2.1   极化/非极化生物膜的理化性能   采用流延法成功制备出P(VDF-TrFE)生物膜，扫描电镜观察显示极化/非极化生物膜表面均致密、平整，见图1，表明极化过程不会对样品表面形貌造成显著影响。



制备的生物膜显示极化处理也不会对样品弹性模量、最大拉伸强度和水接触角造成明显变化，见图2。



极化生物膜压电系数测量仪测得样品d33为-10 pc/N，Zeta电位分析仪测得结果为-83 mV，见图3。



2.2   极化/非极化生物膜对骨髓间充质干细胞的生物相容性   为了检测极化/非极化生物膜的细胞相容性和细胞毒性，对生物膜上的细胞样本进行CCK-8及乳酸脱氢酶检测，结果显示极化组的细胞增殖速率高于非极化组；乳酸脱氢酶结果显示，两组的乳酸脱氢酶释放量比较差异无显著性意义(P > 0.05)，见图4。说明极化处理对细胞增殖有促进作用，并且不会对细胞产生毒性反应。



2.3   体内实验动物一般情况   大鼠术后切口无红肿、体质量减轻等不良反应，处死前均能正常饮食，关节无脱位并发症发生。
2.4   体内实验各组骨缺损部位Micro-CT检查   利用骨组织形态学分析软件对3组进行三维组织图像重组，见图5A；对骨缺损愈合区域进行骨组织计量分析，骨体积分数测量结果见图5B。术后4周时，实验组、对照组骨体积分数均高于空白对照组(P < 0.001)。 术后8周时，骨体积分数表现为实验组>对照组>空白对照组(P < 0.05)，且从4-8 周，各组骨体积分数值均有所上升，且实验组及对照组均高于空白对照组(P < 0.05)。



2.5   体内实验各组组织学观察结果   
2.5.1   苏木精-伊红染色结果   见图6。术后4周时，空白对照骨缺损区边缘未见明显骨组织形成；实验组缺损区无明显炎症组织，骨缺损区可见新生骨基质结构形成，基质层较厚，呈条索状及网状排列；对照组(非极化组)植入区无明显炎症组织，缺损边缘可见少量的新生基质形成，基质层较薄。术后8 周时，空白对照组缺损部位无明显的骨组织形成；对照组骨缺损部位可见骨组织形成，但是骨组织疏松、不连续；实验组骨缺损部位可见大量致密的骨组织，新生骨形成多于对照组和空白对照组。



2.5.2   免疫组化染色结果   见图7。术后4 周时，实验组骨缺损区域可见骨组织修复，Runx2呈阳性表达；对照组骨缺损区域可见部分骨组织修复，Runx2呈弱阳性表达；空白对照组因无修复组织，Runx2呈阴性表达；术后8 周骨组织中阳性表达成分均比4周时多，见图7A。3组间Runx2表达比较差异有显著性意义，实验组、对照组Runx2阳性表达率高于空白对照组(P < 0.001)，实验组Runx2阳性表达率高于对照组(P < 0.001)，见图7B。



2.6   极化膜的生物相容性   由细胞增殖-毒性检测结果于动物体内植入实验可知，极化P(VDF-TrFE)膜材料具有良好的生物相容性。

[1] SOLDATOS NK, STYLIANOU P, KOIDOU VP, et al. Limitations and options using resorbable versus nonresorbable membranes for successful guided bone regeneration. Quintessence Int. 2017;48(2):131-147. [2] NING C, ZHOU Z, TAN G, et al. Electroactive polymers for tissue regeneration: Developments and perspectives. Prog Polym Sci. 2018; 81:144-162. [3] ZHENG T, HUANG Y, ZHANG X, et al. Mimicking the electrophysiological microenvironment of bone tissue using electroactive materials to promote its regeneration. J Mater Chem B. 2020;8(45):10221-10256. [4] RIBEIRO C, CORREIA DM, RIBEIRO S, et al. Piezoelectric poly(vinylidene fluoride) microstructure and poling state in active tissue engineerin. Eng Life Sci. 2015;15(4):351-356. [5] 熊莹,许燕,周建平,等.组织工程研究中的电活性生物材料[J].中国组织工程研究,2019,23(34):5523-5530. [6] KHARE D, BASU B, DUBEY AK. Electrical stimulation and piezoelectric biomaterials for bone tissue engineering applications. Biomaterials. 2020;258(11):120280. [7] TANDON B, BLAKER JJ, CARTMELL SH. Piezoelectric materials as stimulatory biomedical materials and scaffolds for bone repair. Acta Biomater. 2018;73:1-20. [8] LIUXIA R, XIANNIAN Y, YUFANG C, et al. Properties and Applications of the β Phase Poly(vinylidene fluoride). Polymers. 2018;10(3):228. [9] LI Y, DAI X, BAI Y, et al. Electroactive BaTiO nanoparticle-functionalized fibrous scaffolds enhance osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Int J Nanomed. 2017;12:4007-4018. [10] PÄRSSINEN J, HAMMARÉN H, RAHIKAINEN R, et al. Enhancement of adhesion and promotion of osteogenic differentiation of human adipose stem cells by poled electroactive poly(vinylidene fluoride). J Biomed Mater Res A. 2015;103(3):919-928. [11] 程鸣威,徐淑兰,赖春花.极化P(VDF-TrFE)生物膜促进骨髓间充质干细胞成骨分化的实验研究[J].中国口腔医学继续教育杂志, 2019,7(Z):103. [12] DAS A, FISHERO BA, CHRISTOPHEL JJ, et al. Poly(lactic-co-glycolide) polymer constructs cross-linked with human BMP-6 and VEGF protein significantly enhance rat mandible defect repair. Cell Tissue Res. 2015; 364(1):125-135. [13] YAMANO S, HAKU K, YAMANAKA T, et al. The effect of a bioactive collagen membrane releasing PDGF or GDF-5 on bone regeneration. Biomaterials. 2014;35(8):2446-2453. [14] KORUPALLI C, LI H, NGUYEN N, et al.Conductive Materials for Healing Wounds: Their Incorporation in Electroactive Wound Dressings, Characterization, and Perspectives. Adv Healthcare Mater. 2021;10: 2001384. [15] 任立志,孙睿.引导骨再生屏障膜材料临床应用进展[J].口腔疾病防治,2020,28(6):404-408. [16] PALZA H, ZAPATA PA, ANGULO-PINEDA C. Electroactive Smart Polymers for Biomedical Applications. Materials. 2019;12(2):277. [17] LEE MK, DECONDE AS, LEE M, et al. Biomimetic scaffolds facilitate healing of critical-sized segmental mandibular defects. Am J Otolaryng. 2015;36(1):1-6. [18] VANESSA C, DANIELA C, CLARISSE R, et al. Fluorinated Polymers as Smart Materials for Advanced Biomedical Applications. Polymers. 2018; 10(2):161. [19] GOPINATHAN J, NOH I. Current Status of Development and Intellectual Properties of Biomimetic Medical Materials. Adv Exp Med Biol. 2018; 1064:377-399. [20] CHEN Y, KIM YS, TILLMAN BW, et al. Advances in Materials for Recent Low-Profile Implantable Bioelectronics. Materials. 2018;11(4):522. [21] PEYRIN F. Evaluation of bone scaffolds by micro-CT. Osteoporosis Int. 2011;22(6):2043-2048. [22] SCALIZE PH, BOMBONATO-PRADO KF, SOUSA LD, et al. Poly(Vinylidene Fluoride-Trifluorethylene)/barium titanate membrane promotes de novo bone formation and may modulate gene expression in osteoporotic rat model. J Mater Sci-mater M. 2016;27(12):1-10. [23] WANG Q, HUANG Y, QIAN Z. Nanostructured Surface Modification to Bone Implants for Bone Regeneration. J Biomed Nanotechnol. 2018; 14(4):628-648. [24] BERTUCCI C, KOPPES R, DUMONT B, et al. Neural responses to electrical stimulation in 2D and 3D in vitro environments. Brain Res Bull. 2019;152:265-284. [25] THRIVIKRAMAN G, BODA SK, BASU B. Unraveling the mechanistic effects of electric field stimulation towards directing stem cell fate and function: A tissue engineering perspective. Biomaterials. 2018;150:          60-86. [26] JACOB J, MORE N, KALIA K, et al. Piezoelectric smart biomaterials for bone and cartilage tissue engineering. Inflamm Regener. 2018;38(1):2. [27] ZHANG C, LIU W, CAO C, et al. Modulating Surface Potential by Controlling the beta Phase Content in Poly(vinylidene fluoridetrifluoroethylene) Membranes Enhances Bone Regeneration. Adv Healthc Mater. 2018;7(11):e1701466. [28] MCLAUGHLIN KA, LEVIN M. Bioelectric signaling in regeneration: Mechanisms of ionic controls of growth and form. Dev Biol. 2018; 433(2):177. [29] LEVIN M, PEZZULO G, FINKELSTEIN JM. Endogenous Bioelectric Signaling Networks: Exploiting Voltage Gradients for Control of Growth and Form. Annu Rev Biomed Eng. 2017;19:353-387. [30] KOMORI T. Molecular Mechanism of Runx2-Dependent Bone Development. Mol Cells. 2020;43(2):168-175. [31] KOMORI T. Roles of Runx2 in Skeletal Development. Adv Exp Med Biol. 2017;962:83-93. [32] BAXTER FR, BOWEN CR, TURNER IG, et al. Electrically Active Bioceramics: A Review of Interfacial Responses. Ann Biomed Eng. 2010; 38(6):2079-2092.

[1]	姚晓玲, 彭建城, 许岳荣, 杨志东, 张顺聪. 可变角度零切迹前路椎间融合内固定系统治疗脊髓型颈椎病：30个月随访[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(9): 1377-1382.
[2]	康坤龙, 王新涛. 生物支架材料促进骨髓间充质干细胞成骨分化的研究热点[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 597-603.
[3]	李 辉, 陈良龙. 植骨材料在脊柱结核治疗中的应用与特征[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 626-630.
[4]	何云影, 李玲婕, 张舒淇, 李雨舟, 杨 生, 季 平. 聚丙烯酸/琼脂糖三维培养构建细胞球的方法[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 553-559.
[5]	武 力, 黄 伟, 李学涛, 李盼盼, 张凯航, 沈智元. 空间泰森多边形骨支架黏附性及渗透率分析[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(28): 4472-4476.
[6]	范 谊, 刘亚东, 崔宇韬, 刘 贺, 田宇航, 李少荣, 王 淦, 吴丹凯, 彭传刚. 天然及复合海藻酸盐水凝胶改性和构建复合体系修复骨缺损[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(28): 4532-4538.
[7]	贠 霄, 丁 童, 杨卫强, 郭新军. 负载木通皂苷D的纳米羟基磷灰石/壳聚糖支架修复骨缺损[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(27): 4293-4299.
[8]	赵豆豆, 林开利. 多细胞构建血管化组织工程骨在骨修复中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(27): 4386-4392.
[9]	钟瑞颖, 王福科, 杨桂然, 王国梁, 侯建飞, 廖欣宇. 共培养成纤维细胞及血管内皮细胞对脂肪干细胞增殖和成骨作用的影响[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(24): 3833-3839.
[10]	李 晶, 乔 玮, 任晓琦, 石 浩, 杨 婷, 马绍英, 苏成忠, 李宝兴, 赵亚平. 煅烧骨结合脱细胞真皮基质用于犬牙槽嵴的保持[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(22): 3445-3449.
[11]	卢海平, 郎雪梅, 张 程, 剧松立, 张 怡, 王 信. 聚己内酯改良生物屏障膜在骨组织工程中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(22): 3580-3585.
[12]	郭苏童, 郭 宇, 王 凌, 李雅欣, 丁育健, 高静锋, 徐海涛, 任天皓, 冯德宏. 铜离子在骨组织工程中的应用：生物相容性、抗菌性、 血管生成活性及成骨活性[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(21): 3410-3414.
[13]	田宇航, 刘亚东, 崔宇韬, 刘 贺, 李少荣, 王 淦, 范 谊, 彭传刚, 吴丹凯. 壳聚糖生物材料支架在治疗感染性骨缺损中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(21): 3415-3420.
[14]	汪雕雕, 孙雨阳, 田 壮, 张 矗, 李汉臣, 姚 琦. 不同骨组织工程支架设计与骨传导性、骨诱导性及生物降解性变化的关系[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(21): 3435-3444.
[15]	王金斯, 王胜法, 吴柱国, 何晓玲, 王馨钰, 罗小钰, 招 轶, 张静莹. 基于三周期极小曲面β-磷酸三钙仿生骨支架设计和生物活性的检测[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(21): 3291-3297.

临床上，创伤、牙周病等造成的重度骨缺损是口腔种植修复亟待解决的难题。重度骨缺损不仅需要骨粉等骨移植材料，同时需要屏障膜阻挡软组织的长入及维持骨再生空间。然而，目前的屏障膜仅具有机械屏障作用，缺乏成骨诱导性能，临床上治疗骨缺损的时间长，对于重度骨缺损的治疗效果欠佳[1]。因此，兼具屏障作用及成骨诱导性能的新型膜材料的研究和开发是解决临床难题的关键。 

在骨发育和骨折愈合中，由于本身具备生物电势骨能通过机械刺激而产生电信号[2]。骨具有随生理运动而变形的能力，无需外部电源即可将电刺激传递给细胞或受损组织，从而产生电响应的机械活动[3]。因此，具有电学性能的电活性材料被逐渐认知。研究发现，通过刺激电活性生物材料能够将电学和力电信号直接传递至细胞，从而调节和操纵细胞反应[4-5]，如生长、结构重塑及骨折愈合[6-7]。

聚偏氟乙烯-三氟乙烯[poly(vinylidenefluoride-trifluoroethylene)，P(VDF-TrFE)]膜是电活性材料之一，极化后具备稳定的压电性能[6-7]，被多数研究证明了体外成骨作用[8-10]，但其在体内成骨方面的研究仍较缺乏。课题组前期研究表明，经过极化处理后的生物膜具备优越的电学性能，在无生长培养基条件下可促进骨髓间充质干细胞的黏附、生长、成骨分化[11]。实验通过建立大鼠下颌骨临界骨缺损，进一步来评价极化P(VDF-TrFE)促进体内成骨的效应，从而为电活性生物膜作为骨缺损修复屏障膜材料的开发提供理论依据和实践参考。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

1.1   设计   材料制备及随机对照动物实验，t检验。
1.2   时间及地点   实验于2020年6-12 月在南方医科大学实验室完成。
1.3   材料   P(VDF-TrFE)的理化性能见表1。

1.3.1   实验动物   8周龄健康雄性Wistar大鼠18只，SPF级，体质量200-250 g，购自南方医科大学动物实验中心，许可证号：第00225515号。
1.3.2   主要仪器与试剂   扫描电子显微镜(FE-SEM，S-4800，日立)；万能力学试验机(Instron-1121，Instron，Cambridge)；水滴角测量仪(JC2000C，上海中晨数字技术设备有限公司)；Zeta电位分析仪(上海麦克默瑞提克仪器有限公司)；静压电系数d33测量仪(YE2730A江苏联能电子技术有限公司) Micro-CT(Delpet，台湾)；CCK-8试剂盒、乳酸脱氢酶试剂盒(大连美仑生物技术有限公司)；苏木精-伊红试剂盒(北京索莱宝生物科技有限公司)；免疫组化试剂盒(北京中杉金桥生物技术有限公司)；高糖DMEM和胎牛血清(GIBCO公司，美国)；Runx2兔多克隆抗体(affinity公司)。
1.4   实验方法   
1.4.1   制备P(VDF-TrFE)生物膜及其极化处理   称量2 g P(VDF-TrFE)粉末，加入至20 mL N，N-二甲基甲酰胺溶剂中，在磁力搅拌器加热至60 °C搅拌4 h，室温下冷却形成均匀的P(VDF-TrFE)溶液。取1 mL上述溶液均匀在规格为5 cm×5 cm 的正方形石英玻璃铺开并进行抽真空处理，干燥过夜，最后形成厚度约为50 μm均匀一致的薄膜。在高温条件下于压电极化装置对P(VDF-TrFE)膜进行油隅极化处理。在电压为
6 kV/cm、加压速率为100 V/min、120 °C高温极化1 h。
1.4.2   P(VDF-TrFE)生物膜的材料学性能表征   将极化与非极化P(VDF-TrFE)膜材料表面喷金后，置于扫描电镜下观察表面形貌；将膜材料放置于样品框中，检测水接触角表征；在万能材料试验机上以拉伸速率为30 mm/min测试膜材料的弹性模量及最大拉伸强度；采用准静态压电系数测量仪测试压电系数d33，膜材料放置在上下电极之间，夹紧薄膜，读取数值；采用Zeta电位分析仪测试膜材料的表面电势，每组检测数量5个。
1.4.3   细胞增殖-毒性检测   将大鼠骨髓间充质干细胞(American Type Culture Collection，ATCC)接种于24孔板(2×104/孔)中的极化与非极化P(VDF-TrFE)膜上。在接种1，3，5 d后，用配置好的CCK-8试剂溶液在37 ℃下孵育4 h，使用酶标仪测定450 nm吸光度值，每组重复4次。使用脱氧乳酸酶试剂盒于接种1，3，5 d后检测细胞毒性，酶标仪测量490 nm吸光度值，每组重复4次。
1.4.4   动物体内实验   取Wistar雄性大鼠18 只，于大鼠双侧下颌角制备直径4 mm临界全厚骨缺损。随机分为3组，每组6只。采用3%戊巴比妥(50 mg/kg)麻醉后将各动物固定于手术台上，常规备皮，消毒，分别在其双侧下颌角下缘行切口，并逐层切开至骨膜，在大量生理盐水冲洗下利用4 mm环形钻进行骨缺损预备[12-13]，实验组植入极化P(VDF-TrFE)膜，对照组植入非极化P(VDF-TrFE)膜，空白对照组不做处理，分层缝合，术后定期观察动物进行照护。
1.4.5   组织学观察   术后 4，8 周处死相应组的所有动物，每组每个时间点处死3只大鼠，取其双侧下颌角标本置于40 g/L多聚甲醛固定液固定24 h，然后用 Micro-CT对骨缺损区域进行扫描，检测参数为：80 keV，114 µA，分辨率 22.5 µm，用 Micro-CT自带软件进行各标本骨体积分数的测量。取上述测量后的各标本，分别经脱钙、逐级脱水、石蜡包埋，切片厚度4 μm，进行苏木精-伊红染色及免疫组化染色，免疫组化步骤：脱蜡，入水，柠檬酸钠缓冲液高压修复30 min，山羊血清封闭1 h，滴加Runx2山羊抗兔一抗过夜(1∶300)，生物素标记二抗1 h，DAB显色，苏木精染核，中性树脂封固，显微镜观察各组内部的骨修复情况。
1.5   主要观察指标   ①两组大体标本及组织形态学观察；②两组免疫组化染色Runx2 相对定量分析。
1.6   统计学分析   应用SPSS 19.0统计软件分析数据，两个独立组间比较采用t检验，P < 0.05为差异有显著性意义，所有数据均重复3次以上。

引导骨组织再生术由于其创伤小、操作方便等优点被广泛应用于重度骨缺损病例的种植修复中，一定程度规避了植骨手术高并发症的风险，然而目前常用的屏障膜缺乏成骨诱导性能，导致重度骨缺损骨愈合慢，骨缺损修复效果不佳[1]。

随着电活性材料在生物、医学等高技术领域的发展，学者对其的研究也越来越深入，KORUPALLI等[14]研究电活性材料促进伤口愈合，ZHENG等[3]研究使用电活性材料促进骨骼的再生和重建等，因此，近年来电活性材料渐渐被人们所认识。在此次实验结果中，P(VDF-TrFE)为铁电体，大量文献报道经极化处理的材料呈现出良好的电学性能[9，15-16]，其中压电系数大小代表了压电体电能与机械能相互转变的能力[17]，此次实验中检测的样品d33为-10 pc/N。压电常数稳定性检测结果显示，极化P(VDF-TrFE)膜浸泡在培养基6 周后其压电常数无发生明显衰减，数值仍维持在-10 pc/N。Zeta电势能反映物质表面电荷种类和带电量，此次实验中检测的样品Zeta电势为-83 mV，电势绝对值越大代表极化后粒子越稳定，说明材料在极化后获得了良好且稳定的电学性能[18]，能作为电活性薄膜用于后续研究。

实验对极化/非极化P(VDF-TrFE)膜的理化性能包括表面形貌、表面亲疏水性及力学性能进行检测。理化性能对材料的生物学功能有重要影响，其可以控制黏附在植入材料上的细胞，从而影响组织生长[19-20]。实验中P(VDF-TrFE)膜极化前后均具有平整致密的表面形貌，二者的水接触角、最大拉伸强度和弹性模量差异较小，不具备统计学差异，说明极化不会影响材料的表面形貌及力学性能。骨髓间充质干细胞在P(VDF-TrFE)膜上的增殖及毒性检测结果显示，极化P(VDF-TrFE)膜能促进细胞增殖及对细胞无毒性反应。因此，极化P(VDF-TrFE具备优异的铁电性能和良好的生物相容性，以及具备优良的力学性能，满足基本实验需求。

对于骨组织工程的效果评判，影像学信息是最重要的评价手段之一[21]。因大鼠下颌骨的骨丢失特征与口腔临床相似，实验采用大鼠下颌骨的实验模型进行临界骨缺损研究[12-13]。术后通过显微CT重建后，4 周时可见实验组(极化组)的骨缺损有明显新骨生成，同时可以观察到对照组(非极化组)及空白对照组缺损的新骨形成较实验组(极化组)的少；8周时，实验组(极化组)上的骨形成与对照组(非极化组)、空白对照组对比，可见明显的新骨形成。TANDON等[7]和SCALIZE等[22]也观察到大鼠使用P(VDF-TrFE)治疗后显示为显著的骨形成疗效，其结果与此次实验相同。相比之下，在大鼠中使用非极化P(VDF-TrFE)的成骨作用较小。提示P(VDF-TrFE)膜在骨形成过程中具有较好的成骨效果。

苏木精-伊红染色结果也表明，接受实验组(极化组)处理的大鼠相对没有接受膜(空白对照组)处理的大鼠而言，新的骨组织的厚度相对更厚，且骨组织的结构排列更有规律。在接受实验组(极化组)处理植入的缺损部分最为明显，课题组分析这可能与电荷离子对细胞生长以及促进成骨的影响有关[23]，有研究证实电荷离子刺激对细胞具有明显的募集作用[24]。也有他人报道显示，植入材料表面产生的静电场可以促进成骨发生[25]。

目前国内外鲜有报道关于电荷促进成骨的机制，但是电场对成骨的作用机制已有初步探索。在生物物理机制方面，人们普遍认为电场是多种信号转导途径、细胞骨架重组、肌动蛋白分布和表面受体再分配共同作用的结果，包括影响活性氧和热休克蛋白的参与、调节细胞内钙离子浓度、ATP的产生及涉及细胞聚集或重组等[25]。但目前的主流观点仍然是关于钙离子通道在电刺激下开放，引起下游级联反应，钙是一种二级信使，驱动许多细胞过程和信号级联，控制干细胞的增殖和分化。

JACOB等[26]的研究发现，大鼠骨髓间充质干细胞在电活性材料的电信号作用下引起钙离子通道开放，细胞内钙浓度上升，从而活化钙调蛋白，激活钙调神经磷酸酶，引起核因子NF-AT去磷酸化，其中NF-AT与其他成骨转录因子一起调节胞内某些重要生长因子的表达，包括转化生长因子β和骨形态发生蛋白等，从而促进干细胞成骨分化。此外，ATP合成、热休克蛋白和活性氧的上调/下调亦可介导电信号对细胞反应的调节[25]。ZHANG等[27]研究发现，极化P(VDF-TrFE)促进大鼠骨髓间充质干细胞的成骨分化与活性氧释放有关，会影响线粒体膜电位，线粒体膜电位改变与某些生理反应有关如细胞凋亡、自噬等。

研究表明骨再生是一个复杂的过程，其中自噬参与了成骨细胞矿化和骨内环境稳定，同时线粒体自噬对于物质转运和维持细胞内线粒体功能和数量来保证干细胞分化时充足的能量供给有重要作用。

现有文献表明，通过模拟内源性生物电场可以从刺激方式、特定信号的强度和/或持续时间等方面实现对细胞增殖、迁移和分化的调控[28-29]。实验采用电活性薄膜作为生物电场载体，观察到植入极化电活性薄膜的骨缺损附近可检测到更多的RunX2抗体阳性的成骨细胞。RunX2是骨形成和成骨细胞分化的关键转录因子，自从首次报道RunX2参与骨形成以来，大量学者广泛研究了调节RunX2表达和转录活性的各种信号通路和机制[30-31]。因此，课题组通过结果推断电活性薄膜可能会通过电学信号调控Runx2基因的表达。同时有研究也表明，极化P(VDF-TrFE)膜能有效促进成骨相关细胞的迁移、成骨分化及矿化[32]，这可能解释了此次实验结果。人体骨代谢是一个复杂的过程，它是由旧骨吸收和新骨形成构成的动态平衡过程，通过调控成骨细胞中特定细胞外基质蛋白基因的表达和成骨细胞的细胞周期促进骨形成[31]。但如何从定性和定量的角度综合理解细胞在电刺激作用下的分化，还有待进一步探索。

综上所述，极化P(VDF-TrFE)膜在大鼠体内能有效促进骨缺损的修复，提示了极化P(VDF-TrFE)膜在骨组织修复和再生的应用中的成骨潜力，目前研究发现极化P(VDF-TrFE)膜促进成骨的作用可能与钙离子通道开放及线粒体自噬有关。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

文题释义：
电活性材料：指在电信号作用下能改变理化性质或在外界刺激作用下能产生电信号的一类生物医学材料的总称。
临界骨缺损：指在动物体内终身不能自行修复的最小骨缺损，定义为临界骨缺损。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

聚偏氟乙烯-三氟乙烯属于电活性聚合物，有良好的电活性和优良的理化性。课题组前期研究表明其在体外具有调控成骨细胞增殖分化的作用，然而对于其能否在体内促进成骨的作用，尚不明确。实验采用大鼠下颌骨临界骨缺损模型评价聚偏氟乙烯-三氟乙烯P(VDF-TrFE)生物膜的成骨效应，旨在进一步探讨仿生电活性膜材料作为引导组织再生膜的可行性和有效性。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

	阅读次数
	全文
	摘要