兔主动脉内皮细胞的分离培养及生物学特性

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.3525

中国组织工程研究 ›› 2021, Vol. 25 ›› Issue (19): 3000-3003.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.3525

• 干细胞基础实验 basic experiments of stem cells • 上一篇下一篇

兔主动脉内皮细胞的分离培养及生物学特性

曹阳1，张军平2，彭立3，丁义4，李光辉1

1天津中医药大学附属武清中医院，天津市 301700；2天津中医药大学第一附属医院，天津市 300193；3贵州中医药大学，贵州省贵阳市 550025；4天津市红桥区邵公庄街社区卫生服务中心，天津市 300122

收稿日期:2020-06-08 修回日期:2020-06-13 接受日期:2020-07-31 出版日期:2021-07-09 发布日期:2021-01-13
通讯作者: 张军平，博士，主任医师，教授，副院长，天津中医药大学第一附属医院，天津市 300193
作者简介:曹阳，女，1984年生，黑龙江省肇州县人，汉族，2013年天津中医药大学毕业，硕士，主治医师，主要从事中医药防治心血管病方面的研究。

Isolation and culture of rabbit aortic endothelial cells and biological characteristics

Cao Yang1, Zhang Junping2, Peng Li3, Ding Yi4, Li Guanghui1

1Wuqing Hospital of Traditional Chinese Medicine Affiliated to Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301700, China; 2First Affiliated Hospital of Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 300193, China; 3Guizhou University of Traditional Chinese Medicine, Guiyang 550025, Guizhou Province, China; 4Community Health Service Center of Shaogongzhuang Street of Hongqiao District of Tianjin, Tianjin 300122, China

Received:2020-06-08 Revised:2020-06-13 Accepted:2020-07-31 Online:2021-07-09 Published:2021-01-13
Contact: Zhang Junping, MD, Chief physician, Professor, First Affiliated Hospital of Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 300193, China
About author:Cao Yang, Master, Attending physician, Wuqing Hospital of Traditional Chinese Medicine Affiliated to Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301700, China

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
酶消化法：是利用消化酶解离组织等的一种方法。
CD34免疫细胞化学染色：CD34属于A型跨膜蛋白的磷酸糖蛋白，是一种相对分子质量为110 000的单链跨膜蛋白，主要表达于造血干细胞、急性白血病细胞和血管内皮细胞，因此CD34可作为血管内皮细胞的特异性标记物之一。

背景：为获得大量高纯度的内皮细胞，以便更好地开展对内皮细胞相关疾病的实验研究，此次研究通过改进消化酶配比比例，更新内皮细胞的分离、培养方法。
目的：探索兔主动脉内皮细胞的体外培养方法，并对其进行鉴定，为更好地开展对内皮细胞相关疾病的实验研究奠定基础。
方法：采用复合酶消化法，获取兔主动脉内皮组织及细胞悬液，经密度梯度离心后，获得纯度较高的血管内皮细胞，并进行体外培养。进一步对兔主动脉内皮细胞进行CD34免疫细胞化学染色鉴定，并进行细胞纯度分析。
结果与结论：①体外培养出的血管内皮细胞在形态上呈典型的“铺路石”状排列；②此外免疫组化显示分离的细胞可强阳性表达CD34，证明其为内皮细胞；③对免疫组化照片进行定量分析，显示所有细胞均为CD34阳性细胞，即获得的内皮细胞纯度约大于95%；④提示采用复合酶消化法获取的兔主动脉内皮组织及细胞悬液，经密度梯度离心后，可获得纯度较高的血管内皮细胞，并通过体外培养的方法成功分离并培养了兔主动脉内皮细胞。

https://orcid.org/0000-0002-2893-2980(曹阳)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 兔, 主动脉, 内皮细胞, 原代培养, 鉴定, CD34, 细胞纯度

Abstract: BACKGROUND: To obtain a large number of high-purity endothelial cells, so as to carry out better experimental research on endothelial cell-related diseases, this paper updated the separation and culture methods of endothelial cells by improving the ratio of digestive enzymes.
OBJECTIVE: To explore the culture method of rabbit aortic endothelial cells in vitro and identify them, so as to lay a foundation for better experimental study of endothelial cell-related diseases.
METHODS: The endothelial tissue and cell suspension of rabbit aorta were obtained by compound enzyme digestion. After density gradient centrifugation, high-purity vascular endothelial cells were obtained and cultured in vitro. Furthermore, the rabbit aortic endothelial cells were identified by CD34 immunocytochemical staining and the cell purity was analyzed.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) The vascular endothelial cells cultured in vitro were arranged in the shape of typical “paving stone”. (2) In addition, immunohistochemistry showed that the isolated cells were strongly positive for CD34-staining, to prove that they were endothelial cells. (3) The quantitative analysis of the immunohistochemical photos showed that all the cells were CD34-positive cells; that is, the purity of the obtained endothelial cells was more than 95%. (4) The endothelial tissue and cell suspension of rabbit aorta were obtained by compound enzyme digestion. After density gradient centrifugation, high-purity vascular endothelial cells were obtained. Rabbit aortic endothelial cells were isolated and cultured successfully in vitro.

Key words: rabbit, aorta, endothelial cells, primary culture, identification, CD34, cell purity

中图分类号:

曹阳, 张军平, 彭立, 丁义, 李光辉. 兔主动脉内皮细胞的分离培养及生物学特性[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(19): 3000-3003.

Cao Yang, Zhang Junping, Peng Li, Ding Yi, Li Guanghui. Isolation and culture of rabbit aortic endothelial cells and biological characteristics[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(19): 3000-3003.

图/表（结果） 4

2.1 倒置相差显微镜观察细胞培养结果倒置显微镜下可见呈扁平梭形[12]、多角形、镶嵌形排列的内皮细胞贴壁生长，随细胞数目增加而形成单层铺路石样排列(图1)。经吉姆萨染色后镜下观察，细胞呈扁平的多角形，边界清楚，胞浆丰富着淡蓝色，核多呈卵圆形居中，核仁较明显有2-4枚(图2)。免疫组化染色：内皮细胞经CD34免疫细胞化学染色后内皮细胞呈强阳性反应，细胞膜出现棕褐色着色，胞质内显示棕褐色颗粒(图3)，证实所培养细胞为内皮细胞。

2.2 细胞成活率测定按计数板的四角大方格(每个大方格又分16个小方格)内的细胞数计数。计数时，只计数完整的血管内皮细胞，若细胞聚成一团则按一个细胞进行计数；在一个大方格中，若有细胞位于线上，一般计下线、左线细胞，不计上线、右线细胞；二次重复计数误差不超过±4%。镜下观察，凡折光性情强而不着色者为拒染的活细胞，染上蓝色者为死细胞，按细胞悬液细胞数/mL=4个大格细胞总数/4×
10 000×稀释倍数的计算方式，经计算得其存活率为>90%。
2.3 CD34免疫细胞化学染色鉴定结果 CD34免疫组化染色结果显示，内皮细胞膜出现棕褐色着色，细胞内含有褐色颗粒，表明分化后的细胞表达CD34(图3)。
2.4 内皮细胞生长曲线兔主动脉内皮细胞的传代细胞增殖速度明显增快，生长曲线为“S”形，在细胞培养的第1天细胞开始生长，但速度较慢；第2-4天生长加快，进入对数生长期；第5天后内皮细胞增殖缓慢，细胞进入平台期，细胞倍增时间为第2天(图4) 。
2.5 细胞纯度分析将CD34免疫细胞化学染色后的主动脉内皮细胞置于400倍显微镜下，随机选5个视野进行细胞计数，所见细胞均为阳性染色细胞，阳性表达率约大于95%，提示联合应用Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、Ⅳ型胶原酶、0.25%胰蛋白酶(按1∶1∶1∶1∶4混合)的消化液消化后分离、培养主动脉内皮细胞，可获取的内皮细胞纯度约大于95%。

参考文献

[1] NATHAN C. Points of control in inflammation. Nature. 2002;420:846-852.
[2] WANG Y, ZHANG MX, MENG X, et al. Atorvastatin suppresses LPS-induced rapid upregulation of Toll-like receptor 4 and its signaling pathway in endothelial cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2011;300(5):H1743-1752.
[3] KAWAKAMI A, AIKAWA M, ALCAIDE P, et al. Apolipoprotein CIII induces expression of vascular cell adhesion molecule-1 in vascular endothelial cells and increases adhesion of monocytic cells. Circulation. 2006;114(7):681-687.
[4] LI X, RONG Y, ZHANG M, et al. Up-regulation of thioredoxin interacting protein (Txnip) by p38 MAPK and FOXO1 contributes to the impaired thioredoxin activity and increased ROS in glucose-treated endothelial cells. BiochemBiophys Res Commun. 2009;381(4):660-665.
[5] ISHIZAWA K, YAMAGUCHI K, HORINOUCHI Y, et al. Drug discovery for overcoming chronic kidney disease (CKD): development of drugs on endothelial cell protection for overcoming CKD. J Pharmacol Sci. 2009;109(1):14-19.
[6] OOMMEN S, GUPTA SK, VLAHAKIS NE. Vascular endothelial growth factor A (VEGF-A) induces endothelial and cancer cell migration through direct binding to integrin {alpha}9{beta}1: identification of a specific {alpha}9{beta}1 binding site. J Biol Chem. 2011;286(2):1083-1092.
[7] PATI S, GERBER MH, MENGE TD, et al. Bone marrow derived mesenchymal stem cells inhibit inflammation and preserve vascular endothelial integrity in the lungs after hemorrhagic shock. PLoS One. 2011;6(9):e25171.
[8] 颜培华,李凤芝.大鼠主动脉内皮细胞培养及鉴定方法[J].军事医学科学院院刊,1993,17(2):124-126.
[9] 谭培艺,高卫真,康毅,等.机械刮取法体外培养牛胸主动脉内皮细胞[J].天津医科大学学报,2010,16(2):198-200.
[10] The Ministry of Science and Technology of the People’s Republic of China. Guidance Suggestions for the Care and Use of Laboratory Animals. 2006-09-30. 中华人民共和国科学技术部. 关于善待实验动物的指导性意见.2006-09-30.
[11] 丁莉利,杨丞,陈建娜,等. CD34免疫组化染色在高分化肝细胞癌诊断中的意义[J]. 海南医学,2018,29(11):1057-1059.
[12] 黄文,谈红,王潞,等.氯沙坦对动脉粥样硬化兔主动脉内皮细胞凋亡的影响及机制探讨[J].山东医药,2017,57(14):50-52.
[13] JAFFE EA, NACHMAN RL, BECKER CG, et al . Culture of human endothelial cells derived from umbilical cord vein : identification by morphologic and immunologic criteria. J Clin Invest. 1973;52(10):2745-2756.
[14] 高航,关春艳. 兔主动脉内皮细胞培养及鉴定:内皮细胞分离方式及培养条件的改良[J]. 中国组织工程研究与临床康复,2010,14(11):50-52.
[15] GARR ICK RA. Isolation and culture of capillary endothelial cells from the eel, Anguilla rostrata. Microvasc Res. 2000;59(3):377-385.
[16] 芦阳,刘宏伟.血管内皮细胞的自分泌和旁分泌与创面愈合的相关性[J].感染、炎症、修复,2017,18(3):169-174.

引言

材料方法

1.1 设计单一样本观察实验。
1.2 时间及地点于2012年6至10月在天津中医药大学国家中医药管理局病理三级实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 主要试剂 M199培养基、胎牛血清、胰蛋白酶均购于Hyclone公司；Ⅰ，Ⅱ，Ⅲ，Ⅳ型胶原酶均购于Sigma公司；鼠抗兔CD34多克隆抗体购于北京中杉金桥公司。
1.3.2 实验动物 2月龄雄性日本大耳白兔，普通级，体质量1.8-2.0 kg，由北京维通利华实验动物技术有限公司提供，生产许可证号：SCXK(京)2007-0001，防疫合格证号：20060038。在天津中医药大学动物饲养中心适应性喂养1周，自由进食饮水，保持生活环境通风及清洁卫生，观察进食、饮水、活动、尿便情况，并确认为健康日本大耳白兔，用于兔主动脉内皮细胞的分离、培养。
实验过程中对动物的处置符合2006年科学技术部发布的《关于善待实验动物的指导性意见》[10]，经天津中医药大学动物实验伦理委员会批准。
1.4 方法
1.4.1 内皮细胞的原代培养 2月龄日本大耳白兔在天津中医药大学动物饲养中心适应性喂养1周，并确认为健康日本大耳白兔后，用乙醚将其吸入麻醉，固定动物。用水湿润日本大耳白兔颈、胸、腹部位，绷紧皮肤进行被毛，用弯头手术剪剪去颈、胸、腹部位的兔毛，头部用体积分数75%的乙醇棉球消毒3遍，自颈部以下置于体积分数75%的乙醇中浸泡5 min，在无菌环境中，自兔颈部以下用碘伏消毒2次，用体积分数75%的乙醇脱碘2次。
于前正中线自下而上打开腹腔和胸腔，将脏器摆放至不影响操作的一侧，注意不要触破膀胱和血管，充分暴露心脏。沿脊柱钝性分离腹主动脉，于横隔段至髂总动脉段取下；小心剪开心包，钝性分离胸主动脉，于主动脉根部至横膈段取下，将腹、胸主动脉置于无菌培养皿中，用含5%青链霉素的PBS冲洗3次。
分别于近心端剪一环形切口，纵向剪开血管，内膜面向下铺入装有2 g/L Ⅰ型胶原酶、2 g/L Ⅱ型胶原酶、2 g/L Ⅲ型胶原酶、2 g/L Ⅳ型胶原酶、0.25%胰蛋白酶混合消化液(按1∶1∶1∶1∶4混合)的培养皿中，于37 ℃、体积分数为5%的CO2培养箱中消化约10 min后，镜下观察有较多细胞消化下来即可。再按1∶1体积向装有内皮细胞的培养皿中加入培养基以终止消化。用无菌不锈钢镊子轻轻地将内膜层刮几遍，使血管内皮细胞脱落于培养液中，用移液器将刮下来的细胞悬液，移入15 mL的离心管中，以1 000 r/min×
6 min离心，弃上清，用M199培养基(含胎牛血清20%、青链霉素2%)混匀沉淀细胞，吹打分散至单个细胞，用移液器将其转移至用多聚赖氨酸包被的24孔板内，置于37 ℃、体积分数5%的CO2培养箱中培养，于倒置相差显微镜(×50)下观察内皮细胞生长情况：24 h细胞贴壁，48 h后用首次半定量法换液，去除部分细胞碎片和未能贴壁的细胞。
1.4.2 细胞成活率测定原代细胞培养24 h后，用倒置相差显微镜(×50)观察细胞培养结果。取出在CO2培养箱中的24孔板，向其中一孔加入0.25%胰蛋白酶消化液0.5 mL，显微镜下观察，待细胞收缩变圆后，加入1.5 mL培养基轻轻吹打，用移液器将其移入15 mL的离心管中，24孔板放回
37 ℃、体积分数5%的CO2培养箱中，将15 mL离心管以
1 000 r/min×6 min离心，弃上清，取M199培养基(含胎牛血清20%、青链霉素2%)1 mL混匀沉淀细胞，使细胞充分悬浮，用移液器取0.5 mL单细胞悬液移入1.5 mL EP管中，按1∶1比例滴加0.4%锥虫蓝溶液0.5 mL，混匀，将其缓慢从计数板的边缘滴入，以便填充计数板和盖玻片之间的空隙，稍候片刻，将计数板放在倒置相差显微镜(×400)下，用血球计数板计数活细胞和死细胞。
1.4.3 内皮细胞的传代培养待单层细胞长满约80%后，向每孔加入0.25%胰蛋白酶消化液0.5 mL，显微镜下观察，待细胞收缩变圆后，加入1.5 mL培养基轻轻吹打，移入15 mL的离心管中，以1 000 r/min×6 min离心，弃上清，用M199培养基(含体积分数20%胎牛血清、2%青链霉素)混匀沉淀细胞，使细胞充分悬浮，血球计数板计数，按5×104个/瓶移入T-25培养瓶中继续培养。
1.4.4 细胞增殖检测选择第2代内皮细胞，接种浓度为
(1-3)×104 cm-2，平均接种于24孔板内。第1-7天每隔24 h 取3孔细胞，弃培基，消化后于倒置显微镜下用血细胞计数板计数细胞，取其平均值，以对数表示于半对数坐标纸上，绘制主动脉内皮细胞生长曲线。
1.4.5 内皮细胞形态学观察培养过程中在倒置显微镜下观察活细胞的形态特点、经吉姆萨染色(步骤见细胞成活率测定)并摄片，观察所培养细胞是否为内皮细胞。
1.4.6 CD34免疫细胞化学染色 CD34属于A型跨膜蛋白的磷酸糖蛋白，是一种相对分子质量为110 000的单链跨膜蛋白，主要表达于造血干细胞、急性白血病细胞和血管内皮细胞[11]，因此CD34可做为血管内皮细胞的特异性标记物之一。
此次实验向35 mm皿中植入2 mL含有1×106细胞的细胞悬液，待细胞贴壁后，0.01 mol/L PBS轻轻漂洗3次，每次约
2 min；加无水乙醇于4 ℃冰箱固定约2 h，弃无水乙醇；加PBS(盖过皿底)，于4 ℃冰箱约2 h，弃PBS；0.01 mol/L PBS轻轻漂洗3次，每次2 min，滴加一抗，放入湿盒内4 ℃过夜，同时另一皿内不加一抗作为阴性对照组。次日，用PBS冲洗3次，每次2 min，滴加辣根酶标记的IgG，37 ℃培养箱中孵育约45 min，0.01 mol/L PBS轻轻漂洗3次，每次约2 min；滴加DAB显色液显色，显微镜下观察，待出现特异性染色后，终止显色，以细胞膜出现棕褐色沉淀判定为阳性结果，相差显微镜下观察并摄片，以确定其是否为主动脉内皮细胞并进行纯度分析。
1.4.7 细胞纯度分析将经CD34免疫细胞化学染色后的主动脉内皮细胞，于倒置相差显微镜(×400)下随机选5个视野进行细胞计数，计算细胞的阳性表达率，细胞阳性表达率=阳性细胞数/细胞总数×100%。
1.5 主要观察指标 ①酶消化法分离、培养兔主动脉内皮细胞结果；②吉姆萨染色法观察主动脉内皮细胞的形态特点；③CD34免疫细胞化学染色鉴定结果；④细胞计数法绘制主动脉内皮细胞生长曲线。

讨论

自JAFFE等[13]在1973年成功进行脐静脉内皮细胞培养以来，国内外对内皮细胞的生物学特性进行了大量的研究，如选择性屏障、血管活性物质代谢、止血、抗凝与纤溶系统的功能等。又因为内皮细胞具有异质性，不同动物，不同组织、器官，不同血管的内皮细胞，在结构、功能、抗原成分、代谢特性、对生长因子的反应等方面皆有不同，甚至在同一微循环单位内不同节段的内皮细胞也会表现出明显的差异性。因此，建立不同动物、不同组织器官的内皮细胞体外培养体系是十分必要的。有研究表明，组织块移植和机械刮取法是获取主动脉内皮细胞的常用方法[8-9]，但这两种方法均易混杂平滑肌细胞或其他血管壁细胞，从分离细胞数量、保持细胞活性来看，采用酶消化法能比较容易地获得高纯度兔原代主动脉内皮细胞[14]。此次实验采用联合Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、Ⅳ型胶原酶、0.25%胰蛋白酶(按1∶1∶1∶1∶4混合)消化的方法获取原代兔主动脉内皮细胞，通过对其进行体外培养、传代、鉴定，观察到如下几点体外培养的生物学特征：①体外培养兔主动脉内皮细胞的生长呈典型的“铺路石”样生长；②CD34 免疫组化染色后，内皮细胞膜出现棕褐色着色，细胞内含有褐色颗粒，表明分化后的细胞可以表达CD34；③主动脉内皮细胞容易贴壁，但由于内皮细胞长成单层铺满后存在接触性抑制，细胞数量不再增殖，故MTT法进行增殖测定时，生长曲线为“S”形，内皮细胞的数量在第5天进入平台期；④冻存复苏后的内皮细胞仍然保持活力，增殖旺盛，说明内皮细胞对恶劣环境的耐受力比较强。
随着主动脉内皮细胞分离、培养方法的不断改进，此次及研究有如下几点心得体会：①在消化过程中，消化时间决定了分离细胞的活力和纯度。消化法分离细胞时，时间过短，则细胞量太少；消化时间过长，则细胞受损程度高、状态及活力不佳，且细胞纯度降低，故此次实验的消化时间约
10 min，且联合应用Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、Ⅳ型胶原酶、0.25%胰蛋白酶(按1∶1∶1∶1∶4混合)，既弥补了单一酶消化细胞力量不足，降低了胰蛋白酶对细胞的损伤，同时又保证了细胞的纯度。②消化后用无菌不锈钢镊子刮内膜时，用力一定要轻，使镊子对内膜层有接触感即可，或可轻轻撕下一层薄膜即兔主动脉血管内膜。③在内皮细胞的鉴定方面，由于CD34鉴定内皮细胞可重复性较好，故除了形态学观察外，常进行CD34免疫细胞化学染色鉴定；为使兔主动脉内皮细胞更好地应用于实验，还进行了细胞纯度分析，发现兔主动脉内皮细胞表现出接触性抑制的“铺路石”样特征，其标记物CD34表达阳性，未发现平滑肌细胞或其他细胞等，提示此次实验获得了数量可观的高纯度血管内皮细胞。④有研究表明，在原代和传代培养条件中，添加内皮细胞生长因子，即可以促进内皮细胞的生长，又可以抑制周细胞及成纤维细胞等混杂细胞生长[15]，如内皮细胞生长补充物、表皮生长因子、内皮细胞生长因子、碱性成纤维细胞生长因子、血管内皮生长因子等；但由于血管内皮细胞生长因子可通过细胞间相互接触，以自分泌/旁分泌的形式发挥作用[16]，故此次实验未额外添加内皮细胞生长因子，而是采用单孔面积较小的24孔板培养原代细胞，增加细胞间的接触，促使其积极的分泌生长因子，达到促进内皮细胞生长的目的。
结论：此次实验联合应用Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、Ⅳ型胶原酶、0.25%胰蛋白酶(按1∶1∶1∶1∶4混合)的消化液消化，其培养、传代、鉴定方法简捷经济，成功率高，重复性强，能获得大量高纯度的内皮细胞，以期为内皮细胞相关疾病的实验研究提供较为理想的研究材料和技术支持。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	吴训, 孟娟红, 张建运, 王亮. 浓缩生长因子修复兔髁突全层软骨损伤[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1166-1171.
[3]	张雯雯, 金颂峰, 赵国梁, 宮丽鸿. 复方中药稳斑汤减少同型半胱氨酸诱导大鼠心肌微血管内皮细胞凋亡的作用机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(5): 723-728.
[4]	蒋欣, 乔良伟, 孙东, 李明, 房军, 曲青山. 肾移植患者血清中长链非编码RNA PGM5-AS1表达及调控人肾小球内皮细胞的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(5): 741-745.
[5]	姜涛, 马磊, 李志强, 寿玺, 段明军, 吴硕, 马创, 魏琴. 血小板衍生生长因子BB诱导骨髓间充质干细胞向血管内皮细胞分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(25): 3937-3942.
[6]	高坤, 陈大宇, 张勇, 刘伟东, 孙淑芬, 赖文强, 马笃军, 吴益宏, 林展鹏, 蒋鹰鹭, 余伟吉. 牛膝醇提物调控滑膜成纤维细胞外泌体抑制软骨细胞外基质降解[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(23): 3636-3640.
[7]	陈思奇, 先德彬, 徐荣胜, 覃中杰, 张磊, 夏德林. 羟基磷灰石-磷酸三钙支架复合骨髓间充质干细胞和人脐静脉内皮细胞对大鼠颅骨缺损修复早期成血管的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3458-3465.
[8]	莫剑玲, 何少茹, 冯博文, 简敏桥, 张晓晖, 刘财盛, 梁一晶, 刘玉梅, 陈亮, 周海榆, 刘艳辉. 构建预血管化细胞膜片及血管形成相关因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3479-3486.
[9]	穆钰峰, 魏利娜, 吴勇, 邵安良, 陈亮, 屈树新, 徐丽明. α-半乳糖基抗原缺失模型兔的研制与评价[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(2): 281-285.
[10]	刘杏, 魏晓菡, 邓洁, 李仲铭. 骨骼肌钝挫伤兔模型制备与打击力度的关系[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(2): 196-200.
[11]	李聪聪, 姚楠, 黄丹娥, 宋敏, 彭莎, 李安安, 卢超, 刘文刚. 人髌下脂肪垫干细胞的鉴定及成软骨分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(19): 2976-2981.
[12]	陈谱, 阮安民, 周俊, 张晓哲, 马玉峰, 宗晨钟, 王庆普. 通络止痛凝胶干预膝关节骨性关节炎模型兔的软骨炎症及退变[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(17): 2670-2675.
[13]	王惠丽, 陈志江, 吴炳义. 神经胶质成熟因子γ抑制人结直肠癌LoVo细胞增殖并影响人脐静脉内皮细胞的骨架运动[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(13): 2055-2059.
[14]	刘涛, 张霓霓, 黄桂林. 细胞外囊泡与放射性组织损伤的关系[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(13): 2121-2126.
[15]	高子清, 阮思蓓, 李丽, 凌凤, 唐晓琴, 康清梅, 罗斯译, 罗静, 唐亚平 , 唐明希. tTA/tetO-CCKR-2 双转基因模型小鼠鉴定及生存时间分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(11): 1682-1687.