups (P < 0.05). In summary, the combined use of mild hypothermia and NSCs transplantation via the subarachnoid space can promote synaptic regeneration, reduce Caspase-3 mRNA expression, increase Bcl-2 and Syn mRNA expression, and improve motor and electrophysiological functions of the lower limbs in rats.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Spinal Cord Injuries, Neural Stem Cells, Hypothermia, Tissue Engineering

中图分类号:

R394.2

张建军，王东，史焕昌，杨卫山，王琳. 亚低温干预并神经干细胞蛛网膜下腔移植修复大鼠脊髓损伤[J]. 中国组织工程研究, 2018, 22(5): 686-691.

Zhang Jian-jun, Wang Dong, Shi Huan-chang, Yang Wei-shan, Wang Lin. Mild hypothermia with subarachnoid transplantation of neural stem cells to repair spinal cord injury in rats[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2018, 22(5): 686-691.

图/表（结果） 2

2.1 神经干细胞体外培养、鉴定及标记结果 培养24 h后神经干细胞增多、较小、形状不规则，小部分细胞团贴壁；培养5 d后神经干细胞增多，为形状规则的球形，见图1A。神经干细胞球免疫荧光染色显示呈Nestin强阳性表达，见图1B。CM-Dil标记的神经干细胞于荧光显微镜下为红色荧光，见图1C。

2.2 神经行为学功能评分

2.2.1 BBB评分 见表1。造模后3 d开始，联合组BBB评分高于神经干细胞组及亚低温组(P < 0.05)，神经干细胞组及亚低温组高于脊髓损伤组(P < 0.05)。

2.2.2 斜板实验测评结果 联合组、神经干细胞组及亚低温组最大倾斜度都有逐渐增大的趋势，联合组趋势最明显，见表2。

2.3 苏木精-伊红染色观察脊髓损伤病理形态 造模后4周，脊髓损伤组可见脊髓组织空洞生成。神经干细胞组及亚低温组损伤区脊髓空洞较小，联合组脊髓空洞几乎消失，见图2。
2.4 CM-Dil标记的神经干细胞存活及分布 见图3。联合组CM-Dil阳性细胞最多，脊髓损伤组和亚低温组未见CM-Dil阳性细胞。

2.5 Caspase-3、Bcl-2、Syn基因的表达 见图4。与脊髓损伤组相比，神经干细胞组、亚低温组、联合组Caspase-3基因水平明显下调(P < 0.05)；Bcl-2及Syn基因表达显著升高(P < 0.05)。联合组Caspase-3基因水平低于神经干细胞组与亚低温组，Bcl-2及Syn基因水平高于神经干细胞组与亚低温组(P < 0.05)，神经干细胞组与亚低温组比较差异无显著性意义。

2.6 各组细胞凋亡情况 造模后4周，神经干细胞组、亚低温组、联合组的凋亡细胞数少于脊髓损伤组，联合组凋亡细胞最少，见图5。

2.7 大鼠神经电生理恢复情况 造模后4周，体感诱发电位和运动诱发电位的潜伏期：联合组<神经干细胞组和亚低温组<脊髓损伤组，组间差异有显著性意义(P < 0.05)；体感诱发电位和运动诱发电位的波幅：联合组>神经干细胞组和亚低温组>脊髓损伤组，组间差异有显著性意义(P < 0.05)，见表3，4。

参考文献

[1] 张建军,史焕昌,杨卫山,等. 亚低温条件下脊髓损伤模型大鼠神经再生微环境及运动功能的变化[J]. 中国组织工程研究,2015, 19(27):4316-4321.

[2] Vipin A, Kortelainen J, Al-Nashash H, et al. Prolonged Local Hypothermia Has No Long-Term Adverse Effect on the Spinal Cord. Ther Hypothermia Temp Manag. 2015;5(3):152-162.

[3] 康文博,李晓红,陈翀,等. 亚低温对脊髓损伤后反应性星形胶质细胞增生的影响[J]. 中国应用生理学杂志,2016,32(4): 289-292.

[4] Raavé R, de Vries RB, Massuger LF, et al. Drug delivery systems for ovarian cancer treatment: a systematic review and meta-analysis of animal studies. PeerJ. 2015;3:e1489.

[5] 姚海燕,李青,梁道臣,等. 甲泼尼龙联合亚低温治疗急性脊髓损伤[J]. 实用骨科杂志,2016,22(5):414-417.

[6] 廖烨晖,钟德君,康敏,等. 全反式维甲酸干预鼠胚神经干细胞联合胶质细胞源性神经营养因子及硫酸软骨素酶ABC移植修复大鼠脊髓损伤的研究[J]. 中国修复重建外科杂志, 2015,29(8): 1009-1015.

[7] Panthee N, Ono M. Spinal cord injury following thoracic and thoracoabdominal aortic repairs. Asian Cardiovasc Thorac Ann. 2015;23(2):235-246.

[8] 王东,付红杰,张建军,等. 亚低温联合高压氧干预对大鼠神经干细胞RhoA/RHOCK通路的影响[J]. 山东医药, 2016, 56(33): 34-36.

[9] Tu Y,Miao XM,Yi TL,et al.Neuroprotective effects of bloodletting at Jing points combined with mild induced hypothermia in acute severe traumatic brain injury.Neural Regen Res.2016;11(6): 931-936.

[10] Lv HY,Wu SJ,Wang QL,et al.Effect of erythropoietin combined with hypothermia on serum tau protein levels and neurodevelopmental outcome in neonates with hypoxic-ischemic encephalopathy. Neural Regen Res.2017; 12 (10): 1655-1663.

[11] Chen D, Lee J, Gu X, et al. Intranasal Delivery of Apelin-13 Is Neuroprotective and Promotes Angiogenesis After Ischemic Stroke in Mice. ASN Neuro. 2015;7(5): 1759091415605114.

[12] 张梅,王跃新,侯晓华,等. bcl-2基因修饰神经干细胞移植修复大鼠脊髓损伤[J]. 中国比较医学杂志, 2016,26(7):35-41.

[13] Jellish WS. Spinal Cord Protection During Thoracoabdominal Aortic Intervention: Now and in the Future--It's Not All About Hypothermia. J Cardiothorac Vasc Anesth. 2016;30(2): 275-279.

[14] Tracy B, Armola R, Micham J. The "cold cord": a review of therapeutic hypothermia for traumatic spinal cord injuries. Am J Crit Care. 2015;24(6):540-543.

[15] 秦玲,周铁丽,吴巧萍,等. hTERT基因修饰神经干细胞移植修复大鼠脊髓损伤[J]. 医学研究杂志, 2016,45(2):99-104.

[16] Blacker DJ, Musuka T. Management of intracerebral hemorrhage in 2020. Future Neurology. 2015;6(6):745-756.

[17] Lee SH, Jin KS, Bang OY, et al. Differential Migration of Mesenchymal Stem Cells to Ischemic Regions after Middle Cerebral Artery Occlusion in Rats. PLoS One. 2015;10(8): e0134920.

[18] 张雪松. 外胚层间充质来源的神经干细胞-纤维蛋白支架复合体移植修复大鼠脊髓损伤的实验研究[D]. 镇江:江苏大学, 2016.

[19] Ashwal S, Hartman RE, Ghosh N, et al. Human neural stem cells reduce penumbral volume and improve motor and cognitive outcomes in neonatal hypoxic ischemic cerebra injury. Eur J Paediatric Neurol. 2015;19:S95.

[20] Liu H, Yang M, Pan L, et al. Hyperbaric Oxygen Intervention Modulates Early Brain Injury after Experimental Subarachnoid Hemorrhage in Rats: Possible Involvement of TLR4/NF-x03BA; B-Mediated Signaling Pathway. Cell Physiol Biochem. 2016;38(6):2323-2336.

[21] 余永涛,廖烨晖,唐强,等. 硫酸软骨素酶ABC及Nogo-66受体拮抗剂联合鼠胚神经干细胞移植对大鼠脊髓损伤的影响[J]. 中国脊柱脊髓杂志,2016,26(6):527-536.

[22] Ma J, Wang Z, Liu C, et al. Pramipexole-Induced Hypothermia Reduces Early Brain Injury via PI3K/AKT/GSK3β pathway in Subarachnoid Hemorrhage rats. Sci Rep. 2016;6:23817.

[23] 王喜良. 神经干细胞移植联合促红细胞生成素对脊髓损伤大鼠神经轴突修复作用的实验研究[D]. 内蒙古:内蒙古医科大学, 2015.

[24] Panackel C, Thomas R, Sebastian B, et al. Recent advances in management of acute liver failure. Indian J Crit Care Med. 2015;19(1):27-33.

引言

材料方法

1.1 设计 随机对照动物实验。

1.2 时间及地点 实验于2015年12月至2017年1月在天津医科大学实验动物中心完成。

1.3 材料

1.3.1 实验细胞 神经干细胞由上海昱都生物科技有限公司提供。

1.3.2 实验动物 健康成年雄性SD大鼠110只，用于建立脊髓损伤模型，由天津医科大学实验动物中心提供。

1.3.3 实验用主要试剂和仪器 Trizol试剂盒(BioTNT公司)；siRNA及PCR引物由广东瑞博生物有限公司合成；Caspase-3、Bcl-2、Syn、β-actin抗体、一抗(羊抗鼠)及辣根过氧化物酶标记的兔抗羊二抗(Santa Cruz 公司)。Vivid7彩色超声诊断仪(德国GE公司)；苏木精-伊红染色试剂盒(武汉博士德生物工程有限公司)；荧光定量PCR仪(江苏和创生物科技有限公司)；HP-V26温度测定仪、冰毯机、倒置显微镜(北京顺杰欣隆科技有限公司)；BrdU免疫组织化学试剂盒(大连宝生物工程有限公司)。

1.4 方法

1.4.1 神经干细胞体外培养及标记 体外培养大鼠神经干细胞，接种于培养皿中进行扩增，培养基为DMEM/F12培养基，于37 ℃，体积分数为5%CO₂培养箱培养，每3 d或4 d传代1次，实验选用第3代对数生长期细胞，首先加入0.25%胰酶进行消化处理，使细胞分散成单个细胞，然后放于37 ℃，体积分数为5%CO₂培养箱培养。3 d后换液，加入CM-Dil标记液进行标记，并对形成的神经球进行Nestin免疫组织化学染色。

1.4.2 脊髓损伤模型建立及实验分组 雄性成年SD大鼠110只，随机取20只为假手术组，余90只大鼠采用改良Allen 打击法于T₉节段建立脊髓损伤模型，将10 g重物通过立体固定仪于5 cm高度垂直打击该节段背侧正中，成功造模80只。使用 HP-V26 温度测定仪连续测量实验鼠肛温。将造模成功大鼠随机分为4组，每组20只：①脊髓损伤组，不做其他处理；②亚低温组，使大鼠温度保持在(34.0±0.5) ℃，连续3 d；③神经干细胞移植组，成模后使大鼠体温维持37 ℃，6 h后蛛网膜下腔植入1×10⁴ L^-1神经干细胞悬液1 mL，1次/d，连续3 d；④联合组，将大鼠放在冰毯上，维持亚低温(34.0±0.5) ℃，6 h后大鼠蛛网膜下腔植入1×10⁴L^-1神经干细胞悬液1 mL^[11]，1次/d，连续3 d。

1.4.3 大鼠神经行为学功能评分 分别于造模后1，3 d和1，2，3，4周通过BBB评分和斜板实验测定大鼠双下肢运动功能，每组随机取3只大鼠，每个时间点测定6次，取平均值。

BBB评分：将大鼠后肢运动功能分为22个等级，完全瘫痪为0分，完全正常为21分，主要观测指标为关节活动度，负重情况、肢体协调度及前肢和鼠尾活动情况。

斜板实验^[12]：在斜板面垫以6 mm厚的橡胶垫，按垂直于斜板的方向放置大鼠，缓慢上调斜板倾斜度(从0°起始慢慢上调，每次上调5°)，大鼠可在斜板上最少滞留5 s时，记下最大倾斜度。采用双盲法来评估。

1.4.4 苏木精-伊红染色观察各组大鼠脊髓组织形态 造模后4周，每组随机选取4只大鼠，于脊髓组织中远2/3处切去约5 mm×5 mm大小的标本，放入体积分数为4%甲醛溶液中固定，经石蜡包埋切片，厚4 μm，进行苏木精-伊红染色，显微镜下观察。

1.4.5 荧光显微镜观察CM-Dil标记的神经干细胞存活及分布 造模后4周，每组随机选取4只大鼠，取脊髓组织，制作冰冻切片，荧光显微镜下观察。

1.4.6 RT-PCR检测脊髓损伤区周围Caspase-3、Bcl-2、Syn基因的表达 造模后4周，每组随机选取4只大鼠，将脊髓损伤区组织剪碎后置于1.5 mL无RNA酶的EP管中，与液氮一起进行研磨，然后加入1 mL Trizol，按照相关说明进行操作，得到总RNA。取约2 μL RNA进行反转录，转录产物为cDNA。第1步：10 μL反应体系(2 μL gDNA buffer，2 μL样本RNA，4 μL RNAse-free水)，42 ℃反应3 min；第2步：20 μL反应体系(第1步反应液体，2 μL RT buffer，2 μL反转基因的引物，1 μL反转录酶，5 μL RNAse-free水)，95 ℃ 15 min，42 ℃ 3 min。反应后得到所需cDNA。

将反转录得到的特定片段作为PCR反应的模板进行PCR反应，整个操作根据相关试剂盒的说明进行。设计qPCR引物序列如下，Caspase-3的上游引物：5’-CTA CAG CAC CTG GTT ACT ATT C-3’，下游引物：5’-TAC AGT TCT TTC GTG AGC AT-3’；Bcl-2的上游引物：5’-TGT TGT GCA TCT TCT TGG CA-3’，下游引物：5’-CGT GCT CAC GTC TAG TCT-3’；Syn的上游引物：5’-CGG AGG ATT AGG GAG TTT-3’，下游引物：5’-GGA TGG GTT TGT CGT GTT-3’，内参GAPDH的上游引物：5’-CTA CCC ACG GCA AGT TCA AT-3’，下游引物：5’-GGA TGC AGG GAT GAT GTT CT-3’。qPCR反应条件：95 ℃ 5 min (预变性)，95 ℃ 5 s (变性)，60 ℃ 30 s (退火)，72 ℃ 30 s (延伸)，25个循环，终延伸72 ℃ 8 min。用凝胶图像分析仪对图像进行自动分析^[13-14]。

1.4.7 TUNEL法检测细胞凋亡情况 造模后4周，每组随机选取4只大鼠，取脊髓组织，经多聚甲醛固定，切片，显色、复染、脱水、透明、中性树脂封固等不同处理，光镜下观察。

1.4.8 通过体感诱发电位和运动诱发电位观察大鼠神经电生理恢复情况 造模4周后，每组随机选取4只大鼠，运用RM6240多功能信号采集系统进行体感诱发电位和运动诱发电位检测。①体感诱发电位：正向电压单向刺激，强度为9 V，波宽0.1 ms，频率40 Hz，灵敏度50 μV，手动触发50次以上。将刺激电极插入实验鼠下肢脊神经后根，正负极相差1 cm，记录电极和参考电极相隔1 cm，均在感觉运动区皮质，地线在背部皮下。②运动诱发电位：刺激方式与上法相同，不同处为强度为10 V，灵敏度为20 μV，刺激电极在皮质感觉运动区。两者都把第一个负波(N波)的波谷和波幅作为观察指标。

1.5 主要观察指标 ①大鼠双下肢运动功能；②大鼠脊髓损伤区周围Caspase-3、Bcl-2、Syn基因的表达；③脊髓组织细胞凋亡率；④大鼠神经电生理恢复情况。

1.6 统计学分析 采用SPSS 16.0软件(SPSS Inc., Chicago，IL，USA)对实验中所有数据进行处理分析，实验中计量资料用x(_)±s表示，多组样本均数比较采用单因素方差分析法，P < 0.05为差异有显著性意义。

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讨论

近年来研究发现中枢神经系统内受损的神经元在一些治疗因素的作用下能够存活，丧失的功能可得到部分恢复。另外，研究也发现在成年哺乳动物的中枢神经系统中存在神经干细胞，能产生新的神经元代替死亡的神经元。目前脊髓损伤后的修复治疗研究取得了许多进步，其中比较有希望的治疗方法是细胞移植治疗^[15-19]。

神经干细胞可以在宿主中枢神经系统部位存活、分化、迁移，并受周围内环境的影响，在神经受损后的修复中发挥作用^[20]。神经干细胞移植虽有一定的效果，但也存在一些局限性^[21-22]。很多实验结果显示，亚低温对于减缓继发性神经受损卓有成效，对重度脊髓损伤有保护作用^[23]，其作用机制可能包含：抑制兴奋性氨基酸的生成，阻碍 Ca²⁺内流，调控钙调蛋白激酶Ⅱ和蛋白激酶C的活性，减缓脑缺血后炎症反应，抑制水肿产生，下调氧代谢率，减少自由基生成，从而降低细胞坏死和凋亡^[24]。实验用亚低温联合神经干细胞蛛网膜下腔移植治疗大鼠脊髓损伤，探讨其对脊髓损伤功能恢复的影响。

实验结果显示联合组大鼠下肢运动功能(BBB评分和斜板实验评分)优于神经干细胞组及亚低温组，神经干细胞组及亚低温组优于脊髓损伤组，细胞凋亡数则相反。说明亚低温联合神经干细胞移植能够有效促进脊髓损伤后大鼠运动功能的恢复。造模后72 h，与脊髓损伤组相比，联合组Caspase-3基因水平显著降低，Bcl-2及Syn分子和蛋白表达显著升高(P < 0.05)。Bcl-2及Syn是神经系统的重要保护因子。Bcl-2和Syn表达上调能促进哺乳动物神经系统轴突生成。苏木精-伊红染色见神经干细胞组及亚低温组损伤区脊髓空洞较小，联合组脊髓空洞几乎消失。造模后4周，体感诱发电位和运动诱发电位的潜伏期：联合组<神经干细胞组和亚低温组<脊髓损伤组，组间差异有显著性意义(P < 0.05)。

综上所述，亚低温干预联合大鼠神经干细胞蛛网膜下腔植入可促进脊髓损伤大鼠神经突触的再生，降低脊髓损伤周围Caspase-3水平和神经细胞凋亡，促进Bcl-2及Syn水平上调，改善大鼠的肢体运动功能和电生理功能。此研究为亚低温干预联合神经干细胞移植治疗脊髓损伤提供了理论基础，为后续继续研究脊髓损伤的发病机制提供了新思路。

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