舒芬太尼预处理对脊髓损伤模型小鼠的神经保护

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2016.40.006

摘要/Abstract

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文题释义：

舒芬太尼：是临床常用阿片类药物，同时是高度选择性μ受体阿片类药物，μ受体激动剂可以刺激Akt的活化，减少神经细胞的凋亡。

核因子κB：核因子κB体系主要涉及机体防御反应、组织损伤和应激、细胞分化和凋亡以及肿瘤生长抑制过程的信息传递。在多数细胞浆内核因子κB与抑制蛋白结合或无活性复合物，当信息物质作用于相应受体后，磷酸化抑制蛋白使核因子κB脱落而活化，核因子κB进入胞核影响基因转录。

摘要

背景：舒芬太尼具有组织保护作用，但对神经系统损伤的修复作用及可能机制的报道甚少。

目的：探讨舒芬太尼预处理对脊髓损伤的保护作用及可能机制。

方法：通过脊髓钳夹损伤法建立脊髓损伤模型小鼠，腹腔注射舒芬太尼6，3 μg/kg预处理干预。

结果与结论：①Western blot、酶联免疫吸附法、TUNEL检测结果：舒芬太尼6 μg/kg预处理可以显著抑制小鼠脊髓组织TLR4、核因子κBp65以及cleaved-caspase-3蛋白的表达(P < 0.05)，并显著抑制脊髓组织炎性因子肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β蛋白的表达(P < 0.05)，显著减轻脊髓组织中神经元的凋亡(P < 0.05)；②神经功能：舒芬太尼6 μg/kg预处理可以显著改善脊髓损伤后第14天的神经功能评分(P < 0.05)。③结果证实：舒芬太尼6 μg/kg预处理对脊髓损伤小鼠可以发挥显著的神经保护作用，其机制可能与抑制TLR4/核因子κB信号通路相关。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：肾移植；肝移植；移植；心脏移植；组织移植；皮肤移植；皮瓣移植；血管移植；器官移植；组织工程

ORCID: 0000-0003-1823-5185(余裕钦)

关键词: 实验动物, 神经损伤与修复动物模型, 舒芬太尼, 脊髓损伤, 免疫印迹法, 酶联免疫吸附法, TUNEL染色法, ICR小鼠, 神经保护, TLR4, 核因子κB, 凋亡, 神经功能评分

Abstract:

BACKGROUND: Sufentanil exerts protective effects on tissues, but its roles in the repair of nervous system injury and the underlying mechanism are still unknown.

OBJECTIVE: To explore the protective effect of sufentanil preconditioning in the repair of spinal cord injuries and the underlying mechanism.

METHODS: Mouse models of spinal cord injuries were prepared through clipping spinal cord followed by intraperitoneal injection of 3 and 6 μg/kg sufentanil, respectively.

RESULTS AND CONCLUISON: (1) Western blotting, ELISA and TUNEL assays showed that 6 μg/kg sufentanil significantly down-regulated the protein expression levels of TLR4, nuclear factor-κBp65, cleaved-caspase 3, tumor necrosis factor-α and interlenkin-1β in the spinal cord of mice (P < 0.05); at the same time, the number of apoptotic neurons was significantly decreased (P < 0.05). (2) Furthermore, high-dose sufentanil preconditioning significantly ameliorated the recovery of limb function at 14 days after injury (P < 0.05). (3) These results administrate that the neuroprotection provided by 6 μg/kg sufentanil preconditioning for spinal cord injuries in mice maybe related to the TLR4/nuclear factor-κB signaling pathway inactivation.

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Key words: Tissue Engineering, Spinal Cord Injuries, Models, Animal

中图分类号:

R318

余裕钦，胡年春，段吉安，李大鹏，刘畅. 舒芬太尼预处理对脊髓损伤模型小鼠的神经保护[J]. 中国组织工程研究, 2016, 20(40): 5966-5972.

Yu Yu-qin, Hu Nian-chun, Duan Ji-an, Li Da-peng, Liu Chang. Neuroprotective effects of sufentanil preconditioning on spinal cord injury in mouse models[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2016, 20(40): 5966-5972.

图/表（结果） 2

2.1 实验动物数量分析 纳入大鼠120只，进入结果分析120只，死亡和感染4只，并及时补充，无脱失值。建模流程图见图1。

2.2 舒芬太尼预处理对小鼠损伤脊髓组织细胞凋亡的影响 如图2、表1所示，与对照组相比，脊髓损伤组中cleaved-caspase 3蛋白的表达水平显著增加(P < 0.05)，舒芬太尼预处理可以显著抑制cleaved-caspase 3蛋白的表达(P < 0.05)；TUNEL染色结果表明(图3，表1)，在对照组中，TUNEL阳性细胞个数很少；与对照组相比，溶剂治疗组中神经细胞的凋亡率显著增加(图3，P < 0.05)；而腹腔注射舒芬太尼则显著减少了神经细胞的凋亡率(P < 0.05)，且呈剂量依赖性。

2.3 舒芬太尼预处理对小鼠损伤脊髓组织TLR4/NF- κBp65蛋白表达的影响 免疫印迹研究结果表明(图2，表1)，与对照组相比，溶剂治疗组中TLR4和p65的表达显著增加(P < 0.05)；与溶剂处理组相比，舒芬太尼预处理可以显著抑制TLR4和p65的表达(P < 0.05)，且呈剂量依赖性。

2.4 舒芬太尼预处理对对小鼠损伤脊髓组织肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β蛋白表达的影响 酶联免疫吸附法检测结果显示，与对照组相比，溶剂治疗组中肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β的表达水平显著增加；与溶剂处理组相比，舒芬太尼预处理可以显著抑制肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β的表达(P < 0.05)，且呈剂量依赖性(表2)。
2.5 舒芬太尼预处理可以显改善脊髓损伤的神经功能评分且呈剂量依赖性 对照组的神经功能评分在14 d内稳定在2.5分，与对照组相比，脊髓损伤+溶剂治疗组的运动功能评分显著降低(表3，P < 0.05)；在脊髓损伤后7和14 d，高剂量舒芬太尼预处理可以显著改善小鼠在脊髓损伤后的运动功能评分(P < 0.05)。

参考文献

[1] Singh A, Tetreault L, Kalsi-Ryan S, et al. Global prevalence andincidence of traumaticspinal cord injury. Clin Epidemiol. 2014;6:309-331.
[2] Huang XL, Yan TB. Rehabilitation Medicine. Beijing: People’s Medical Publishing House, 2013:166.
[3] Chen YH, Liu M, He JH. Epidemiological survey ofpatients with spinal cord injury. J Pract Med. 2011; 27(6):1032-1034.
[4] 孙兆忠,李瑞.脐血干细胞移植及电针治疗脊髓损伤大鼠神经生长因子及神经营养因子3的表达[J].中国组织工程研究,2015,19(7):61-66.
[5] Assuncao-Silva RC, Gomes ED, Sousa N, et al. Hydrogels and cell based therapies in spinal cord injury regeneration. Stem Cells Int. 2015;2015:948040.
[6] Polakiewicz RD, Schieferl SM, Gingras AC, et al. mu-Opioid receptor activates signaling pathways implicated in cell survivaland translational control. J Biol Chem. 1998,273(36):23534-23541.
[7] Lemoine S, Zhu L, Massetti M, et al. Continuous administration of remifentanil and sufentanil induces cardioprotection in human myocardium, in vitro. Acta Anaesthesiol Scand. 2011;55(6):758-764.
[8] 刘祥,景桂霞,白娟,等.舒芬太尼预处理对大鼠心肌缺血再灌注时PI3K/Akt的影响[J].南方医科大学学报,2014,34(3):335-340.
[9] 陈朝板,屠伟峰,郄文斌.舒芬太尼预处理对大鼠肠道缺血再灌注后氧自由基介导性损伤的影响[J].实用医学杂志,2012,28(13):2172-2175.
[10] 王美芳,孟尽海,魏华.舒芬太尼预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠脑保护功能的影响[J].宁夏医科大学学报,2011, 33(11):1023-1025, 1032.
[11] 谢丽萍,王胜,刘扬,等.c-Jun氨基末端激酶信号通路在不同剂量舒芬太尼预处理大鼠肝脏缺血-再灌注损伤中的作用[J].临床麻醉学杂志,2016,32(2):175-179.
[12] 贺萱,田首元,王建刚,等.舒芬太尼后处理对缺血再灌注损伤的大鼠心肌自噬的影响及PI3K-Akt通路在其中的作用[J].中国药物与临床,2016,16(4):470-472.
[13] Paterniti I, Esposito E, Mazzon E, et al. Evidence for the role of PI(3)-kinase-AKT-eNOS signalling pathway in secondary inflammatory process after spinal cord compression injury in mice. Eur J Neurosci. 2011; 33(8):1411-1420.
[14] 吴晓明,高文山,王静,等.盐酸川芎嗪联合骨髓间充质干细胞移植对脊髓损伤模型大鼠的神经保护[J].中国组织工程研究,2016,20(1):95-101.
[15] 李维朝.脂多糖预处理对脊髓损伤大鼠神经细胞抗凋亡的作用及相关机制研究[D].重庆:重庆医科大学,2014.
[16] Basso DM, Fisher LC, Anderson AJ, et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. J Neurotrauma. 2006;23(5):635-659.
[17] Minkowitz HS. A review of sufentanil and the sufentanil sublingual tablet system for acute moderate to severe pain. Pain Manag.2015;5(4):237-250.
[18] Maciejewski D. Sufentanil in anaesthesiology and intensive therapy. Anaesthesiol Intensive Ther. 2012; 44(1):35-41.
[19] Zhao J, Chen C, Xiao JR, et al. An Up-regulation of IRF-1 After a Spinal Cord Injury: Implications for Neuronal Apoptosis. J Mol Neurosci, 2015;57(4):595-604.
[20] 王继权,赵兴长,孙平,等.依达拉奉抗大鼠脊髓损伤后脊髓细胞凋亡的机制初探[J].天津医药,2015,43(9):988-991.
[21] 孙平,范仲凯,李昊天,等.硫化氢对大鼠急性脊髓损伤的保护作用[J].天津医药,2015,43(11):1271-1274.
[22] Siebert JR, Eade AM, Osterhout DJ. Biomaterial approaches to enhancing neurorestoration after spinal cord injury: strategies for overcoming inherent biological obstacles. Biomed Res Int. 2015;2015:752572.
[23] Houle JD, Côté MP. Axon regeneration and exercise dependent plas-ticity after spinal cord injury. Ann N Y Acad Sci. 2013;1279:154-163.
[24] Tsintou M, Dalamagkas K, Seifalian AM. Advances in regenerative therapies for spinal cord injury: a biomaterials approach. Neural Regen Res. 2015;10(5): 726-742.
[25] Wei HY, Ma X. Tamoxifen reduces infiltration of inflammatory cells, apoptosis and inhibits IKK/NF-κB pathway after spinal cord injury in rats. Neurol Sci. 2014;35(11):1763-1768.
[26] Esposito E, Impellizzeri D, Mazzon E, et al. The NAMPT inhibitor FK866 reverts the damage in spinal cord injury. J Neuroinflammation. 2012;9:66.
[27] Bachmeier BE, Nerlich AG, Weiler C, et al. Analysis of tissue distribution of TNF-alpha, TNF-alpha-receptors, and the activating TNF- alpha-converting enzyne suggests activation of the TNF-alpha system in the ageing intervertebral disc.Ann NY Acad Sci. 2007;1096:442-541.
[28] Xu R, Xu G, Shi J, et al. A correlative study of NF-kappa B activity and cytokines expression in human chronic nasal sinusitis. Laryngol Otol. 2007; 121:644-649.
[29] 吴俊.促红细胞生成素对大鼠急性脊髓损伤后核因子-κB及炎症因子表达的影响[D].南京:南京医科大学,2011.
[30] 白国良,周建斌,刘保江.舒芬太尼对大鼠心肌缺血再灌注中Toll样受体4以及肿瘤坏死因子α的影响[J].当代医学, 2013,19(17):18-20.
[31] Sindhu S, Al-Roub A, Koshy M, et al. Palmitate-Induced MMP-9 Expression in the Human Monocytic Cells is Mediated through the TLR4-MyD88 Dependent Mechanism. Cell Physiol Biochem. 2016; 39(3):889-900.
[32] Müller HD, Cvikl BB, Lussi AA, et al. Salivary pellets induce a pro-inflammatory response involving the TLR4-NF-kB pathway in gingival fibroblasts. BMC Oral Health. 2016;17(1):15.
[33] Feng H, Su R, Song Y, et al. Positive Correlation between Enhanced Expression of TLR4/MyD88/NF-κB with Insulin Resistance in Placentae of Gestational Diabetes Mellitus. PLoS One. 2016;11(6):e0157185.
[34] Wang Y, Chen G, Yu X, et al. Salvianolic Acid B Ameliorates Cerebral Ischemia/Reperfusion Injury Through Inhibiting TLR4/MyD88 Signaling Pathway. Inflammation. 2016;39(4):1503-1513.
[35] Hajivalili M, Pourgholi F, Majidi J, et al. G2013 modulates TLR4 signaling pathway in IRAK-1 and TARF-6 dependent and miR-146a independent manner. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 2016;62(4):1-5.
[36] Karuppagounder V, Giridharan VV, Arumugam S, et al. Modulation of Macrophage Polarization and HMGB1-TLR2/TLR4 Cascade Plays a Crucial Role for Cardiac Remodeling in Senescence-Accelerated Prone Mice. PLoS One. 2016;11(4):e0152922.
[37] Belinga VF, Wu GJ, Yan FL, et al. Splenectomy following MCAO inhibits the TLR4-NF-κB signaling pathway and protects the brain from neurodegeneration in rats. J Neuroimmunol. 2016;293:105-113.
[38] Rashidian A, Muhammadnejad A, Dehpour AR, et al. Atorvastatin attenuates TNBS-induced rat colitis: the involvement of the TLR4/NF-kB signaling pathway. Inflammopharmacology. 2016;24(2-3):109-118.
[39] Lv W, Chen N, Lin Y, et al. Macrophage migration inhibitory factor promotes breast cancer metastasis via activation of HMGB1/TLR4/NF kappa B axis. Cancer Lett. 2016;375(2):245-255.
[40] Wang D, Tao K, Xion J, et al. TAK-242 attenuates acute cigarette smoke-induced pulmonary inflammation in mouse via the TLR4/NF-κB signaling pathway. Biochem Biophys Res Commun. 2016; 472(3):508-515.
[41] Gong Y, Tao L, Jing L, et al. Association of TLR4 and Treg in Helicobacter pylori Colonization and Inflammation in Mice. PLoS One. 2016;11(2):e0149629.
[42] Kang L, Zhu G, Ouyang Q, et al. Expression and clinical significance of TLR4 and NF-κB in cholesterol pneumonia. Zhonghua Bing Li Xue Za Zhi. 2015;44(11): 790-791.
[43] Zhang DS, Bai XH, Yao YJ, et al. Effect of Berberine on the Insulin Resistance and TLR4/IKKbeta/ NF-kappaB Signaling Pathways in Skeletal Muscle of Obese Rats with Insulin Resistance. Sichuan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 2015;46(6):827-831.
[44] Hung CC, Lin CH, Chang H, et al. Astrocytic GAP43 Induced by the TLR4/NF-κB/STAT3 Axis Attenuates Astrogliosis-Mediated Microglial Activation and Neurotoxicity. J Neurosci. 2016;36(6):2027-2043.
[45] Antón M, Alén F, Gómez de Heras R, et al. Oleoylethanolamide prevents neuroimmune HMGB1/TLR4/NF-kB danger signaling in rat frontal cortex and depressive-like behavior induced by ethanol binge administration. Addict Biol. 2016.
[46] Wang Y, Su L, Morin MD, et al. TLR4/MD-2 activation by a synthetic agonist with no similarity to LPS. Proc Natl Acad Sci U S A. 2016;113(7):E884-E893.
[47] Qin DP, Zhou YJ, Zhang SZ, et al. Study on effects of Tripterygium wilfordii polycoride in resisting macrophage inflammation and regulating inflammation via TLR4/NF-κB. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi. 2015; 40(16):3256-3261.
[48] Lee SI, Kim HS, Koo JM, et al. Lactobacillus acidophilus modulates inflammatory activity by regulating the TLR4 and NF-κB expression in porcine peripheral blood mononuclear cells after lipopolysaccharide challenge. Br J Nutr. 2016;115(4):567-575.
[49] Previtera ML, Sengupta A. Substrate Stiffness Regulates Proinflammatory Mediator Production through TLR4 Activity in Macrophages. PLoS One. 2015;10(12):e0145813.
[50] Zhao H, Zheng Q, Hu X, et al. Betulin attenuates kidney injury in septic rats through inhibiting TLR4/NF-κB signaling pathway. Life Sci. 2016;144:185-193.

引言

材料方法

1.1 造模动物 健康SPF级8周龄雄性ICR小鼠120只，体质量20-22 g，购自华中科技大学实验动物中心，许可证号：SCXK(鄂)2010-0009。24 ℃条件下饲养，自由进食和饮水，保持饲养环境清洁；实验前禁食12 h，可自由饮水。实验中有关动物伦理问题已经华中科技大学实验动物中心实验动物伦理委员会讨论批准。

1.2 分组及脊髓损伤模型小鼠的构建 将ICR小鼠随机分为4组，每组30只，对照组行假手术处理并腹腔注射生理盐水，脊髓损伤+溶剂治疗组给予手术制备脊髓损伤模型并腹腔注射枸橼酸钠缓冲液，脊髓损伤+低剂量舒芬太尼预处理组(3 μg/kg)给予手术制备脊髓损伤模型并腹腔注射低剂量舒芬太尼(湖北宜昌人福药业有限责任公司)，脊髓损伤+高剂量舒芬太尼预处理组 (6 μg/kg)给予手术制备脊髓损伤模型并腹腔注射高剂量舒芬太尼，腹腔注射给药后立即进行模型制备。

小鼠脊髓损伤的模型制作方法参考以往文献方法^[13]，使用水合氯醛(4 mg/kg)将小鼠麻醉后，在背部正中位置切一长约3 cm的切口，并在手术显微镜下暴露T₅_-₈椎体，将T₉椎板去除并充分暴露脊髓，再使用小鼠血管钳(美国Kent Scientific公司)夹脊髓1 min，夹闭力量为10 g，充分止血后逐层缝合背部肌肉和皮肤。对照组仅行椎板切除、暴露脊髓后缝合，不给予血管夹夹闭。术后将小鼠置于复温毯上苏醒完全后置于小鼠笼中，自由进食和饮水。

建模成功的标准：脊髓损伤后鼠尾痉挛性摆动且有后双肢呈迟缓性瘫^[14]。确认造模成功者逐层缝合切口。

1.3 标本取材与处理 每组取10只小鼠于伤后24 h后处死并取出脊髓组织做分子机制的研究。将小鼠麻醉后，打开胸腔，经左心尖灌注生理盐水50 mL，剪开背部切口，暴露T₅_-₈并去除椎板，以夹痕处为中心，片段长约1.6 cm，取出脊髓组织，放入-80 ℃冰箱中保存，用于TLR4，cleaved-caspase 3，p65，白细胞介素1β和肿瘤坏死因子α检测；脊髓损伤后24 h，经左心室灌注100 mL生理盐水后，40 g/L多聚甲醛灌注后固定，石蜡包埋脊髓组织标本用于TUNEL检测。另外取10只小鼠存活14 d做神经功能评分用，于脊髓损伤后15 d麻醉断颈处死。

1.4 Western blot检测 每只小鼠取50 mg脊髓组织，按适当比例加入组织裂解液，充分碾磨后，12 000 r/min离心并取上清，加入5×Loading buffer沸水中煮10 min。每孔加入35 μg蛋白进行电泳，转膜后，体积分数5%牛奶封闭室温下1 h，分别用TLR4，cleaved caspase-3及β-actin一抗稀释液和p65，H3一抗稀释液4 ℃过夜，TBST洗膜后，羊抗兔IgG二抗和山羊抗鼠二抗稀释液室温下1 h，TBST洗膜后滴加显影液显影，Image J软件进行定量分析。TLR4，cleaved caspase-3以β-actin为内参，p65以H3为内参。以所要观察的目标蛋白条带灰度值与内参蛋白条带灰度值的比值反映TLR4，cleaved caspase-3，p65的表达。

1.5 酶联免疫吸附检测 白细胞介素1β和肿瘤坏死因子α的检测步骤严格按照试剂盒说明书进行，测量前首先将试剂盒及样本平衡至室温，用标本稀释液将所待检的标本1∶1稀释后加入50 μL于反应孔内，将稀释好的标准品及待测样品加入反应孔内，然后立即加入50 μL的生物素标记的抗体。盖上膜板后轻轻振荡混匀，37 ℃温箱中孵育1 h，甩去孔内液体后加满洗涤液，振荡后甩去洗涤液，并用吸水纸拍干，此操作重复3次。每孔加入底物A，B各50 μL，轻轻振荡混匀，避光条件在37 ℃温箱中温育10 min。取出酶标板后，迅速加入50 μL终止液，加入终止液后应立即测定结果。在450 nm波长处测定各孔的吸光度值。以吸光度值为纵坐标，以标准品浓度为横坐标绘制标准曲线根据血浆样品的吸光度值在标准曲线上查出其对应的浓度。

1.6 TUNEL染色 将石蜡包埋脊髓组织标本行连续切片(厚约6 μm)，采用TUNEL法检测神经元的凋亡^[15]，操作步骤严格按照说明书进行。凋亡结果判定：光学显微镜下TUNEL阳性细胞的胞核呈棕黄色，各组每张切片随机选取10个400倍视野对阳性细胞计数，每组取10只小鼠，经 Image-Pro Plus 6.0软件系统处理，计算凋亡指数(%)=100×(凋亡细胞数/总细胞数)，并取凋亡指数均值。

1.7 运动功能评分 小鼠脊髓损伤后运动功能评分采用Basso小鼠分级法^[16]，伤后24 h第1次评估，以后13 d同一时间点评估1次，共评估14 d。将小鼠后肢运动功能分为22个等级，其中后肢全瘫为0分，功能完全正常为21分。分值越高代表运动功能越健全，神经功能恢复越好。

1.8 主要观察指标 各组Western blot、酶联免疫吸附法、TUNEL检测结果，及神经功能评分结果。

1.9 统计学分析 由第二作者采用SPSS 19.0软件进行数据处理，数据x(_)±s表示，组间数据差异的比较采用Student's t 检验和重复测量方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

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讨论

舒芬太尼是芬太尼的N-4位取代的衍生物，是一种新型的、强效以及特异性的μ阿片受体激动剂，舒芬太尼具有起效迅速、镇痛作用持续时间长、效果佳的优点^[17]，此外，舒芬太尼还具有良好的血流动力学稳定性和较高的脂溶性，可以迅速通过血脑屏障，由于这些特性，目前舒芬太尼已经广泛应用于临床围术期^[18]。以往研究发现舒芬太尼具有神经保护作用^[10]，但是对于其在脊髓损伤中的神经保护作用目前相关报道却不多。Caspase-3是脊髓损伤后神经细胞发生凋亡的关键执行蛋白，主要通过裂解后的活体形式(cleaved-caspase 3)发挥作用^[19]，有研究报道脊髓损伤3 d 后可能导致 caspase-3 调控的细胞凋亡的发生^[20]。另有研究发现脊髓损伤后cleaved caspase-3 表达水平显著升高^[21]。实验发现，溶剂治疗组中cleaved-caspase 3蛋白的表达显著增加，舒芬太尼预处理可以显著减cleaved-caspase 3蛋白的表达，且呈剂量依赖性，此结果提示舒芬太尼在脊髓损伤中可能具有良好的神经保护作用；TUNEL染色结果表明，舒芬太尼预处理可以显著减少神经细胞的凋亡，同样呈剂量依赖性，以上结果证实舒芬太尼在脊髓损伤中同样具有良好的神经保护作用。在证实舒芬太尼有良好的神经保护作用之后，实验对于其发挥神经保护的作用机制进行了进一步的探讨。

脊髓损伤的病理机制包括原发性脊髓损伤和继发性脊髓损伤，后者是损伤后数小时及数天之内发生的，是目前药物治疗研究的热点和焦点^[22]。包括炎性反应、氧化应激、钙超载、兴奋性氨基酸毒性等多种病理机制，可导致永久性神经功能缺陷^[23]。其中炎性反应在脊髓损伤的发病过程中又发挥尤为重要的作用^[24]，而TLR4/核因子κB信号通路在脊髓损伤后的炎性反应中发挥重要非常重要的调节作用，TLR4在与配体集合后，通过信号级联反应降解核因子κBp65的抑制性亚单位IκBα，脱离IκBα束缚的核因子κBp65则由胞浆转移到核内，并与特定的靶基因序列发生结合，从而调节目的基因的转录。抑制TLR4/核因子κB的活性的药物则可以显著抑制炎性因子的表达，改善脊髓损伤后的神经功能缺损^[25-26]。肿瘤坏死因子α是众多炎症细胞因子(白细胞介素1β、白细胞介素6)的重要启动因子，在上调其它细胞因子的产生、放大局部炎症等方面具有重要意义^[27]。而肿瘤坏死因子α 主要被核因子κB在转录水平调节^[28]。有研究报道脊髓损伤后脊髓组织中核因子κB活性及肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β、白细胞介素6 等炎症因子水平均显著升高^[29]。此外，舒芬太尼预处理在心肌缺血再灌注模型中，可以显著抑制TLR4的表达从而发挥神经保护作用^[30]。鉴于此，实验将神经保护机制研究的重点放在了TLR4/核因子κB信号通路上^[31-50]，研究发现舒芬太尼可以显著抑制TLR4和核因子κBp65的表达，并抑制下游相关炎性因子肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β的表达。进一步研究发现，舒芬太尼可以改善小鼠脊髓损伤后的神经功能缺损。表明舒芬太尼可能是通过抑制TLR4/核因子κB信号通路从而发挥其神经保护作用。这一研究结果将有利于临床治疗脊髓损伤，可能成为一种治疗脊髓损伤的新方法，从而为临床上治疗脊髓损伤提供参考。

综上所述，舒芬太尼是一种新型的、强效以及特异性的μ阿片受体激动剂，舒芬太尼具有起效迅速、镇痛作用持续时间长、效果佳的优点。实验发现舒芬太尼预处理可以显著改善脊髓损伤的预后，在脊髓损伤中发挥显著的神经保护作用，其机制可能与抑制TLR4/核因子κB信号通路介导的炎性反应相关，未来需要更加全面深入的探讨其神经保护作用机制，以期为其临床应用于脊髓损伤的治疗打下坚实的理论基础。

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