痰热清联合人羊膜间充质干细胞移植对输血相关急性肺损伤的保护

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2017.21.013

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
人羊膜间充质干细胞：羊膜位于胎盘的最内层，主要由来源于外胚层的上皮细胞和来源于中胚层的间充质细胞构成。其不含血管，细胞成分相对简单，在胎儿娩出后即成为“废弃物”。人羊膜间充质干细胞有着来源丰富、无需有创操作、取材几乎不受限制、分离培养方法简便、有向3个胚层来源的组织细胞分化的潜能、免疫原性低等多种优点，可能成为一种更加理想的间充质干细胞临床研究及应用的来源。
急性肺损伤：是各种直接和间接致伤因素导致的肺泡上皮细胞及毛细血管内皮细胞损伤，造成弥漫性肺间质及肺泡水肿，导致的急性低氧性呼吸功能不全。以肺容积减少、肺顺应性降低、通气/血流比例失调为病理生理特征，临床上表现为进行性低氧血症和呼吸窘迫，肺部影像学上表现为非均一性的渗出性病变，其发展至严重阶段(氧合指数< 200)被称为急性呼吸窘迫综合征。

摘要
背景：随着细胞技术的提高，使得干细胞移植研究延伸到包括输血相关急性肺损伤在内的各个领域。
目的：探讨痰热清注射液联合人羊膜间充质干细胞移植对输血相关急性肺损伤小鼠的保护作用及机制。
方法：选取80只BALB/C雄性小鼠，随机分为对照组、模型组、痰热清注射液组、人羊膜间充质干细胞移植组及联合治疗组。除对照组外，其他4组制备输血相关急性肺损伤模型。经尾静脉注入痰热清注射液和人羊膜间充质干细胞悬液干预24 h后，镜下观察各组小鼠肺组织病理形态，计算肺组织湿干质量比，ELISA测定各组小鼠支气管肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平，RT- PCR、Western blot检测肺损伤小鼠肺组织KGF-1基因和蛋白表达，TUNEL法检测肺组织细胞凋亡情况。
结果与结论：①模型组小鼠肺组织出现肺泡间隔增厚、肺泡内纤维蛋白浸润、肺泡内出血、支气管壁增厚等病理变化，肺组织湿干质量比增高，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组以上病理变化较模型组略轻，肺组织湿干质量比低于模型组(P < 0.05)，联合治疗组肺组织湿干质量比明显低于模型组(P < 0.01)；②人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组小鼠肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平均低于模型组(P < 0.05)；联合治疗组上述各因子水平明显低于模型组(P < 0.01)，仍高于正常对照组(P < 0.05)；③联合治疗组KGF-1基因和蛋白的表达高于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组(P < 0.05)，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组高于模型组(P < 0.05)；④联合治疗组凋亡细胞数低于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组低于模型组；⑤结果表明，痰热清注射液联合人羊膜间充质干细胞移植能提高输血相关急性肺损伤小鼠肺组织中KGF-1的表达，减轻肺部炎症反应及组织病理学损伤程度，减少肺组织细胞凋亡，对肺损伤具有保护作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0001-6740-8164(顾培红)

关键词: 干细胞, 移植, 人羊膜间充质干细胞, 细胞移植, 痰热清注射液, 输血相关急性肺损伤, 肺组织, 角质细胞生长因子1, 小鼠

Abstract:

BACKGROUND: With the improvement of cellular technology, stem cell transplantation has been involved in various diseases, such as transfusion-related acute lung injury (TRALI).

OBJECTIVE: To investigate the protective effect of Tanreqing injection combined with human amniotic mesenchymal stem cells (hAMSCs) transplantation in a mouse model of TRALI.
METHODS: A total of 80 BALB/C male mice were divided into control group, model group, Tanreqing injection group, hAMSCs transplantation group and combined group (Tanreqing injection+hAMSCs transplantation group). Animal models of TRALI were made in all groups except the control group. Mouse lung tissue pathology and wet/dry ratio were observed and calculated 24 hours after treatment. ELISA was used to measure interleukin-10, interleukin-1β, and tumor necrosis factor-α levels in bronchoalveolar lavage fluid. Expression of keratinocyte growth factor-1 mRNA and protein was detected by RT-PCR and western blot, respectively. Apoptosis in the lung tissue was detected by TUNEL method.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Thickened alveolar septum, alveolar fibrin infiltration, alveolar hemorrhage, thickened bronchial wall, and increased lung wet/dry ratio were observed in the model group, and these pathological changes were slightly milder in the Tanreqing injection group and hAMSCs transplantation group. Compared with the model group, the lung wet/dry ratio was significantly lower in the Tanreqing injection group and hAMSCs transplantation group (P < 0.05), and very significantly lower in the combined group (P < 0.01). (2) Compared with the model group, the levels of interleukin-10, interleukin-1β, and tumor necrosis factor-α in the bronchoalveolar lavage fluid were significantly lower in the Tanreqing injection group and hAMSCs transplantation group (P < 0.05), and very significantly lower in the combined group (P < 0.01), but these levels were still higher in the combined group than the control group (P < 0.05). (3) The expression levels of keratinocyte growth factor-1 mRNA and protein were ranked as follows: combined group > Tanreqing injection group and hAMSCs transplantation group > model group, and there were significant differences between them (P < 0.05). (4) The apoptotic index was ranked as follows: combined group < Tanreqing injection group and hAMSCs transplantation group < model group. To conclude, Tanreqing injection combined with hAMSCs transplantation can improve expression of keratinocyte growth factor-1 in the lung tissue of TRALI mice, reduce degree of lung inflammatory reaction and pathologic injury, and reduce the apoptosis in the lung tissue, which plays a protective role against lung injury in mice.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Acute Lung Injury, Amnion, Mesenchymal Stem Cell Transplantation, Tissue Engineering

中图分类号:

R394.2

顾培红. 痰热清联合人羊膜间充质干细胞移植对输血相关急性肺损伤的保护[J]. 中国组织工程研究, 2017, 21(21): 3358-3363.

Gu Pei-hong. Tanreqing injection combined with human amniotic mesenchymal stem cell transplantation exerts protective effect against blood transfusion related acute lung injury[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2017, 21(21): 3358-3363.

图/表（结果） 2

2.1 人羊膜间充质干细胞的形态 取冻存的人羊膜间充质干细胞进行复苏，48 h后几乎全部细胞贴壁生长且晃动培养瓶细胞不易脱离，与原代培养细胞无明显差异，即大部分细胞具有较为一致的形态，多呈梭形，呈漩涡状或放射状生长(图1)。

2.2 各组小鼠肺组织病理及湿干比变化 对照组肺组织结构清晰，无充血、水肿及炎症细胞。其余4组肺组织中可见不同程度的炎症表现，即支气管和肺组织结构紊乱、充血，支气管管壁增厚等(图2)，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组以上病理变化较模型组略轻，联合治疗组肺组织结构接近于对照组。模型组肺组织湿干质量比高于对照组(P < 0.05)，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组肺组织湿干质量比低于模型组(P < 0.05)，联合治疗组肺组织湿干质量比明显低于模型组(P < 0.01)，见表1。

2.3 PKH-26标记的人羊膜间充质干细胞分布 以PKH-26标记阳性的细胞呈现红色荧光，在人羊膜间充质干细胞移植组和联合治疗组小鼠肺组织中可见人羊膜间充质干细胞均有红色荧光，表明该方法标记敏感性好，标记率高，而其余各组未见阳性细胞出现，见图3。

2.4 各组小鼠支气管肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平 人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组小鼠肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平均低于模型组(P < 0.05)；联合治疗组白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平明显低于模型组(P < 0.01)，仍高于对照组(P < 0.05)，见表2。

2.5 各组小鼠肺组织KGF-1 mRNA表达 与人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组相比，联合治疗组KGF-1 mRNA的表达升高，差异有显著性意义，而人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组KGF-1mRNA的表达高于模型组，差异有显著性意义，见图4。

2.6 各组小鼠肺组织KGF-1蛋白表达 联合治疗组KGF-1蛋白的表达高于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组，而人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组KGF-1蛋白的表达高于模型组，差异均有显著性意义(P < 0.05)，见图5。

2.7 各组小鼠肺组织细胞凋亡情况 与对照组比较，模型组凋亡细胞明显增多，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组凋亡细胞数低于模型组，联合治疗组凋亡细胞较少，见图6。

参考文献

[1] Land WG. Transfusion-Related Acute Lung Injury: The Work of DAMPs. Transfus Med Hemother. 2013;40(1):3-13.

[2] Popovsky MA. Transfusion-Related Acute Lung Injury: Incidence, Pathogenesis and the Role of Multicomponent Apheresis in Its Prevention. Transfus Med Hemother. 2008; 35(2):76-79.

[3] Toy P, Gajic O, Bacchetti P, et al. Transfusion-related acute lung injury: incidence and risk factors. Blood. 2012;119(7): 1757-1767.

[4] Yost CS, Matthay MA, Gropper MA. Etiology of acute pulmonary edema during liver transplantation : a series of cases with analysis of the edema fluid. Chest. 2001;119(1):219-223.

[5] Gilliss BM, Looney MR. Experimental models of transfusion- related acute lung injury. Transfus Med Rev. 2011;25(1):1-11.

[6] Sayah DM, Looney MR, Toy P. Transfusion reactions: newer concepts on the pathophysiology, incidence, treatment, and prevention of transfusion-related acute lung injury. Crit Care Clin. 2012;28(3):363-372.

[7] Lindenmair A, Hatlapatka T, Kollwig G, et al. Mesenchymal stem or stromal cells from amnion and umbilical cord tissue and their potential for clinical applications. Cells. 2012;1(4): 1061-1088.

[8] 胡泽斌,王立生,崔春萍,等.干细胞临床应用安全性评估报告[J],中国医药生物技术,2013,8(5):349-361.

[9] Kharaziha P, Hellström PM, Noorinayer B, et al. Improvement of liver function in liver cirrhosis patients after autologous mesenchymal stem cell injection: a phase I-II clinical trial. Eur J Gastroenterol Hepatol. 2009;21(10):1199-1205.

[10] 杨华强,张荣环,杜玲,等.脐带间充质干细胞移植治疗脊髓损伤的临床研究[J].现代生物医学进展,2012,12(3):518-521.

[11] Amable PR, Teixeira MV, Carias RB, et al. Protein synthesis and secretion in human mesenchymal cells derived from bone marrow, adipose tissue and Wharton's jelly. Stem Cell Res Ther. 2014;5(2):53.

[12] de Girolamo L, Lucarelli E, Alessandri G, et al. Mesenchymal stem/stromal cells: a new ''cells as drugs'' paradigm. Efficacy and critical aspects in cell therapy. Curr Pharm Des. 2013; 19(13):2459-2473.

[13] 牟乐明,孙占胜,王伯珉,等.骨髓间充质干细胞移植对脊髓损伤大鼠Toll样受体4表达的影响[J].山东大学学报:医学版,2014, 52(1): 37-41.

[14] Sun ZM, Liu HL, Geng LQ, et al. HLA-matched sibling transplantation with G-CSF mobilized PBSCs and BM decreases GVHD in adult patients with severe aplastic anemia. J Hematol Oncol. 2010;3:51.

[15] Saito S, Lin YC, Murayama Y, et al. Human amnion-derived cells as a reliable source of stem cells. Curr Mol Med. 2012; 12(10):1340-1349.

[16] 蒋旭宏,黄小民,何煜舟.痰热清注射液对急性肺损伤大鼠肺组织抗氧化作用的影响[J].中华中医药学刊,2012,30(5): 1043-1045.

[17] 闫龙,黄小民.痰热清注射液对急性肺损伤大鼠保护机制的实验研究[J].中国中医急症,2011,20(4):587-589.

[18] 李丽玮,花紫菱,张惠箴,等.输血相关急性肺损伤大鼠模型建立及肺组织病理研究[J].中国输血杂志,2012,25(11):1121-1124.

[19] 刘晓宇,闫浩,朱清仙,等.标准化粉尘螨疫苗免疫治疗哮喘小鼠肺组织病理变化动态观察[J].热带医学杂志,2011,11(11): 1234-1247.

[20] 赵敏,师霞,邱桐,等. 黄芪对急性肺损伤大鼠模型肺组织中角质细胞生长因子表达的影响[J].中医临床研究,2013,5(5):11-13.

[21] 万巧凤,顾立刚,殷胜骏,等.黄芩苷对 FM1 肺炎小鼠肺组织细胞凋亡FAS / FAS-L 系统的影响[J].中国药理学通报,2011,27(11): 1555-1559.

[22] 王方,张小岗,张静,等.自体骨髓干细胞治疗失代偿期肝硬化患者50例疗效观察[J].实用肝脏病杂志,2010,13(4):272-274.

[23] Ma S, Xie N, Li W, et al. Immunobiology of mesenchymal stem cells. Cell Death Differ. 2014;21(2):216-225.

[24] Cuiffo BG, Karnoub AE. Mesenchymal stem cells in tumor development: emerging roles and concepts. Cell Adh Migr. 2012;6(3):220-230.

[25] Parolini O, Caruso M. Review: Preclinical studies on placenta-derived cells and amniotic membrane: an update. Placenta. 2011;32 Suppl 2:S186-195.

[26] Manochantr S, U-pratya Y, Kheolamai P, et al. Immunosuppressive properties of mesenchymal stromal cells derived from amnion, placenta, Wharton's jelly and umbilical cord. Intern Med J. 2013;43(4):430-439.

[27] 朴正福,张海燕,丁淑芹,等.人羊膜间充质干细胞的生物学特性鉴定[J].国际生物医学工程杂志,2010,33(3):157-162.

[28] 王利梅.痰热清注射液的作用机制及不良反应[J].中医药临床杂志,2015,27(1):110-111.

[29] 祝晨,黄小民.痰热清注射液对内毒素型急性肺损伤大鼠的保护作用[J].中华中医药学刊,2012,30(8):1743-1745.

[30] 梁迪思,张智琳,江桂英,等.不同剂量痰热清注射液对急性肺损伤大鼠白细胞介素-6的影响[J].广东医学,2013,34(8):1170-1172.

[31] 闫龙,来毅.痰热清注射液对急性肺损伤大鼠的肺组织核因子-κB表达的影响[J].中国中医急症,2015,24(1):38-41.

[32] 蒋旭宏,黄小民,何煜舟.痰热清注射液对急性肺损伤大鼠肺组织抗氧化作用的影响[J].中华中医药学刊,2012,30(5):1043-1045.

引言

材料方法

1.1 设计 随机对照动物实验。

1.2 时间及地点 实验于2015年2月至2016年1月在河南省实验动物中心完成。

1.3 材料

1.3.1 实验动物 健康雄性BALB/C小鼠80只，雌雄不限，四五周龄，体质量18-20 g，由河南省实验动物中心提供，小鼠在清洁级屏蔽环境中单笼喂养，可自由饮水、进食，笼具进行定时清洁并更换垫料，温度在20-24 ℃之间。实验过程中对动物处置方法符合动物伦理学要求。

1.3.2 主要细胞、药品、试剂和仪器 人羊膜间充质干细胞(河南省实验动物中心)；痰热清注射液(上海凯宝药业有限公司)；脂多糖(美国Sigma-Aldrich公司)；白细胞介素10、白细胞介素1β及肿瘤坏死因子α ELISA试剂盒(美国R&D公司)；显微镜(Leica 公司)；流式细胞仪(美国Coulter公司)；PKH-26体外标记试剂盒(产品编号MINI26) (Sigma-Aldrich公司)；DMEM低糖培养基(Gibco公司)；辣根过氧化物酶标记的兔抗小鼠、羊抗兔抗体(Vector Laboratories公司)；Trizol(Invitrogen公司)；TUNEL 细胞凋亡原位检测试剂盒(北京中昊生物，批号1103110)。

1.4 实验方法

1.4.1 人羊膜间充质干细胞的体外培养 将冻存管从冰箱中取出，立即置于37 ℃水浴中，轻轻摇动冻存管约1 min使人羊膜间充质干细胞快速解冻、复苏，取适量α-MEM培养基加入到冻存管中，于37 ℃，体积分数为5%CO₂培养箱培养，观察细胞生长情况。

用荧光染料PKH-26对人羊膜间充质干细胞进行标记，具体操作步骤如下：取少量贴壁达90%以上的细胞，用PBS反复冲洗，加入4×10^-⁶ mol/L的PKH-26染液孵育2 min，混合均匀，加入等量胎牛血清中止染色反应，400×g离心10 min，去上清，加入完全培养基培养。

1.4.2 实验分组 将雄性BALB/C小鼠80只随机分为5组，每组16只，分别为对照组、模型组、痰热清注射液组、人羊膜间充质干细胞移植组及联合治疗组(痰热清注射液+人羊膜间充质干细胞移植组)。

1.4.3 TRALI小鼠模型的建立 除对照组外的其他4组小鼠腹腔注射脂多糖2 mg/kg(1 min之内注射完毕)，回笼2 h后再次取出，麻醉后经股血管插管，用注射器抽出约1 mL血液，更换注射器，输注等体积血浆。对照组小鼠腹腔注射生理盐水，抽出小鼠血液后输注等体积生理盐水。

1.4.4 造模后干预 造模后24 h对各组小鼠进行不同处理，痰热清注射液组经尾静脉注入1 mL痰热清注射液；人羊膜间充质干细胞移植组经尾静脉注入1 mL人羊膜间充质干细胞(3×10⁶个)；联合治疗组经尾静脉注入1 mL痰热清注射液和1 mL人羊膜间充质干细胞(3×10⁶个)；模型组和对照组均注射生理盐水。

1.4.5 各组小鼠肺组织病理形态和肺组织湿干质量比 治疗后24 h，每组取4只小鼠，麻醉后固定，心脏穿刺抽血处死，打开胸腔取出双侧肺组织，放入40 g/L多聚甲醛中固定48 h，石蜡包埋，切片，光镜下观察肺组织结构变化。留取右肺做肺湿干质量比检测，事先准备好锡箔纸，用电子天平精密称量，设定质量为m₀，取下小鼠肺组织后，立即用锡箔纸包好，称量总质量设定为m₁，小鼠肺组织湿质量即为m₁-m₀，之后将小鼠肺组织置于70 ℃恒温烘干箱烘干72 h使其水分完全蒸发，再次称量干燥后的肺组织与锡箔纸总质量设定为m₂，小鼠肺组织干质量为m₂-m₀，根据m₁-m₀/ m₂-m₀公式计算出肺组织湿质量与干质量比值。

1.4.6 PKH-26 标记的人羊膜间充质干细胞分布情况 细胞移植后24 h，每组取4只小鼠，麻醉后处死，显微镜下观察PKH-26标记的人羊膜间充质干细胞分布情况。

1.4.7 ELISA测定各组小鼠支气管肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平 治疗后24 h，每组取4只小鼠，麻醉后固定于操作台上，心脏穿刺抽血处死，打开胸腔，分离颈部气管，用手术刀在气管下段做一“T”形切口，经切口向小鼠气管中插入适当长度的静脉导管，然后用注射器吸取适量无菌生理盐水，经过静脉导管缓慢注入肺内，可见小鼠双肺逐渐变得膨隆、苍白，缓慢回抽灌洗液，再将所得液体缓慢注回肺内，如此反复抽注3次，将回抽液置入2 mL EP管中，采用ELISA法检测白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平。所有操作均在相应说明书指导下进行。

1.4.8 RT-PCR检测小鼠肺组织角质细胞生长因子1(KGF-1)mRNA表达 治疗后24 h，每组取4只小鼠，麻醉后处死，取出肺组织，加入RNA 裂解液进行裂解，采用Trizol试剂提取出总RNA，然后按照相关说明书将mRNA反转录成cDNA。KGF-1上游引物序列5’-AGC TGT TCT CCT TCA CCA AG-3’，下游引物序列5’-GCC GTC AAA GCC ATT AAC AG-3’，β-actin上游引物序列5’-CCC ATC TAT GAG GGT TAC GC-3’，下游引物序列5’-CAC CCG CGA GTA CAA CCT TC-3’。PCR反应程序：94 ℃预变性1 min；94 ℃变性30 s，64 ℃退火30 s，72 ℃延伸3 min，经过30个循环后，再在72 ℃条件下延伸10 min。各取 5 μL扩增产物加至2%琼脂糖凝胶槽内进行电泳，对电泳条带的吸光度进行定量分析。

1.4.9 Western blot检测小鼠肺组织角质细胞生长因子1(KGF-1)蛋白表达 取上述肺组织，提取出总蛋白，进行聚丙烯酰胺凝胶电泳，电泳结束后用半干式转移装置将蛋白从凝胶转移到PVDF膜上，5%脱脂牛奶封闭1 h，加入相应一抗(anti-KGF1抗体1︰100)，4 ℃条件下过夜，第2天室温平衡40 min，洗膜后分别加入辣根过氧化物酶标记的二抗，37 ℃孵育1 h，洗膜后加增强化学发光试剂，将膜放入X射线片暗盒、压片、显影、定影，用Quantity one图像分析软件，以β-actin表达作为参照，目的条带的灰度值与内参条带的灰度值比较即为KGF-1蛋白表达量。

1.4.10 TUNEL法检测肺组织细胞凋亡情况 取上述肺组织，经过石蜡包埋后进行切片处理，切片厚薄一致，约6 μm。按照TUNEL试剂盒说明书进行操作，观察细胞凋亡情况。

1.5 主要观察指标 ①各组小鼠肺组织病理形态和肺组织湿干质量比；②PKH-26标记的人羊膜间充质干细胞分布情况；③ELISA测定各组小鼠支气管肺泡灌洗液中白细胞介素10、白细胞介素1β、肿瘤坏死因子α水平；④RT-PCR检测小鼠肺组织KGF-1 mRNA表达；⑤Western blot检测小鼠肺组织KGF-1蛋白表达；⑥TUNEL法检测小鼠肺组织细胞凋亡情况。

1.6 统计学分析 所有数据经过SPSS 19.0处理，结果以x(_)±s表示，两组间的比较釆用配对t 检验，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

随着细胞技术的提高，使得干细胞移植研究延伸到包括TRALI在内的各个领域^[18-21]。大量研究显示干细胞可以在特定条件下分化成为各种组织器官，为多种疾病治疗提供了新的思路，并且已经取得了令人瞩目的成果^[22-24]。研究证实，人羊膜间充质干细胞在体外可以稳定增殖传代，具有高度分化潜能^[25-27]。痰热清注射液具考试有清热解毒、宣肺解表等作用而用于肺部感染等相关治疗^[28]，相关研究发现痰热清注射液对肺损伤也具有一定的作用^[29-32]。

实验将痰热清注射液和人羊膜间充质干细胞联合用于治疗TRALI模型小鼠，观察其作用效果。结果显示人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组小鼠的肺组织炎症反应较模型组减轻，肺组织湿干质量比也低于模型组，联合治疗组优于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组。研究还发现人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组小鼠肺泡灌洗液中炎症因子水平均低于模型组(P < 0.05)，联合治疗组炎症因子水平明显低于模型组(P < 0.01)，但其含量仍高于对照组(P < 0.05)。

KGF-1是成纤维母细胞生长因子家族的一员，又名成纤维细胞生长因子7。KGF-1仅特异作用于上皮细胞，这一特性使得KGF-1蛋白药物在给药时定向性更好，同时也更加安全。KGF-1基因和蛋白的表达在联合治疗组高于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组，而人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组高于模型组；联合治疗组的凋亡细胞数低于人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组，人羊膜间充质干细胞移植组和痰热清注射液组凋亡细胞数低于模型组。综上所述，痰热清注射液联合人羊膜间充质干细胞移植能提高TRALI小鼠肺组织中KGF-1的表达，减轻肺部炎症免疫反应及组织病理学损伤程度，减少小鼠肺组织细胞凋亡，对小鼠肺损伤具有保护作用。