2.1  骨髓间充质干细胞的形态分析  原代培养的细胞在12 h后逐渐贴壁并呈现多种形态：圆形、长梭形、三角形、纤维状等，多个细胞形成集落，细胞在形态上异质性较高，见图1A。传代后第2代细胞呈现纺锤形和扁平形，扁平细胞相对于其他形态的细胞比例逐渐增加，并且仍然可以观察到一定程度的形态异质性，见图1B。第3代细胞主要为长梭形，图1C。

2.2  不同质量浓度未羧化骨钙素对骨髓间充质干细胞增殖的影响  如图2所示，细胞培养至第5天，3 μg/L未羧化骨钙素明显促进骨髓间充质干细胞增殖，差异有非常显著性意义(P < 0.01)。以下实验采用未羧化骨钙素的质量浓度为3 μg/L。

2.3  未羧化骨钙素抑制高糖条件下骨髓间充质干细胞的成脂分化  油红染色显示，与对照组相比，高糖促进骨髓间充质干细胞产生脂滴，经过未羧化骨钙素处理后，骨髓间充质干细胞产生脂滴的量显著减少。对油红染色进行定量分析，高糖处理组吸光度值明显高于对照组，差异有显著性意义(P < 0.05)；未羧化骨钙素处理组吸光度值明显低于对照组，差异有非常显著性意义(P < 0.01)；高糖+未羧化骨钙素处理组吸光度值明显低于高糖处理组，差异有显著性意义(P < 0.05)，见图3A-E。

qRT-PCR检测结果显示，高糖处理组成脂分化标志基因的表达明显高于对照组(P_Fabp4 < 0.01；P_PPARγ < 0.01；P_Adipsin < 0.01；P_FAS < 0.01)；未羧化骨钙素处理组成脂分化基因的表达明显低于对照组(P_Fabp4 < 0.01；P_PPARγ < 0.01；P_Adipsin < 0.01；P_FAS < 0.01)。高糖+未羧化骨钙素处理组成脂分化基因的表达明显低于高糖处理组(P_Fabp4 < 0.01；P_PPARγ < 0.05；P_Adipsin < 0.01；P_FAS < 0.01)，见图3F。

2.4  未羧化骨钙素促进高糖条件下骨髓间充质干细胞的成骨分化  茜素红染色显示，与对照组相比，高糖明显抑制骨髓间充质干细胞形成钙结节，而未羧化骨钙素促进骨髓间充质干细胞形成钙结节。对茜素红染色进行定量分析，高糖处理组吸光度值明显低于对照组，差异有显著性意义(P < 0.05)；未羧化骨钙素处理组吸光度值明显高于对照组，差异有非常显著性意义(P < 0.01)；高糖+未羧化骨钙素处理组吸光度值明显高于高糖处理组，差异有显著性意义(P < 0.05)，见图4A-E。

qRT-PCR检测结果显示，高糖处理组成骨分化标志基因的表达明显低于对照组(P_Runx2 < 0.05；P_Osx < 0.05；  P_ALP < 0.01；P_COLⅠ < 0.01)；未羧化骨钙素处理组成骨分化基因的表达明显高于对照组(P_Runx2 < 0.01；P_Osx < 0.01；P_ALP < 0.01；P_COLⅠ < 0.01)；高糖+未羧化骨钙素处理组成骨分化基因的表达明显高于高糖处理组(P_Runx2 < 0.05；P_Osx < 0.05；P_ALP < 0.01；P_COLⅠ < 0.01)，见图4F。

高糖处理组碱性磷酸酶活性以及Ⅰ型胶原蛋白水平明显低于对照组(P < 0.05)；未羧化骨钙素处理组碱性磷酸酶活性以及Ⅰ型胶原蛋白水平明显高于对照组(碱性磷酸酶活性，P < 0.01；Ⅰ型胶原蛋白水平，P < 0.05)；高糖+未羧化骨钙素处理组成骨分化基因的表达明显高于高糖处理组(碱性磷酸酶活性，P < 0.01；Ⅰ型胶原蛋白水平，P < 0.05)，见图4G，H。

2.5  未羧化骨钙素通过Erk/AMPKα促进高糖条件下骨髓间充质干细胞的成骨分化而抑制成脂分化  Western blot表明，未羧化骨钙素可上调P-Erk(P < 0.01)和P-AMPKα  (P < 0.01)的表达；P-Erk抑制剂PD98059使P-Erk、P-AMPKα下调(P < 0.01)，这种作用被未羧化骨钙素所逆转(P < 0.05)；当使用AMPKα抑制剂BML时，P-AMPKα下调(P < 0.01)，这种作用被未羧化骨钙素所逆转(P < 0.01)，而P-Erk水平未发生明显变化(P > 0.05)。上述结果说明P-AMPKα处于P-Erk下游，见图5A-H。

为验证未羧化骨钙素是否通过Erk/AMPKα通路调控骨髓间充质干细胞的分化，应用10 μmol/L BML预处理细胞1 h，未羧化骨钙素处理细胞7 d。qRT-PCR结果显示，抑制剂BML抑制AMPKα后，成脂分化基因表达上调，而成骨分化基因表达下调(高糖+BML抑制剂组与高糖处理组相比，P_Fabp4 < 0.01；P_PPARγ < 0.01；P_Runx2 < 0.01，P_Osx < 0.01)。然而，未羧化骨钙素逆转了抑制剂对分化的影响(高糖+BML抑制剂+未羧化骨钙素组与高糖+BML抑制剂组相比，P_Runx2 < 0.01，P_Osx < 0.01)，见图5I，J。上述结果说明，未羧化骨钙素是通过Erk/AMPKα通路抑制高糖条件下骨髓间充质干细胞向脂肪细胞分化而促进成骨分化。

糖尿病性骨质疏松是指糖尿病并发单位体积内骨量减少、骨组织微结构改变、骨强度减低、脆性增加等易发生骨折的一种全身性、代谢性骨病，是糖尿病在骨骼系统的重要并发症之一。随着糖尿病患病率的逐年上升，糖尿病性骨质疏松症已成为糖尿病患者生存质量下降的主要原因之一，也是致残率最高的疾病之一，近年来日益受到学界的重视。中国目前糖尿病患病人数超过1亿，居世界首位。骨质疏松早期症状不明显，往往容易被忽视，患者多见于中老年人，反复发生骨折，危害性大，致残率高。流行病学研究表明，与普通人群相比，糖尿病患者骨质疏松性骨折风险增加^[1]。1型糖尿病患者的骨矿物质密度降低，骨折风险增加高达6倍。胰岛素/胰岛素样生长因子1缺乏是主要致病机制之一，葡萄糖毒性、骨髓脂肪化、炎症和脂肪因子等可能都在骨转换过程中改变骨代谢^[2]。2型糖尿病患者的脆性骨折可能是由于骨质量受损而不是骨矿物质密度降低造成的，主要是因血糖控制不当而导致晚期糖基化终产物增加，对成骨细胞造成负面影响，从而导致骨形成减少。

动物研究表明，糖尿病骨病的基本特征是骨形成缺陷，表现为成骨细胞数目减少、类骨质形成不足、骨矿化速度减慢、骨吸收相对强于骨形成^[3]。此外，高糖状态下成骨细胞功能下降还与胰岛素、转移生长因子1缺乏有关^[4]；高血糖导致渗透性利尿，使钙、磷、镁等物质自尿中排泄增加，从而导致血钙、镁浓度降低^[5]；另外，活性维生素D能增加钙在体内的吸收，而糖尿病患者体内的活性维生素D水平往往偏低，影了响钙、磷等矿物质在肠道的吸收；低血钙、镁含量刺激甲状旁腺素的分泌，后者使破骨细胞活性增加，最终出现骨吸收增加，骨量减少^[6]。所有这些因素综合在一起，最终导致糖尿病患者骨基质减少，骨小梁破坏，骨密度降低。

糖尿病患者体内的高糖环境对骨骼造成严重损伤，容易引发骨质疏松症和脆性骨折^[7]。高血糖不仅抑制成骨细胞的骨形成，而且促进破骨细胞的骨吸收^[8]。此外，高血糖还促进骨髓间充质干细胞向脂肪细胞分化导致骨髓腔中脂肪积累，最终使骨质的质量和强度恶化^[9]。因此，抑制骨髓间充质干细胞成脂分化并促进其成骨分化有利于纠正骨代谢的失衡，是治疗骨质疏松症的重要方向之一。

未羧化骨钙素(uncarboxylated osteocalcin，unOc)是糖尿病和骨骼疾病之间相互关联的一个重要因子^[10]。未羧化骨钙素作为一种激素，具有调节糖脂代谢和能量代谢的作用^[11]。越来越多的证据表明，未羧化骨钙素在成骨细胞中特异性表达并分泌到血液中，通过刺激胰腺中的胰岛素表达和脂肪细胞中的脂联素表达来调节葡萄糖稳态，从而改善葡萄糖耐受不良^[12]。骨钙素基因敲除(Ocn^-/-)小鼠显示出β-细胞增殖降低、葡萄糖耐受不良和胰岛素抵抗^[13]。未羧化骨钙素可显著改善2型糖尿病小鼠的葡萄糖耐量和胰岛素敏感性^[14]。未羧化骨钙素对肥胖小鼠和3T3-L1脂肪细胞的胰岛素抵抗有缓解作用^[15]。但是，未羧化骨钙素对高糖条件下骨髓间充质干细胞分化的影响及作用机制，还有待进一步的探究。

该实验揭示未羧化骨钙素对高糖条件下骨髓间充质干细胞分化的影响以及作用机制，扩展未羧化骨钙素作为内分泌激素的功能，为糖尿病性骨质疏松的预防和治疗提供新见解。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

1.1  设计  细胞学体外实验。

1.2  时间及地点  实验于2018年4月至2019年6月在中国科学院大学医学院427实验室完成。

1.3  材料

1.3.1  实验动物  4周龄雄性C57BL/6小鼠10只，体质量(25±3) g，购买自北京维通利华实验动物技术有限公司，证书编号SCXK 2016-0006。

1.3.2  实验试剂和仪器  α-MEM培养基、胎牛血清、双抗、CCK-8试剂盒、成脂分化诱导剂、成骨分化诱导剂、油红染料、茜素红染料、碱性磷酸酶测定试剂盒和Ⅰ型胶原蛋白测定试剂盒由杨建虹实验室提供；ERK、P-ERK、AMPKα、P-AMPKα、β-actin购买自Cell Signaling Technology公司；抑制剂PD98059、BML购买自碧云天公司；细胞培养箱、显微镜、酶标仪、qRT-PCR仪、Nanodrop、western blot电泳系统、western blot成像系统均由中国科学院大学医学院提供。

1.4  实验方法

1.4.1  未羧化骨钙素的表达、分离和纯化^[16]  将实验室构建好的含有小鼠未羧化骨钙素重组基因(含有6个His标签)的质粒pet30a导入到大肠杆菌，抗性筛选含有转化子的阳性大肠杆菌；37 ℃液体培养大肠杆菌至对数期，1 mmol/L的IPTG、28.5 ℃诱导大肠杆菌表达重组未羧化骨钙素蛋白，诱导表达3 h。收获大肠杆菌并用裂解液悬浮，200 W超声200轮，离心取上清得到蛋白悬液。

通过亲和层析柱(含Ni)结合重组蛋白并用150 mmol/L咪唑洗脱，分离并纯化所得目的蛋白。通过SDS-PAGE将不同分子质量的蛋白分离，考马斯亮蓝染色显示所得蛋白的分子质量，Western blot进行抗原抗体杂交，最后通过质谱检测蛋白序列来确定分离得到的蛋白是未羧化骨钙素。

1.4.2  骨髓间充质干细胞的分离培养  颈椎脱臼处死小鼠，于体积分数为75%乙醇中浸泡10 min；分离胫骨、股骨并剥离周围肌肉组织，置于含双抗的PBS中，轻轻清洗3次；剪去胫骨、股骨两端，注射器吸取4 mL含双抗但不含血清的α-MEM培养基，于骨组织一端反复冲洗骨髓腔并收集冲出液于5 mL离心管；冲出液以2 000 r/min离心10 min；弃去上清，加入2 mL含胎牛血清、双抗的α-MEM培养基进行细胞重悬。将2 mL细胞悬液均分至2个10 cm培养皿，补加α-MEM完全培养基至10 mL并摇匀；最后在CO₂培养箱培养，每隔12 h进行1次半量换液，直至72 h；此后每3 d更换培养基。经形态学和分化能力鉴定，体外分离的细胞是骨髓间充质干细胞，在所有实验中使用第4代细胞。

1.4.3  CCK-8检测骨髓间充质干细胞的增殖能力  将第3代骨髓间充质干细胞按1×10⁷ L^-1细胞浓度接种于96孔板，每孔200 μL，置于CO₂培养箱培养。细胞汇合率在80%以上时，将细胞分成5组，每孔分别加入不同质量浓度的未羧化骨钙素(0，1，3，10，30 μg/L)，并在高糖培养基(α-MEM培养基内含25.5 mmol/L葡萄糖、1%双抗、体积分数为10%胎牛血清)中继续培养1，3，5，7 d，按照CCK-8试剂盒说明书检测骨髓间充质干细胞的增殖情况。

1.4.4  成脂分化  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%-80%时进行传代，培养基换成成脂分化诱导培养基(10 mg/L胰岛素，0.5 mmol/L 3-异丁甲基黄嘌呤，      0.2 mmol/L吲哚美辛，1 mmol/L地塞米松)并分成4组：对照组、高糖处理组、未羧化骨钙素处理组、高糖+未羧化骨钙素处理组，其中高糖处理组添加25.5 mmol/L外源葡萄糖，未羧化骨钙素处理组添加3 μg/L未羧化骨钙素，高糖+未羧化骨钙素处理组添加3 μg/L未羧化骨钙素以及   25.5 mmol/L葡萄糖。将油红0.5 g和60%异丙醇100 mL过滤后配成油红储存液。成脂诱导2周后，弃去培养基，PBS漂洗后用体积分数为10%甲醛固定30 min；将油红储存液按油红∶去离子水=3∶2稀释，染色10 min后脱色，体积分数为75%乙醇漂洗，显微镜拍照；拍照后，PBS清洗，加入100-200 μL异丙醇抽提油红，510 nm波长处测定吸光度值。

1.4.5  成骨分化  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%-80%时进行传代，培养基换成成骨分化诱导培养基(50 g/L L-抗坏血酸，10 mmol/L β-甘油磷酸钠和      100 nmol/L地塞米松)，同样分为上述4组。配制pH=8.3的1%Tris，加入0.1 g茜素红，配成茜素红溶液。成骨诱导3周后，弃去培养基，PBS漂洗2次，体积分数为95%乙醇固定10 min，蒸馏水冲洗3次，加茜素红染液并在37 ℃孵育30 min，显微镜拍照；拍照后对钙结节进行定量，10%氯化十六烷基吡啶洗脱结合的染料，酶标仪在540 nm处测定吸光度值。

1.4.6  碱性磷酸酶活性测定  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%-80%时进行传代，培养基换成成骨分化诱导培养基，同样分为上述4组，培养7 d，根据碱性磷酸酶测定试剂盒说明书检测碱性磷酸酶活性。

1.4.7  Ⅰ型胶原蛋白水平测定  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%-80%时进行传代，培养基换成成骨分化诱导培养基，同样分为上述4组，培养14 d，根据酶联免疫测定试剂盒说明书检测Ⅰ型胶原蛋白水平。

1.4.8  实时定量PCR(qRT-PCR)检测成骨、成脂标志基因的表达水平  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%- 80%时进行传代，培养基换成成骨(或成脂)分化诱导培养基，同样分为上述4组，培养7 d进行qRT-PCR实验：弃去培养基，PBS清洗3次，按照总RNA提取试剂盒从骨髓间充质干细胞中提取总RNA，Nanodrop检测RNA的含量。根据试剂盒TransScript One-Step RT-PCR SuperMix说明书以RNA为模板反转录成cDNA，Nanodrop检测cDNA浓度；调节cDNA浓度，按照说明书建议的20 μL体系，在96孔板中加入不同的引物及其他组分，使用GAPDH作为内参基因来标准化mRNA的表达水平，每组做3个技术重复。qRT-PCR仪进行qRT-PCR，循环条件设定如下：95 ℃温育5 min，94 ℃变性30 s，56 ℃退火30 s和72 ℃延伸   30 s，40个循环。使用ABI GeneAmp 5700 SDS软件比较每个基因样本水平。引物序列见表1。

为验证未羧化骨钙素是否通过Erk/AMPKα通路调控骨髓间充质干细胞的分化，实验分为5组：对照组、高糖处理组、高糖+未羧化骨钙素处理组、高糖+BML抑制剂组、高糖+BML抑制剂+未羧化骨钙素组，应用10 μmol/L BML预处理细胞1 h，未羧化骨钙素处理细胞7 d，采用qRT-PCR方法检测成骨、成脂标志基因的表达水平。

1.4.9  Western blot检测信号通路中关键蛋白水平  第3代骨髓间充质干细胞汇合率接近70%-80%时进行传代，分为5组：对照组、高糖处理组、高糖+未羧化骨钙素处理组、高糖+PD98059抑制剂组或高糖+BML抑制剂组、高糖+ PD98059抑制剂+未羧化骨钙素组或高糖+BML抑制剂+未羧化骨钙素组。对照组为基础培养基，高糖处理组为基础培养基添加25.5 mmol/L外源葡萄糖，高糖+未羧化骨钙素处理组为基础培养基添加3 μg/L未羧化骨钙素以及   25.5 mmol/L葡萄糖，高糖+PD98059抑制剂组或高糖+ BML抑制剂组为基础培养基添加25.5 mmol/L葡萄糖以及20 μmol/L PD98059抑制剂(或10 μmol/L BML抑制剂)，高糖+PD98059抑制剂+未羧化骨钙素处理组或高糖+BML抑制剂+未羧化骨钙素处理组为基础培养基添加3 μg/L未羧化骨钙素、25.5 mmol/L外源葡萄糖以及20 μmol/L PD98059抑制剂(或10 μmol/L BML抑制剂)，上述各组   20 μmol/L PD98059预处理细胞1 h或10 μmol/L BML预处理细胞1 h，未羧化骨钙素处理细胞7 d进行Western blot实验：RIPA裂解细胞得到蛋白悬液，BCA法标定蛋白浓度；通过10% SDS-PAGE分离上清液中约20 μg蛋白，转移至PVDF膜；5%脱脂牛奶室温封闭1 h后，一抗(兔抗鼠抗体，包括：anti-p44/42 MAPK(Erk1/2)，anti-phosphorylated p-Erk1/2，anti-AMPKα，anti-P-AMPKα和anti-β-actin) 4 ℃孵育过夜，TBST洗3次；室温下羊抗兔二抗孵育1 h；TBST洗膜3次；加入发光液Meilunbio处理，胶片曝光，以β-actin为内参用Image J软件分析条带灰度值。

1.5  主要观察指标  ①第1，2，3代骨髓间充质干细胞形态、均一性及贴壁情况；②不同质量浓度未羧化骨钙素对高糖条件下细胞活性的影响及最适工作浓度；③高糖条件下未羧化骨钙素对细胞成脂分化和成骨分化的作用，包括染色、基因表达水平及酶活性；④未羧化骨钙素处理后，信号通路中关键蛋白水平的变化。

1.6  统计学分析  每项实验至少独立重复3次，数据以x(_)±s形式表示。用SPSS 19.0软件进行t 检验或单向ANOVA法评估，P < 0.05为差异有显著性意义。

已有报道，高糖(25.5 mmol/L)促进骨髓间充质干细胞向脂肪细胞分化而抑制其成骨分化^[17]，而未羧化骨钙素具有调节糖脂代谢和能量代谢的作用^[10]。作者的研究表明，未羧化骨钙素通过Erk/AMPKα信号通路抑制高糖条件下骨髓间充质干细胞向成脂分化而促进其成骨分化。该研究为糖尿病性骨质疏松的预防和治疗提供新思路。

高血糖促使骨髓腔中脂肪细胞的积累，严重损伤骨髓间充质干细胞的成骨分化能力^[18]。高糖抑制骨矿化，引发骨保护素减少、矿物质量的降低^[19]。体外培养骨髓间充质干细胞，随着葡萄糖浓度的升高，细胞增殖、碱性磷酸酶活性、形成的结节数量和Ⅰ型胶原蛋白水平逐渐减少^[20]。针对雄性Goto-Kakizaki糖尿病大鼠骨代谢的研究发现，与对照组相比，骨密度显著降低，骨小梁厚度和数量以及矿物沉积率和骨形成率均显著下降，并且矿化过程明显滞  后^[21]。因此，高糖抑制骨髓间充质干细胞的成骨分化而促进成脂分化是导致糖尿病性骨质疏松患者骨量减少的重要原因。

目前，继发性骨质疏松症如糖尿病型骨质疏松症的发病机制还不是十分清楚。研究表明，绝经后女性和糖尿病患者的骨髓间充质干细胞偏向于向脂肪细胞分化^[22]。现阶段临床用于治疗骨质疏松的药物主要有钙制剂、降钙素、双膦酸盐类等，但是有些药物对骨质疏松的长期治疗和安全性存在争议。最新报道显示，以激素替代疗法代表药物甲状旁腺素为例，使用超过2年后疗效降低，同时伴有骨量丢失、肾衰竭等不良反应^[23]。因此，有必要寻找新的潜在的预防及治疗类药物。

未羧化骨钙素作为一种内分泌激素，具有调节糖脂代谢和能量代谢的作用。2型糖尿病患者血液中的未羧化骨钙素水平显著降低^[24]，血清中高未羧化骨钙素患者的空腹血糖和糖化血红蛋白水平显著降低^[25]。此外，血清未羧化骨钙素水平与葡萄糖、胰岛素、糖化血红蛋白和胰岛素抵抗呈负相关^[26]，但是未羧化骨钙素对高糖条件下骨髓间充质干细胞分化的影响未见报道。该实验中，3 μg/L未羧化骨钙素对骨髓间充质干细胞的增殖有明显的促进作用；高糖促进骨髓间充质干细胞成脂分化而抑制成骨分化，表现为促进脂滴形成而抑制钙结节的形成，上调成脂分化标志基因(Fabp4、PPARγ、Adipsin和FAS)的表达而下调成骨分化标志基因(Runx2、Osx、ALP和COLⅠ)，这和报道的研究结果是相符的^[27]。重要的是，作者发现未羧化骨钙素抑制高糖条件下骨髓间充质干细胞向脂肪细胞分化而促进其成骨分化，主要表现为未羧化骨钙素处理组形成较多的钙结节，上调成骨分化标志基因的表达而下调成脂分化标志基因，增加碱性磷酸酶活性和Ⅰ型胶原蛋白水平。

关于骨髓间充质干细胞分化的分子机制，涉及多条信号通路。ERK信号参与骨髓间充质干细胞的成脂和成骨分化已有很多报道^[28-29]。分泌的Clusterin蛋白通过抑制ERK1/2信号通路抑制骨髓间充质干细胞分化为成骨细  胞^[30]。没食子酸通过胰岛素信号传导和应激依赖性ERK途径使FoxO1失活来抑制脂肪细胞的克隆扩增^[31]。LGALS12通过PKA-Erk1/2信号通路抑制脂肪细胞的脂肪生成^[32]。此外，AMPKα信号在抑制骨髓间充质干细胞的成脂分化而促进其成骨分化中起到关键作用^[33]。荷叶碱通过AMPKα促进高糖下骨髓间充质干细胞成骨分化的相关调节^[34]。激活的AMPKα信号可抑制3T3-L1中脂肪生成^[35]。燕麦β-葡聚糖通过AMPKα信号传导抑制高脂血症小鼠的脂肪形成和肝脂肪变性^[36]。在该实验中，作者发现高糖条件下调P-Erk和P-AMPKα水平，而未羧化骨钙素上调P-Erk和P-AMPKα的活性。PD98059抑制Erk的磷酸化后，P-AMPKα的表达被抑制，而未羧化骨钙素可以逆转P-AMPKα的表达，这说明P-AMPKα处于Erk下游来发挥作用。为验证未羧化骨钙素通过Erk/AMPKα信号通路参与骨髓间充质干细胞的分化，使用AMPKα的特异性抑制剂BML来进一步证实。qRT-PCR结果显示，P-AMPKα被抑制后，成脂分化基因表达上调、成骨分化基因表达下调，而未羧化骨钙素增加P-AMPKα的表达水平。

总之，未羧化骨钙素通过Erk/AMPKα信号通路抑制高糖条件下骨髓间充质干细胞的成脂分化而促进成骨分化。阐明未羧化骨钙素对高糖条件下骨髓间充质干细胞分化的影响及机制对于糖尿病性骨质疏松的预防和治疗有重要意义。

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文题释义：

未羧化骨钙素：由成骨细胞分泌的一种含量丰富的非胶原蛋白，在骨矿化过程中起到重要作用。近几年研究表明未羧化骨钙素可作为激素调节糖脂代谢，对胰岛素抵抗具有缓解作用；作为糖尿病和骨骼疾病之间相互关联的一个重要因子，可显著改善2型糖尿病小鼠的葡萄糖耐量和胰岛素敏感性。

骨髓间充质干细胞：存在于骨髓中的一类可以自主更新且具有多向分化潜能的多能干细胞。作为脂肪细胞和成骨细胞的前体细胞，其分化方向直接影响骨髓内成分的相对含量以及骨组织的结构。糖尿病性骨质疏松患者的骨髓间充质干细胞受高糖的影响，偏向于向脂肪细胞分化，最终导致成骨细胞含量偏低，骨组织缺失。

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随着中国经济社会的发展，骨质疏松的发病人群将继续扩大，其危害不容忽视。继发性骨质疏松症，尤其是糖尿病性骨质疏松发病率较高。研究表明，绝经后女性和糖尿病患者的骨髓间充质干细胞增殖能力明显减弱，而且在分化上偏向于向脂肪细胞分化，这是导致骨质疏松的一个重要原因。因此。促进骨质疏松患者骨髓间充质干细胞向成骨分化而抑制其向成脂分化是治疗骨质疏松的重要方向。骨钙素主要分为两种类型，其中未羧化骨钙素分泌到血液，作为内分泌激素参与能量代谢的调节。未羧化骨钙素作为内分泌激素既可以促进胰岛β细胞增殖、分泌胰岛素而且提高胰岛素的敏感性来改善糖代谢。骨钙素基因敲低后会降低矿物质成熟度和总羟基磷灰石含量。该研究表明未羧化骨钙素抑制高糖下骨髓间充质干细胞的成脂分化而促进成骨分化。未羧化骨钙素有望成为骨质疏松、糖尿病性骨质疏松预防和治疗的潜在药物。

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