S100A4促进脑源性神经营养因子表达影响神经干细胞的分化

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2076

中国组织工程研究 ›› 2020, Vol. 24 ›› Issue (19): 3029-3034.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2076

• 干细胞因子及调控因子 stem cell factors and regulatory factors • 上一篇下一篇

S100A4促进脑源性神经营养因子表达影响神经干细胞的分化

杜晓文¹，林大鹏²，屠冠军¹

¹中国医科大学附属第一医院骨科，辽宁省沈阳市 110001；²锦州医科大学附属第一医院骨科，辽宁省锦州市 121001

收稿日期:2019-09-16 修回日期:2019-09-18 接受日期:2019-10-19 出版日期:2020-07-08 发布日期:2020-04-08
通讯作者: 屠冠军，博士，教授，主任医师，中国医科大学附属第一医院骨科，辽宁省沈阳市 110001
作者简介:杜晓文，男，1992年生，山东省莱州市人，汉族，中国医科大学在读硕士，主要从事神经干细胞治疗脊髓损伤的研究。
基金资助:
辽宁省自然科学基金指导计划项目(201602857)

S100A4 promotes differentiation of neural stem cells through up-regulation of brain-derived neurotrophic factor

Du Xiaowen¹, Lin Dapeng², Tu Guanjun¹

¹Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of China Medical University, Shenyang 110001, Liaoning Province, China; ²Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of Jinzhou Medical University, Jinzhou 121001, Liaoning Province, China

Received:2019-09-16 Revised:2019-09-18 Accepted:2019-10-19 Online:2020-07-08 Published:2020-04-08
Contact: Tu Guanjun, MD, Professor, Chief physician, Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of China Medical University, Shenyang 110001, Liaoning Province, China
About author:Du Xiaowen, Master candidate, Department of Orthopedics, the First Affiliated Hospital of China Medical University, Shenyang 110001, Liaoning Province, China
Supported by:
the Guidance Program of the Natural Science Foundation of Liaoning Province, No. 201602857

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：

神经干细胞电穿孔：即通过高强度的电场作用，瞬时提高细胞膜的通透性，从而吸收周围介质中外源分子的方法进行转染，通过研究发现在230 V、350 μF条件进行电转染效率较高，可以在后续实验中采用。

神经干细胞成神经诱导分化：神经干细胞是一类多能干细胞，可以向神经元、星形胶质细胞、少突胶质细胞分化。脊髓损伤部位常常表现为瘢痕愈合，难以恢复脊髓的正常生理功能，通过提高神经干细胞向神经元分化的比例，尽可能减少其向胶质细胞分化，进而减少损伤部位瘢痕的形成，对于治疗脊髓损伤、恢复脊髓生理功能具有重要的临床意义。

背景：如何促进神经干细胞大量向神经元分化是研究的难点。研究发现，S100A4 蛋白可能通过多种途径在中枢神经系统修复中发挥作用。

目的：研究S100A4是否通过上调脑源性神经营养因子表达进而影响神经干细胞向神经元样细胞的分化。

方法：购买鉴定合格的小鼠胚胎大脑海马和室管膜下区来源的神经干细胞，体外培养传代，电穿孔法向神经干细胞中转染S100A4表达载体和/或脑源性神经营养因子siRNA，转染48 h后向神经元方向诱导分化，诱导分化3 d后采用Western blot检测细胞中脑源性神经营养因子及Tuj1蛋白表达，免疫荧光检测Tuj1阳性神经元比例。

结果与结论：①与转染无关序列质粒组比较，转染S100A4组神经干细胞中Tuj1阳性细胞比例及相应的Tuj1、脑源性神经营养因子的表达量显著增高(P < 0.01)；②与S100A4+siRNA无关序列共转染组比较，S100A4+脑源性神经营养因子siRNA共转染组神经干细胞中Tuj1阳性细胞比例及相应的Tuj1、脑源性神经生长因子的表达量显著降低(P < 0.01)；③结果表明，S100A4的过表达可促进神经干细胞向神经元样细胞分化，其可能通过脑源性神经营养因子发挥作用。

ORCID: 0000-0002-1131-3497(杜晓文)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 脊髓损伤, S100A4, 神经干细胞, 电穿孔, 神经元, 细胞分化, 脑源性神经营养因子

Abstract:

BACKGROUND: How to promote neural stem cells differentiate into neurons is a difficulty. S100A4 has been found to play a role in the nervous system repair by various pathways.

OBJECTIVE: To investigate whether S100A4 affects the differentiation of neural stem cells into neurons through up-regulating the expression of brain-derived neurotrophic facto.

METHODS: The neural stem cells from brain hippocampus and subependymal region of embryonic mice were cultured in vitro and passaged. The S100A4 expression vector and/or brain-derived neurotrophic factor + siRNA were transfected into neural stem cells by electroporation, and the cells were induced to differentiate into neurons at 48 hours after transfection. Three days later, the expression levels of brain-derived neurotrophic factor and Tuj1 in cells were detected by western blot assay. Proportion of Tuj1 positive neurons was tested by immunofluorescence.

RESULTS AND CONCLUSION: Compared with the unrelated sequence plasmid group, the proportion of Tuj1 positive neurons and the expression levels of Tuj1 and brain-derived neurotrophic factor in the S100A4 transfection group were significantly increased (P < 0.01). Compared with the S100A4+siRNA unrelated sequence plasmid group, the proportion of Tuj1 positive neurons and the expression levels of Tuj1 and brain-derived neurotrophic factor in the co-transfection group were significantly decreased (P < 0.01). These results indicate that S100A4 overexpression can promote the differentiation of neural stem cells into neurons, which may be mediated by brain-derived neurotrophic factor.

Key words: spinal cord injury, S100A4, neural stem cells, electroporation, neurons, cell differentiation, brain-derived neurotrophic factor

中图分类号:

杜晓文, 林大鹏, 屠冠军. S100A4促进脑源性神经营养因子表达影响神经干细胞的分化[J]. 中国组织工程研究, 2020, 24(19): 3029-3034.

Du Xiaowen, Lin Dapeng, Tu Guanjun. S100A4 promotes differentiation of neural stem cells through up-regulation of brain-derived neurotrophic factor[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2020, 24(19): 3029-3034.

图/表（结果） 6

参考文献

[1] ZHENG W, ZHUGE Q, ZHONG M, et al. Neurogenesis in adult human brain after traumatic brain injury. J Neurotrauma. 2013;30(22): 1872-1880.
[2] BOYE K, MAELANDSMO GM. S100A4 and metastasis: a small actor playing many roles. Am J Pathol. 2010;176(2):528-535.
[3] LEI L, TANG L. Schwann cells genetically modified to express S100A4 increases GAP43 expression in spiral ganglion neurons in vitro. Bioengineered. 2017;8(4):404-410.
[4] CHENG G, HE T, XING Y. Silencing of S100A4, a metastasis- associated protein, inhibits retinal neovascularization via the downregulation of BDNF in oxygen-induced ischaemic retinopathy. Eye (Lond). 2016;30(6):877-887.
[5] CHMIELNICKI E, BENRAISS A, ECONOMIDES AN, et al. Adenovirally expressed noggin and brain-derived neurotrophic factor cooperate to induce new medium spiny neurons from resident progenitor cells in the adult striatal ventricular zone. J Neurosci. 2004;24(9):2133-2142.
[6] COULL JA, BEGGS S, BOUDREAU D, et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 2005;438(7070):1017-1021.
[7] 方康权,曾宪辉.脊髓损伤的生物化学研究概况[J].医学理论与实践, 2018, 31(18):2723-2724,2727.
[8] 黄辉.继发性脊髓损伤发病机制的研究进展[J].医学综述, 2013, 19(7): 1162-1165.
[9] 张盼,赵红卫,卢斌,等.继发性脊髓损伤微环境的研究进展[J].海南医学, 2018, 29(19): 2774-2777.
[10] ECKERT MJ, MARTIN MJ. Trauma: Spinal Cord Injury. Surg Clin North Am. 2017;97(5):1031-1045.
[11] BADHIWALA JH, WILSON JR, FEHLINGS MG. Global burden of traumatic brain and spinal cord injury. Lancet Neurol. 2019;18(1): 24-25.
[12] SABAPATHY V, THARION G, KUMAR S. Cell Therapy Augments Functional Recovery Subsequent to Spinal Cord Injury under Experimental Conditions. Stem Cells Int. 2015;2015:132172.
[13] WITIW CD, FEHLINGS MG. Acute Spinal Cord Injury. J Spinal Disord Tech. 2015;28(6):202-210.
[14] DOOLEY D, VIDAL P, HENDRIX S. Immunopharmacological intervention for successful neural stem cell therapy: New perspectives in CNS neurogenesis and repair. Pharmacol Ther. 2014;141(1):21-31.
[15] TUSZYNSKI MH, WANG Y, GRAHAM L, et al. Neural stem cell dissemination after grafting to CNS injury sites. Cell. 2014;156(3): 388-389.
[16] LUDWIG PE, THANKAM FG, PATIL AA, et al. Brain injury and neural stem cells. Neural Regen Res. 2018;13(1):7-18.
[17] ORMOND DR, SHANNON C, OPPENHEIM J, et al. Stem cell therapy and curcumin synergistically enhance recovery from spinal cord injury. PLoS One. 2014;9(2):e88916.
[18] MARIANO ED, BATISTA CM, BARBOSA BJ, et al. Current perspectives in stem cell therapy for spinal cord repair in humans: a review of work from the past 10 years. Arq Neuropsiquiatr. 2014;72(6): 451-456.
[19] HORKY LL, GALIMI F, GAGE FH, et al. Fate of endogenous stem/progenitor cells following spinal cord injury. J Comp Neurol. 2006;498(4):525-538.
[20] CAWSEY T, DUFLOU J, WEICKERT CS, et al. Nestin-Positive Ependymal Cells Are Increased in the Human Spinal Cord after Traumatic Central Nervous System Injury. J Neurotrauma. 2015;32(18):1393-1402.
[21] KADOYA K, LU P, NGUYEN K, et al. Spinal cord reconstitution with homologous neural grafts enables robust corticospinal regeneration. Nat Med. 2016;22(5):479-487.
[22] GARBOSSA D, BOIDO M, FONTANELLA M, et al. Recent therapeutic strategies for spinal cord injury treatment: possible role of stem cells. Neurosurg Rev. 2012;35(3):293-311.
[23] VAWDA R, WILCOX J, FEHLINGS M. Current stem cell treatments for spinal cord injury. Indian J Orthop. 2012;46(1):10-18.
[24] ZHANG SQ, WU MF, PENG CG, et al. Improvements in neuroelectrophysiological and rear limb functions in rats with spinal cord injury after Schwann cell transplantation in combination with a C5a receptor antagonist. Genet Mol Res. 2015;14(4):15158-15168.
[25] WANG D, ZHANG J. Effects of hypothermia combined with neural stem cell transplantation on recovery of neurological function in rats with spinal cord injury. Mol Med Rep. 2015;11(3):1759-1767.
[26] DU XJ, CHEN YX, ZHENG ZC, et al. Neural stem cell transplantation inhibits glial cell proliferation and P2X receptor-mediated neuropathic pain in spinal cord injury rats. Neural Regen Res. 2019;14(5):876-885.
[27] LEONG C, ZHAI D, KIM B, et al. Neural stem cell isolation from the whole mouse brain using the novel FABP7-binding fluorescent dye, CDr3. Stem Cell Res. 2013;11(3):1314-1322.
[28] 陈刚,秦尚振,马廉亭,等.人胚脑与脊髓神经干细胞体外生物学特性的差异[J].脑与神经疾病杂志, 2006,14(3):183-186.
[29] HUANG H, ZHENG HY, LIU ZL, et al. Prognostic significance of relaxin-2 and S100A4 expression in osteosarcoma. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2014;18(19):2828-2834.
[30] LI HJ, CHEN YX, WANG Q, et al. S100A4 mRNA as a prognostic marker and therapeutic target in Wilms tumor (WT). Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2014;18(6):817-827.
[31] TARABYKINA S, GRIFFITHS TR, TULCHINSKY E, et al. Metastasis-associated protein S100A4: spotlight on its role in cell migration. Curr Cancer Drug Targets. 2007;7(3):217-228.
[32] XU X, SU B, XIE C, et al. Sonic hedgehog-Gli1 signaling pathway regulates the epithelial mesenchymal transition (EMT) by mediating a new target gene, S100A4, in pancreatic cancer cells. PLoS One. 2014;9(7):e96441.
[33] KHAN MI, YUAN T, CHOU RH, et al. S100A4 inhibits cell proliferation by interfering with the S100A1-RAGE V domain. PLoS One. 2019;14(2):e0212299.
[34] LINK T, KUHLMANN JD, KOBELT D, et al. Clinical relevance of circulating MACC1 and S100A4 transcripts for ovarian cancer. Mol Oncol. 2019;13(5):1268-1279.
[35] ABERG F, KOZLOVA EN. Metastasis-associated mts1 (S100A4) protein in the developing and adult central nervous system. J Comp Neurol. 2000;424(2):269-282.
[36] KOBORI N, CLIFTON GL, DASH P. Altered expression of novel genes in the cerebral cortex following experimental brain injury. Brain Res Mol Brain Res. 2002;104(2):148-158.
[37] KOZLOVA EN, LUKANIDIN E. Mts1 protein expression in the central nervous system after injury. Glia. 2002;37(4):337-348.
[38] NOVITSKAYA V, GRIGORIAN M, KRIAJEVSKA M, et al. Oligomeric forms of the metastasis-related Mts1 (S100A4) protein stimulate neuronal differentiation in cultures of rat hippocampal neurons. J Biol Chem. 2000;275(52):41278-41286.
[39] EYILETEN C, KAPLON-CIESLICKA A, MIROWSKA-GUZEL D, et al. Antidiabetic Effect of Brain-Derived Neurotrophic Factor and Its Association with Inflammation in Type 2 Diabetes Mellitus. J Diabetes Res. 2017;2017:2823671.
[40] WURZELMANN M, ROMEIKA J, SUN D. Therapeutic potential of brain-derived neurotrophic factor (BDNF) and a small molecular mimics of BDNF for traumatic brain injury. Neural Regen Res. 2017; 12(1):7-12.
[41] 李小华,冷锦红.脑源性神经营养因子对糖尿病能量代谢及神经病变的影响[J].中国糖尿病杂志, 2019, 27(8): 629-631.
[42] MAROSI K, MATTSON MP. BDNF mediates adaptive brain and body responses to energetic challenges. Trends Endocrinol Metab. 2014; 25(2):89-98.

引言

脊髓损伤是一类中枢神经系统严重的致残性疾病，常由创伤引起，导致损伤平面以下出现运动、感觉等功能障碍，外科治疗和康复对于减轻症状作用有限，并不能实质性诱导神经再生及功能恢复。大量研究证实：成人中枢神经系统中存在神经干细胞^[1]，它是一类多能细胞，常见于海马区和侧脑室室下区，具有分化成神经元、少突胶质细胞和星形细胞的潜能，利用神经干细胞治疗脊髓损伤将是一个重要的研究方向；然而，神经干细胞移植后存在神经元分化比例较低、无法修复受损组织等情况，如何促进神经干细胞大量的向神经元样细胞分化是研究的难点。

S100A4是一种小分子的钙离子结合蛋白^[2]，可参与细胞增殖、分化、转移与凋亡。S100A4最初是作为肿瘤转移促进因子用来研究其与肿瘤发生的关系，近来，人们发现细胞内和细胞外S100A4蛋白共同作用可能通过多种途径在中枢神经系统修复中发挥作用——S100A4的过表达可以显著促进螺旋神经节神经元中生长相关蛋白GAP43的表达^[3]，沉默S100A4可下调小鼠视网膜中脑源性神经营养因子(brain-derived neuotrophyic factor，BDNF)的表达^[4]。既然S100A4可以促进神经元生长蛋白的表达，也可以影响BDNF的表达，而BDNF是促进神经元分化的重要因子^[5]，作者推测S100A4促进BDNF的表达进而促进神经干细胞向神经元样细胞分化。该实验应用电穿孔法转染S100A4表达载体，观察S100A4对神经干细胞向神经元样细胞分化的影响及初步机制。

材料方法

1.1 设计完全随机体外细胞实验。

1.2 时间及地点实验于2018年3月至2019年5月在中国医科大学科学实验中心完成。

1.3 材料神经干细胞购买于广州赛业生物科技有限公司(货号：MUBNF -90011)，取自孕龄12.5 d的C57BL/6小鼠胚胎大脑海马和室管膜下区。

实验试剂及仪器：DMEM/F12(1∶1)培养液(Hyclone公司)；Neurobasal^TM Medium(Gibco公司)；B27(Gibco公司)；碱性成纤维细胞生长因子/表皮生长因子(Invitrogen公司)；L-谷氨酰胺(Sigma公司)；Matrigel基质胶(康宁)；过表达质粒(上海吉凯基因化学技术有限公司)；siRNA(GAA CTA CCC AAT CGT ATG T^[6])(苏州吉玛基因股份有限公司)；Gene Pulser电穿孔缓冲液(Bio-Rad公司)；S100A4/BDNF/Tuj1/β-actin抗体(Proteintech公司)；Gene Pulser Xcell^TM电穿孔系统/Western-blot系统(Bio-Rad公司)；荧光显微镜(Olympus公司)。

1.4 实验方法

1.4.1 神经干细胞培养基的配制 ①神经干细胞增殖培养基：DMEM/F12(1∶1)培养液、20 μg/L碱性成纤维细胞生长因子、20 μg/L表皮生长因子、2% B27和2 mmol/L谷氨酰胺；②神经干细胞分化培养基：Neurobasal^TM Medium、2%B27和2 mmol/L谷氨酰胺。

1.4.2 神经干细胞培养从液氮中取出冻存细胞，立即将冻存管放入37 ℃温水中快速晃动，待冻存管内含物完全融化后取出，将细胞悬液加入装有9 mL预热至37 ℃的神经干细胞完全培养基的离心管中，250×g离心5 min，弃上清液，向细胞沉淀物中加入1 mL神经干细胞完全培养基，轻轻吹打，随后按照(1.0-2.0)×10⁸ L^-1的细胞浓度接种于细胞培养瓶中，加入足量的培养基，放置于37 ℃、体积分数为5%CO₂、饱和湿度的培养箱中进行培养，复苏第2天后换液；当神经干细胞形成较大神经球、神经球中央透光性较差，且部分神经球出现贴壁生长时进行传代。收集细胞悬液，140×g离心4 min，弃上清液，向细胞沉淀中加入1 mL神经干细胞完全培养基，轻轻吹打，按照(1.0-2.0)×10⁸ L^-1的细胞浓度接种于细胞培养瓶继续培养。

1.4.3 神经干细胞电转染收集3-8代神经干细胞，140×g离心4 min，弃上清液，加入1 mL电穿孔缓冲液，轻轻吹打，调整细胞浓度为1.0×10⁹ L^-1，转染质粒时，每毫升加入20 μg质粒；转染siRNA时，每毫升加入1 μg siRNA，轻轻混匀；吸取500 μL混合液，加入到0.4 cm电击杯中，将电击杯放入Gene Pulser Xcell^TM电穿孔系统，按照 230 V、350 μF条件进行电转染。S100A4表达载体转染效率验证的分组：①转染S100A4组：转染含有S100A4目的基因的质粒；②转染无关序列质粒组：转染相对应的无关序列质粒。siRNA-BDNF干扰效率验证的分组：①转染siRNA-BDNF组：转染抑制BDNF表达的小干扰RNA序列；②转染siRNA无关序列组：转染相对应的无关siRNA序列。转染后48 h检测相关指标，实验重复3次。

1.4.4 神经干细胞向神经元诱导分化实验分为5组：①转染S100A4组：转染含有S100A4目的基因的质粒；②转染无关序列组：转染含有无关序列的质粒；③空白对照组：不进行电转染；④S100A4+siRNA无关序列共转染组：同时转染含有S100A4目的基因的质粒和siRNA无关序列；⑤S100A4+siRNA-BDNF共转染组：同时转染含有S100A4目的基因的质粒和siRNA-BDNF序列。电转染后将5组细胞按照5×10⁸ L^-1的细胞浓度接种于预先用Matrigel基质胶包被好的3.5 cm细胞培养皿中(内含2 mL神经干细胞增殖培养基)，接种后第2天将培养基更换为神经干细胞分化培养基，第3天进行换液，第5天(即分化后第3天)进行相关指标检测，实验重复3次。

1.5 主要观察指标

1.5.1 S100A4表达载体转染效率、siRNA-BDNF干扰效率转染后48 h利用荧光显微镜观察细胞内绿色荧光的表达，了解S100A4表达载体转染情况。采用Western blot实验检测S100A4和BDNF的表达。各组细胞于不同的离心管内做好对应标记，加入蛋白裂解液，冰上裂解30 min后，4 ℃、12 000×g离心20 min收集上清液，测算蛋白浓度，然后进行电泳、转膜、封闭以及抗体孵育实验，最后对PVDF膜利用ECL发光法进行发光成像。采用ImageJ及GraphPad prism软件进行定量分析，蛋白表达水平的参考值为目的蛋白条带灰度与GAPDH条带灰度的比值。

1.5.2 Western blot实验BDNF、Tuj1蛋白表达诱导分化后3 d，按上述方法采用Western blot实验检测BDNF、Tuj1蛋白表达。

1.5.3 免疫荧光检测Tuj1的表达诱导分化后3 d，采用免疫荧光检测神经元特异性标志物Tuj1的表达，收集各组培养皿内带有细胞的盖玻片于6孔板不同孔中并做好对应标记，然后进行细胞固定、细胞透化、封闭、抗体孵育、DAPI染色以及封固，最后于荧光显微镜下观察计数Tuj1阳性细胞比例。

1.6 统计学分析利用GraphPad prism7.0软件进行相关数据分析，组间比较采用t 检验、方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义，每组实验重复3次。

讨论

脊髓损伤的病因大致可分为创伤性及非创伤性损伤，原发性及继发性损伤是脊髓损伤的重要病理生理过程；脊髓损伤后炎症因子的释放、局部缺血等微环境改变，轻则导致神经元的增殖受到抑制，重则导致神经元的凋亡^[7-13]。脊髓损伤的治疗也因此成为研究的热点与难点，外科治疗和康复疗法对于减轻症状作用有限，并不能实质性诱导神经再生及功能恢复，以细胞为基础促进神经元再生的治疗方法已成为脊髓损伤治疗有前景的策略。在干细胞治疗脊髓损伤中常用的细胞有神经干细胞、骨髓间充质干细胞等。

神经干细胞因具有增殖快、自我更新能力较强并且可以迁移到病损部位的特点，已被广泛应用于对阿尔茨海默病、帕金森病、缺血性脑卒中等中枢神经系统疾病的研究中^[14-17]。也有数据显示，脊髓损伤之后神经干细胞增殖能力明显增强，从损伤的脊髓中分离培养得到神经球数量明显增加^[18]。脊髓损伤后1-3 d神经干细胞分裂增殖达峰值，在小鼠脊髓半切模型的中央管周围发现大量Brdu阳性细胞，并迁移到损伤部位^[19]；在外伤性脊髓损伤的脊髓中发现Nestin阳性室管膜细胞显著增加^[20]。同时，国内外众多学者进行大量动物实验发现移植到脊髓损伤部位的神经干细胞可以通过分化作用替代损伤细胞、促进轴突再生，通过神经保护作用减少受损部位组织的坏死，进而促进神经功能的恢复^[21-26]。这些都说明利用神经干细胞治疗脊髓损伤具有美好的前景，然而神经干细胞具有向神经元、星形胶质细胞等细胞分化的潜能，如何诱导神经干细胞在脊髓损伤之后大量向神经元分化，减少其向星形胶质细胞分化的比例，对于减少脊髓损伤后瘢痕的形成，促进损伤后的神经修复具有重大意义。神经干细胞的来源主要分为脊髓源性神经干细胞及脑源性(大脑海马区及侧脑室室下区)神经干细胞^[27]。研究表明，脑源性神经干细胞的增殖能力以及诱导分化向神经元分化的比例明显高于脊髓源性神经干细胞^[28]。因此，该实验选择来源于胚胎小鼠大脑海马区及侧脑室室下区的神经干细胞开展体外细胞实验。

S100A4是钙离子结合蛋白S100家族的一员，可以与相应的靶蛋白结合，进而对肿瘤细胞、多能干细胞的增殖与转移产生重要的影响^[29-32]。在细胞内，S100A4可与细胞骨架蛋白相互作用调节细胞骨架动力学影响细胞运动等，如与转录因子等相互作用或通过其他机制调控下游基因表达，影响细胞增殖等多种生物学特性^[2]；同时，对于S100A4的研究大多数是其与肿瘤发生、发展及转移的联系，细胞内的S100A4浓度可以直接影响乳腺癌细胞的迁移能力^[33]；研究证实，S100A4的相关转录产物可以作为卵巢癌的活检标志物^[34]。近年来人们发现了S100A4在神经系统中的作用：在大鼠完整中枢神经系统白质的星形细胞和髓鞘中有大量S100A4表达^[35]；啮齿类外伤性脑损伤可使白质星形细胞中S100A4表达显著增加^[36-37]；S100A4寡聚体刺激培养的海马神经元，可促进轴突生长^[38]；S100A4过表达的许旺细胞与螺旋神经节神经元共培养，可以显著增加螺旋神经节神经元中生长相关蛋白GAP43的表达^[3]，后者是一种可促进轴突再生的生长锥蛋白；也有报道显示沉默S100A4可下调小鼠视网膜中BDNF表达^[4]。

BDNF作为体内重要的营养因子，可以在日常学习、运动、记忆等活动中发挥重要作用^[39-40]；同时BDNF可以在中枢神经系统、内分泌系统发挥重要作用，如促进神经元的存活、分化以及突触的生长^[5]，预防控制2型糖尿病的发生与发展^[41-42]。

该实验利用小鼠胚胎大脑海马区来源的神经干细胞进行体外培养，电转染含有目的基因S100A4的质粒，随后进行诱导分化，结果发现S100A4的过表达能够促进神经干细胞向神经元样细胞分化；在分化增强的同时，BDNF的表达量也随之增加；于是，细胞在过表达S100A4的同时转染siRNA-BDNF质粒抑制BDNF的表达，结果发现神经元所占比例显著降低。实验结果提示S100A4的过表达可促进神经干细胞向神经元样细胞分化，其可能通过BDNF发挥作用。

该实验发现了S100A4在神经干细胞向神经元样细胞分化过程中的作用及其发挥作用的关键蛋白，后期计划将S100A4表达载体注入小鼠脊髓损伤部位，观察神经干细胞、神经元的数量以及轴突生长、胶质瘢痕形成等情况，最后观察小鼠神经功能恢复情况，另外还计划研究S100A4在体外保护神经元免受脊髓损伤后不利微环境的影响，充分认识S100A4在脊髓损伤治疗中的作用，进而发现治疗脊髓损伤新的、重要的靶点。

S100A4促进脑源性神经营养因子表达影响神经干细胞的分化

S100A4 promotes differentiation of neural stem cells through up-regulation of brain-derived neurotrophic factor

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[1]	闵友江, 姚海华, 孙洁, 周璇, 余航, 孙前谱, 洪恩四. 磁共振评价“三通针法”对脊髓损伤患者脑功能的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-8.
[2]	蒋红英, 朱亮, 余曦, 黄靖, 向小娜, 兰正燕, 何红晨. 富血小板血浆干预脊髓损伤患者压力性损伤的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1149-1153.
[3]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[4]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[5]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[6]	朱雪芬, 黄成, 丁健, 戴永平, 刘元兵, 乐礼祥, 王亮亮, 杨建东. 胶质细胞神经营养因子诱导骨髓间充质干细胞向功能性神经元分化的机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1019-1025.
[7]	管倩, 栾佐, 叶豆, 杨印祥, 汪兆艳, 王倩, 姚瑞芹. 人少突胶质前体细胞传代过程中形态学的变化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1045-1049.
[8]	李偲, 赵婷, 谭戈, 郑雨林, 张若男, 吴艳, 唐俊明. 血小板源生长因子BB可促进骨骼肌成肌细胞增殖、分化与迁移[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1050-1055.
[9]	王丰, 周立宇, 赛吉拉夫, 齐士斌, 马艳霞, 韦善文. CaMKⅡ-Smad1促进外周神经的轴突再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1064-1068.
[10]	谢阳, 张淑江, 刘梦兰, 罗映, 杨洋, 李作孝. 雷帕霉素保护实验性自身免疫性脑脊髓炎小鼠脊髓神经元的作用途径[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(5): 695-700.
[11]	马斌祥, 何万庆, 周广超, 关永林. 雷公藤内酯醇改善大鼠脊髓损伤后的运动障碍[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(5): 701-706.
[12]	苏丽萍, 路子扬, 刘丽, 张巍, 苏天园, 胡夏韵, 蒲红伟, 韩登峰. 二乙酰吗啡致大鼠小脑颗粒神经元细胞凋亡过程中C-Jun、Cytc和Caspase-9的作用#br#[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(25): 3943-3948.
[13]	孙建威, 杨新明, 张瑛. 孟鲁司特联合骨髓间充质干细胞移植治疗脊髓损伤模型大鼠[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(25): 3962-3969.
[14]	唐小凯, 李伟明. Nel样分子1型蛋白在脊柱融合术后促进骨性融合的作用与机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(24): 3914-3920.
[15]	徐伟龙, 左媛, 辛大奇, 贺晨阳, 赵鹏, 史鸣, 周博源, 刘雅婷, 赵岩. 急性钳夹型脊髓损伤模型大鼠造模方式的选择：一项网状Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(23): 3767-3772.