研究表明,人骨髓MSCs可以抑制混合淋巴细胞反应(mixed lymphocyte reactions, MLRs)中或由多克隆活化剂刺激引起的T细胞增殖
[12-13],抑制T细胞活化表型CD25、CD38、CD69的表达
[14]。人胎盘来源的MSCs能直接抑制外周血和脐带血来源的T细胞的增殖
[11]。目前认为,MSCs对T细胞的负性调节机制主要通过MSCs与T细胞直接接触以发挥其免疫抑制作用
[15-16],或通过MSCs分泌转化生长因子β1、肝细胞生长因子、白细胞介素10、PG-E2等多种可溶性因子介导其对T细胞的负性调节作用
[12]。Sheng等
[17]用小鼠MSCs与淋巴细胞共培养,刺激淋巴细胞后检测上清液中的细胞因子发现γ-干扰素和肿瘤坏死因子α有较高水平,且γ-干扰素可以促使B7-H1在MSCs上表达的上调,在触发MSCs的免疫抑制作用中起重要作用。Augello等
[18]的研究显示,小鼠BMSCs表达B7H1,并且B7H1参与了小鼠BMSCs对T细胞的抑制作用。而目前关于B7H1在hPMSCs对T细胞的负性调节中的作用机制尚未见报道。
B7H1属于B7家族成员,是重要的负性共刺激分子之一,可以通过与活化T细胞表面的PD-1结合为T细胞提供负性信号,从而对T细胞的增殖产生抑制作用。研究表明,B7H1可表达于心脏、肺、骨骼肌、肾、胸腺及甲状腺等组织[19]。资料及本实验显示原代培养的hPMSCs高表达B7H1,提示B7H1可能在hPMSCs对T细胞增殖抑制中发挥着重要的负性调节作用,但具体机制不明确。
siRNA干扰技术是一种高效、特异的基因沉默手段。siRNA片段与目的基因mRNA的同源序列互补结合,会导致整条mRNA失去翻译成蛋白质的功能[20-21]。实验从人胎盘中分离培养hPMSCs,采用化学合成的B7H1 siRNA序列,由脂质体介导转入hPMSCs,通过倒置荧光显微镜观察转染效率、RT-PCR检测阻断效果。实验结果证实,化学合成的siRNA能很好转入hPMSCs,并能有效阻断B7H1的表达。
B7H1阻断后,hPMSCs的黏附能力显著增强,提示B7H1对hPMSCs的黏附有重要影响,但具体机制不明确。研究表明,某些炎性因子如肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β可以通过上调黏附分子VCAM-1的表达[22-23],使小鼠BMSCs的黏附能力增加。Brooke等[24]研究证实,VCAM-1可表达于hPMSCs。本实验中用siRNA阻断B7H1的表达后,可能影响到VCAM-1等黏附分子的表达,造成hPMSCs黏附能力的改变。而阻断B7H1的表达后对hPMSCs的细胞形态无明显影响。
研究表明,MSCs能靶向迁移到损伤组织、慢性炎症部位及肿瘤部位的特性[25-26],使其在临床有广阔应用前景。本实验对B7H1阻断前后hPMSCs的迁移能力做了检测,DMEM-LG培养基条件下,阻断组hPMSCs迁移数量明显下降,这可能与其黏附能力的增强有关。hPMSCs培养上清条件下正常组细胞的迁移数量大量增加,hPMSCs培养上清中存在多种细胞因子,对hPMSCs的趋化具有重要意义。而B7H1阻断后,hPMSCs的迁移能力显著减弱,提示B7H1对hPMSCs的迁移亦有重要影响。研究表明,hPMSCs能表达ALCAM、VCAM-1等多种黏附分子[24],这些分子参与其靶向迁移作用。用siRNA阻断B7H1的表达后,是否会影响hPMSCS对黏附分子的表达,从而造成hPMSCs迁移能力的下降,有待进一步研究。Brooke等[24]的研究结果表明,hPMSCs表达趋化性细胞因子受体CXCR-4,并且在其迁移中发挥重要作用。故作者观察了B7H1阻断后,对hPMSCs向SDF-1α的靶向迁移的影响。结果显示,SDF-1α作用下,hPMSCs的迁移数量增加,但B7H1阻断组的细胞迁移数量明显少于未阻断组,提示B7H1的阻断对hPMSCs沿SDF-1α/CXCR-4轴向迁移产生重要影响。文献报道,细胞因子如干细胞因子[27]、白细胞介素6能诱导CXCR4在CD34+细胞上的表达。而作者前期实验结果证实,hPMSCs表达干细胞因子和白细胞介素6。但是,阻断B7H1是否会通过影响hPMSCs对干细胞因子、白细胞介素6的表达,使CXCR-4的表达下调,从而削弱了hPMSCs向SDF-1α的靶向迁移能力,这是要进一步研究的内容之一。
综上所述,本实验认为hPMSCs高表达B7H1,通过脂质体介导的siRNA转染可以有效阻断B7H1的表达,而阻断B7H1后hPMSCs的黏附能力显著增强,迁移能力明显减弱,提示B7H1作为重要的负性共刺激分子之一,对hPMSCs生物学行为有重要影响,为B7H1等共刺激分子在hPMSCs上表达的生物学意义的后续研究提供重要的理论依据。