
2.1 动物源性胶原蛋白的纯度 高效液相色谱分析发现,实验组纯度可达到99.7%(
图1A),高于sigma胶原蛋白的纯度97.28%(
图1B)。蛋白中的杂质可能引起机体发生不希望的免疫学反应,因此控制纯度对于保证动物源材料的安全性至关重要。
图1显示,固体样品在液相色谱上的出峰保留时间在4.0-5.0 s,而液体样品则在3.0-4.0 s之间,略微提前,但不影响纯度分析。
2.2 动物源性胶原蛋白中残留DNA水平 该方法的平均回收率为59.33%,标准偏差为8.99,变异系数为15.2%,符合精度要求(偏差系数CV≤20%)。由于0.1 mg/L的标准品无法准确检测,因此该方法的最小检出限为1 mg/L。DNA回收率曲线
Y=1.407
X+0.515,
R2=0.999,表明在1-100 mg/L范围内线性关系良好。
实验结果显示未纯化胶原蛋白的DNA质量浓度分别为4.54,3.86,4.64 mg/L,纯化后胶原蛋白DNA浓度均低于本方法的最低检出限,表明动物源胶原蛋白DNA质量浓度已控制在1 mg/L以下。纯化处理可将胶原蛋白残留DNA水平降低至少1个数量级。
1.5%琼脂糖凝胶电泳显示纯化前后的样品残留DNA分析如
图2所示。由图2可见,经1.5%琼脂糖电泳发现未纯化的胶原蛋白样品(S1-S3)中存在残留DNA,纯化后则无法检测到(S4-S6)。荧光染色分析表明纯化后胶原蛋白(动物源胶原蛋白)中的DNA含量低于1 mg/L,远低于文献报道的水平。
2.3 各组淋巴细胞增殖和NK细胞杀伤功能 给药期间,所有动物均未见明显异常情况,体质量增长无明显异常。实验组和阳性对照组淋巴细胞增殖与阴性对照组相比差异无显著性意义,仅33.4 mg/kg动物源胶原蛋白组与阳性对照组淋巴细胞增殖比较差异有显著性意义(
P < 0.05);其他各组之间在淋巴细胞增殖和NK细胞杀伤功能方面均无差异,也无明显的剂量依赖关系,见
图3。
2.4 各组淋巴细胞亚群分析 用流式细胞仪进行淋巴细胞亚群分析,结果见
图4,
5所示。
各组CD3
+占28%-38%,CD4
+占57.7%-62.9%,CD8
+占31.2%-33.2%,各实验组CD3
+、CD4
+、CD8
+和CD4
+/ CD8
+与阴性对照组、阳性对照组比较差异均无显著性意义;各实验组之间也无剂量依赖关系;其中CD4
+/CD8
+的比值在1.84-2.01之间,各组间比较差异无显著性意义。

2.5 各组生物学和组织学分析
组织病理改变评分:皮下连续3周给予BALB/c小鼠不同剂量的动物源胶原蛋白,发现3个不同剂量实验组均不同程度地出现了组织器官的病变,见
表1病理改变评分结果。从表1可知,皮下连续给予动物源胶原蛋白,导致发生病理改变的组织部位主要集中在肝脏、肺、淋巴结和胸腺等部位,其中肝脏部位的病变主要表现为肝汇管区淋巴细胞浸润、肝细胞坏死、汇管区纤维组织增生、肝内髓外造血灶和肉芽肿;肺的病变主要表现为间质性肺炎、局灶性出血和间质淤血;淋巴组织病变表现在淋巴滤泡数量减少和胸腺萎缩等。

对脾脏组织的病理改变采用面积定量法评分,发现连续3周给予BALB/c小鼠剂量为133.4 mg/kg的胶原蛋白皮下注射(包括阳性对照组),会引起脾脏组织中脾小动脉周围淋巴鞘面积的明显增大,与阴性对照组相比差异有显著性意义(
P < 0.05和
P < 0.01)。而脾小体生发中心面积则各组相比均未见显著性变化(
图6A)。而停药2周后,阳性对照组和133.4 mg/kg动物源胶原蛋白组的脾小动脉周围淋巴鞘面积恢复正常,而66.8 mg/kg动物源胶原蛋白组脾小动脉周围淋巴鞘面积相比阴性对照组(
P < 0.05)和阳性对照组(
P < 0.01)均有明显的增厚变大,而脾脏生发中心面积并未明显改变(
图6B),提示连续给予BALB/c小鼠66.8 mg/kg的牛源性胶原蛋白皮下注射能够诱导和增强脾脏的免疫应答作用。

组织病理改变(
图7):皮下连续注射3周,发现阴性对照组动物各脏器未见异常改变,其他实验组均未见脾脏发生明显的病理学改变。但阳性对照组动物出现1/6中度胸腺萎缩,中度淋巴结淋巴滤泡减少,2/6重度间质性肺炎(图7c)。33.4 mg/kg动物源胶原蛋白组4/6动物肝细胞轻度局灶或多灶性坏死,少量淋巴细胞浸润(图7e),2/6重度间质性肺炎(图7f),1/6轻度肝内髓外造血灶,淋巴结皮质轻度萎缩。66.8 mg/kg动物源胶原蛋白组动物1/6肝内出现小灶性肉芽肿(图7h),1/6肺内重度局灶性出血(图7i)。133.4 mg/kg动物源胶原蛋白组1例肺间质中度淤血(图7l)。