Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜修复关节软骨缺损

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2017.06.009

中国组织工程研究 ›› 2017, Vol. 21 ›› Issue (6): 871-876.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2017.06.009

• 组织工程骨及软骨材料 tissue-engineered bone and cartilage materials • 上一篇下一篇

Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜修复关节软骨缺损

张柏青¹，张仲文²，孙磊³，江健³，吴瑕⁴

¹武警北京市总队第三医院，北京市 100141；²武警总医院，北京市 100039；³北京积水潭医院，北京市 100035；⁴中国质量认证中心，北京市 100070

收稿日期:2016-12-18 出版日期:2017-02-28 发布日期:2017-03-16
通讯作者: 张仲文，主任医师，武警总医院骨四科，北京市 100035
作者简介:张柏青，男，1982年生，江苏省南通市人，汉族，2008年河北医科大学毕业，硕士，主治医师，主要从事创伤骨科研究。
基金资助:
中国人民武装警察部队总医院课题(WZ2012016)

Collagen type II-modified acellular dermal membrane promotes the repair of cartilage defects

Zhang Bai-qing¹, Zhang Zhong-wen², Sun Lei³, Jiang Jian³, Wu Xia⁴

¹Third Hospital of Beijing Armed Police Corps, Beijing 100141, China; ²General Hospital of Chinese Armed Police Corps, Beijing 100039, China; ³Beijing Jishuitan Hospital, Beijing 100035, China;⁴China Quality Certification Center, Beijing 100070, China

Received:2016-12-18 Online:2017-02-28 Published:2017-03-16
Contact: Zhang Zhong-wen, Chief physician, General Hospital of Chinese Armed Police Corps, Beijing 100039, China
About author:Zhang Bai-qing, Master, Attending physician, Third Hospital of Beijing Armed Police Corps, Beijing 100141, China
Supported by:
the Project of General Hospital of Chinese Armed Police Corps, No. WZ2012016

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
脱细胞真皮基质胶原膜：采用小牛皮为原料，取其真皮基质，因其自身的胶原纤维和弹性纤维互相交织在一起，埋于基质内。其内分布着各种结缔组织细胞和大量的胶原纤维弹性纤维，使脱细胞真皮基质胶原膜既有弹性又有韧性，行脱细胞及相关处理后保留其自身孔隙率，并且拥有合适的降解率，适合充当软骨修复过程中的支架材料。
Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜：作为软骨细胞特征性分泌基质，对软骨细胞的表型的表达及生长有非常重要的作用，通过Ⅱ型胶修饰脱细胞真皮基质胶原膜能最大限度模拟软骨细胞生长环境，能够促进其正常表达，使修复过程透明软骨化，并且随着修复的进程，自然的降解，起到修复过程中临时细胞外基质的作用。

背景：前期实验发现，以小牛皮为原料的脱细胞真皮基质胶原膜修复软骨缺损，存在修复时间长、降解速度快等不足。
目的：观察Ⅱ型胶原修饰后脱细胞真皮基质胶原膜修复兔软骨缺损的效果。
方法：将新西兰乳兔软骨细胞接种于Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜上，接种3，7，14 d进行扫描电镜观察。在24只新西兰大白兔双侧膝关节股骨髁部制作软骨缺损模型，随机分3组，空白对照组不作任何处理，对照组缺损部位植入软骨细胞-脱细胞真皮基质胶原膜，实验组缺损部位植入软骨细胞-Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜，术后6，12周进行组织学Wakitani评分及Ⅱ型胶原免疫组织化学染色。
结果与结论：①细胞在支架材料的内部生长良好，贴附较佳；②实验组术后6，12周的组织学Wakitani评分均低于对照组、空白对照组(P < 0.05)；③术后6，12周，实验组Ⅱ型胶原免疫细胞化学染色阳性最强，可见棕黄色颗粒分布于细胞质内；对照组也可见Ⅱ型胶原免疫细胞化学染色阳性，空白对照组未着色；④结果表明，Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜可促进软骨缺损的修复。

ORCID: 0000-0001-8561-0198(张柏青)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

关键词: 生物材料, 软骨生物材料, 脱细胞真皮基质, 组织工程, 软骨缺损, 修饰, 软骨细胞, 修复, 载体

Abstract:

BACKGROUND: Previous study has observed that the calf acellular dermal membrane exhibits slow repair efficiency, fast degradability speed and other shortcomings in the repair of cartilage defects.
OBJECTIVE: To investigate the repair effect of the collagen type II-modified acellular dermal membrane on cartilage defects in rabbits.
METHODS: The fetal rabbit chondrocytes were seeded onto the collagen type II-modified acellular dermal membrane, and the composite was then observed under scanning electron microscope at 3, 7 and 14 days. Cartilage defect models were established on the bilateral femoral condyles of 24 New Zealand white rabbits, and these model rabbits were randomly allocated to three groups. The cartilage-acellular dermal membrane and cartilage-collagen type II-modified acellular dermal membrane were implanted into the defect regions of control and experimental groups, respectively. Those received no intervention were as blank control group. Collagen type II immunohistochemical staining and Wakitani scoring system were performed at 6 and 12 weeks postoperatively.
RESULTS AND CONCLUSION: Chondrocytes grew and adhered well in the scaffold. The Wakitani scores in the experimental group were significantly lower than those in the control and blank control groups at postoperative 6 and 12 weeks (P < 0.05). At 6 and 12 weeks postoperatively, collagen type II immunohistochemical staining was the strongest in the experimental group, with yellow and brown particles in the cytoplasm; the control group was positive for collagen type II immunohistochemical staining, while the blank control group was negative for the staining. Our findings suggest that the collagen type II-modified acellular dermal membrane is beneficial for the repair of cartilage defects.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

Key words: Collagen Type II, Cartilage, Tissue Engineering

中图分类号:

R318

张柏青，张仲文，孙磊，江健，吴瑕. Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜修复关节软骨缺损[J]. 中国组织工程研究, 2017, 21(6): 871-876.

Zhang Bai-qing, Zhang Zhong-wen, Sun Lei, Jiang Jian, Wu Xia. Collagen type II-modified acellular dermal membrane promotes the repair of cartilage defects[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2017, 21(6): 871-876.

图/表（结果） 6

2.1 脱细胞真皮基质胶原膜外观及微观观察外观呈白色，电镜下观察可见孔隙及结构较好，见图1。

2.2 体外培养软骨细胞的形态观察显微镜下观察可见软骨细胞刚接种时为椭圆形，漂浮于培养液中，置于培养箱后，一般24 h左右开始贴壁生长，可以观察到细胞核，核仁等结构。5-7 d单层爬满培养瓶，见图2A，B。苏木精-伊红染色见软骨细胞形态较好，内部组织结构清晰可见，表示细胞生长良好，见图2C。荧光素双醋酸酯(FDA)和普罗皮啶碘(PI)染色剂显示，细胞活性率达98%以上，见图2D。

2.3 Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜与软骨细胞复合相容性观察电镜下观察可见软骨细胞与胶原膜复合较好，未见排异性反应，软骨细胞形态较佳，能够通过合适的孔隙爬行至支架材料内部；7 d时细胞形态最佳，随着时间推移，细胞形态开始出现退化；苏木精-伊红染色及S100免疫组织化学可见同样的结果(图3)。因此第7天左右为移植最佳时间。

2.4 动物体内修复实验结果

大体外观及组织学评分：术后6周时，空白对照组未见修复，缺损严重；对照组可见缺损有修复，实验组修复情况最好。术后12周时，空白对照组缺损仍比较明显，未见明显修复；对照组具有明显修复，但软骨性质相对差，不完全是透明软骨；实验组修复效果明显，为透明软骨修复(图4)。在同一时间点，3组之间Wakitani组织学评分两两比较差异均有显著性意义(P < 0.05)，见表1。

免疫组织化学法检测Ⅱ型胶原表达：术后6，12周，实验组Ⅱ型胶原免疫细胞化学染色阳性最强，可见棕黄色颗粒分布于细胞质内；对照组也可见Ⅱ型胶原免疫细胞化学染色阳性，而空白对照组未着色，见图5。

参考文献

[1]Cunniffe GM,Vinardell T,Murphy JM,et al. Porous decellularized tissue engineered hypertrophic cartilage as a scaffold for large bone defect healing.Acta Biomater. 2015; 9(23):82-90.

[2]Arora A,Kothari A,Katti DS.Pore orientation mediated control of mechanical behavior of scaffolds and its application in cartilage-mimetic scaffold design.J Mech Behav Biomed Mater.2015;11(51):169-183.

[3]Foldager CB,Toh WS,Christensen BB,et al.Collagen Type IV and Laminin Expressions during Cartilage Repair and in Late Clinically Failed Repair Tissues from Human Subjects. Cartilage. 2016;7(1):52-61.

[4]Wang J,Yang Q,Cheng N,et al.Collagen/silk fibroin composite scaffold incorporated with PLGA microsphere for cartilage repair.Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2016;1(61):705-711.

[5]Annamalai RT,Mertz DR,Daley EL,et al.Collagen Type II enhances chondrogenic differentiation in agarose-based modular microtissues.Cytotherapy. 2016;18(2):263-277.

[6]Buckwalter JA, Mankin HJ, Grodzinsky AJ.Articular cartilage and osteoarthritis.Instr Course Lect.2005;54:465-480.

[7]Fisher MB,Belkin NS,Milby AH,et al.Effects of Mesenchymal Stem Cell and Growth Factor Delivery on Cartilage Repair in a Mini-Pig Model.Cartilage.2016;7(2):174-184.

[8]Madry H,Orth P,Cucchiarini M,et al.Role of the Subchondral Bone in Articular Cartilage Degeneration and Repair.J Am Acad Orthop Surg.2016;24(4):45-46.

[9]Cunniffe GM,Vinardell T,Murphy JM,et al.Porous decellularized tissue engineered hypertrophic cartilage as a scaffold for large bone defect healing.Acta Biomater.2015; 23:82-90.

[10]Liao J, Shi K,Ding Q,et al. Recent developments in scaffold-guided cartilage tissue regeneration.J Biomed Nanotechnol.2014;10(10):3085-3104.

[11]Lv YM,Yu QS.Repair of articular osteochondral defects of the knee joint using a composite lamellar scaffold.Bone Joint Res.2015;4(4):56-64.

[12]He P,Fu J,Wang DA.Murine pluripotent stem cells derived scaffold-free cartilage grafts from a micro-cavitary hydrogel platform.Acta Biomater.2016;15(35):87-97.

[13]Müller WE,Neufurth M,Wang S,et al.Morphogenetically active scaffold for osteochondral repair (polyphosphate/alginate/ N,O-carboxymethyl chitosan).Eur Cell Mater.2016;22(31): 174-190.

[14]Lee SU,Lee JY,Joo SY,et al.Transplantation of a Scaffold-Free Cartilage Tissue Analogue for the Treatment of Physeal Cartilage Injury of the Proximal Tibia in Rabbits. Yonsei Med J.2016;57(2):441-448.

[15]Maepa M,Razwinani M,Motaung S.Effects of resveratrol on collagen type II protein in the superficial and middle zone chondrocytes of porcine articular cartilage.J Ethnopharmacol. 2016;3(178):25-33.

[16]Kjaer M,Jørgensen NR,Heinemeier K,et al.Exercise and Regulation of Bone and Collagen Tissue Biology.Prog Mol Biol Transl Sci.2015;135:259-291.

[17]Okano T, Koike T, Tada M,et al.Hyperleptinemia suppresses aggravation of arthritis of collagen-antibody-induced arthritis in mice.J Orthop Sci.2015;20(6):1106-1113.

[18]杨瑞涛,宋会平.组织工程技术修复关节软骨:如何构建新型复合模式?[J].中国组织工程研究,2015,19(29):4736-4741.

[19]Muhonen V,Salonius E,Haaparanta AM,et al.Articular cartilage repair with recombinant human type II collagen/polylactide scaffold in a preliminary porcine study.J Orthop Res.2015;11(17):1-13.

[20]Wang J,He C,Cheng N,et al.Bone Marrow Stem Cells Response to Collagen/Single-Wall Carbon Nanotubes-COOHs Nanocomposite Films with Transforming Growth Factor Beta 1.J Nanosci Nanotechnol.2015;15(7): 4844-50.

[21]Bhardwaj N,Devi D,Mandal BB.Tissue-engineered cartilage: the crossroads of biomaterials, cells and stimulating factors.Macromol Biosci.2015;15(2):153-182.

[22]Sanghvi D,Munshi M,Pardiwala D.Imaging of cartilage repair procedures.Indian J Radiol Imaging.2014;24(3):249-253.

[23]Krejci NC,Cuono CB,Langdon RC,et al.In vitro reconstitution of skin: fibroblasts facilitate kerationcyte groth and differentiation on acelluar reticular dermis.J Invest Dermatol. 1991;97:84.

[24]Sviri GE,Blumenfeld II,Livne E.Differential metabolic responses to local administration of TGF-beta and IGF-I in temporomandibular joint cartilage of aged mice. Arch Gerontol Geriatr.2000;31(2):159-176.

[25]Ulrich-Vinther M,Maloney MD.Articular cartilage biology.J Am Acad Orthop Surg, 2003;11(6):421-430.

引言

材料方法

1.1 设计体外观察性实验与随机对照动物实验。

1.2 时间及地点实验于2015年3至9月在积水潭医院完成。

1.3 材料

实验动物：新生小牛皮，购自北京市屠宰场。3 d龄新西兰兔2只；4-6月龄成年新西兰兔24只，体质量3 kg左右，雌雄不拘，均由北京积水潭医院创伤研究所提供，许可证号：SYXK(京)2012-0027。所有兔均喂饲颗粒精制饲料，自由饮水。研究相关内容和方法均经医院伦理部门审核并批准。

实验试剂与仪器：扫描电镜(Hitachi公司)；超低温冰箱(日本松下公司)；荧光显微镜、倒置相差显微镜(Olympus)；低温冷冻干燥机(北京东立环宇电子科技有限公司)；CO₂培养箱(Sony公司)；恒温震荡器(广州航行科学仪器有限公司)。DMEM培养液、胰蛋白酶(Gibco公司)；Ⅱ型胶原、Ⅱ型胶原酶(美国Sigma公司)；S100蛋白试剂盒、Ⅱ型胶原免疫组化试剂盒(上海沪宇生物有限公司)。

1.4 实验方法

1.4.1 脱细胞真皮基质胶原膜的制备

初步清理取真皮层：将购自屠宰场的新鲜小牛皮进行初步清洗，去除表面血迹及皮下脂肪及其他组织。清洗干净后用浓度为8%的硫化钠溶液行表面脱毛处理，然后于乙酸溶液中浸泡1.0-2.0 h即可。取出用PBS反复冲洗20次并浸泡 1 h，用取皮刀取1.5 mm厚度小牛皮的真皮层。取好的小牛皮真皮层，用蒸馏水清洗干净，切成1 cm大小的正方形备用。

脱细胞：将真皮用PBS反复冲洗20-30次，蒸馏水冲洗20-30次后，放入低温冷冻干燥箱行冷冻干燥。取出后用胰蛋白酶行进一步消化，置入超声波清洗仪中，超声24-48 h，取出后PBS冲洗20-30次，用蒸馏水冲洗约20次。显微镜下观察脱细胞程度，如果还存留细胞，需重复以上步骤。

交联：将脱好细胞的真皮置入甲醛溶液中约2 h，取出后用PBS反复冲洗20-30次，流水冲洗3 d，蒸馏水下冲洗20-30次。置入冷冻干燥机行冻干处理，取出后⁶⁰Co照射消毒备用。

1.4.2 软骨细胞的分离及培养

软骨细胞分离及培养：软骨细胞的分离多采用机械分离法与酶消化法相结合进行。首先取幼龄新西兰兔2只，处死后，取其膝关节及前肢关节软骨，首先将软骨剪成1 mm大小的碎片，再用Ⅱ型胶原酶和胰蛋白酶消化。采用阶段消化分离法，以最大限度地保护软骨细胞的完整性和活性。漂洗后采用0.5%胰蛋白酶和Ⅱ型胶原酶溶液消化法取得软骨细胞，进行原代及传代培养。

细胞染色活性观察：取生长状态良好的第3代软骨细胞，分别于3，7，10，14 d进行荧光染色。以体积分数95%乙醇固定5-10 min，低速离心机离心8 min，用滴管吸除上层多余的乙醇，大约留取0.5 mL乙醇固定液，吹打成细胞悬液，滴于玻片上，风干后经蒸馏水洗涤，滴加荧光素双醋酸酯(FDA)和普罗皮啶碘(PI)染色剂5-10 min，用PBS洗涤二三次后冲洗、封固。荧光显微镜下观察。

1.4.3 Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜并复合软骨细胞共培养

Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜：以DMEM溶液将Ⅱ型胶原配成5 g/L的溶液。然后于无菌操作台下，无菌操作取出消毒备用脱细胞真皮基质胶原膜共50个，放入玻璃培养皿中，滴入配置好的溶液25 mL，使胶原膜充分整体浸泡于其中，等待20 min，让胶原膜能够充分吸收。取出胶原膜，置入低温冷冻干燥机内，冻干24 h，分装，⁶⁰Co消毒备用。

Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜与软骨细胞复合：取体外培养第3天软骨细胞，配置成细胞浓度为 5×10⁹ L^-1的软骨细胞悬液，备用。超净台下取出消毒备用脱细胞真皮基质胶原膜27枚，置入培养板中。加入配置好备用软骨细胞悬液约0.2 mL，等待10 min，待其完全吸附细胞悬液后加入培养液，小心轻放于温箱培养。

电镜下观察：于第3，7，14天各取出胶原膜3片，扫描电镜下观察Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜复合软骨细胞生长状况，为下一步动物实验做好准备。

苏木精-伊红及S100免疫组织化学染色：分别于第3，7，14天取出胶原膜6片，行苏木精-伊红染色及S100免疫组织化学染色。

1.4.4 动物模型建立及实验分组取16片空白胶原膜、16片Ⅱ型胶原修饰胶原膜，配置细胞浓度为5×10⁹ L^-1的软骨细胞悬液，分别与空白胶原膜及Ⅱ型胶原修饰胶原膜复合培养7 d备用。

取24只新西兰大白兔，分为空白对照组、对照组、实验组，每组8只，静脉麻醉后，术区消毒完毕，切开新西兰大白兔双侧膝关节，暴露膝关节面，使用眼科环钻在双侧膝关节股骨髁部制作直径为5 mm的全层软骨缺损，空白对照组不做任何处理，对照组兔缺损部位植入备用复合软骨细胞的空白胶原膜，实验组兔缺损部位植入备用复合软骨细胞的Ⅱ型胶原修饰胶原膜。关闭伤口，敷料关节周围包扎。术后放于积水潭医院实验动物中心饲养，每日注射80×10⁴ U青霉素，连续3 d。

标本获取与免疫组织化学检测：术后6，12周分别处死各组4只动物，获得兔膝关节组织标本。采用Wakitani评分，评价软骨修复情况。进行切片，厚度为5 μm，行免疫组织化学法检测Ⅱ型胶原表达。

1.5 主要观察指标 ①脱细胞真皮基质胶原膜外观及微观形态；②体外培养软骨细胞的观察；③Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜与软骨细胞复合相容性观察；④修复软骨组织学评分，免疫组致癌化学法检测Ⅱ型胶原表达。

1.6 统计学分析利用统计学软件SPSS 19.0进行分析，实验指标参数值用x(_)±s表示，行单因素方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

讨论

软骨缺损的治疗是软骨研究领域的热点。多数软骨损伤刚开始症状不明显，后期症状加重，可出现创伤性关节炎，导致关节功能严重受损^[6-8]。软骨修复组织工程目前焦点主要集中在一个是种子细胞的制备，如软骨细胞、骨髓间充质干细胞等，另一个重点是支架材料的构架。支架材料对软骨修复组织工程的重要性不言而喻。良好的支架材料给予种子细胞提供生长平台，是修复过程中的基础，还能够诱导促进软骨细胞的生长，对于种子细胞具有良好的组织相容性^[9-11]。支架材料的选择也是比较多的，有无机物组成的如磷酸盐类，有组织工程化软骨后直接植入的，还有以各种形态存在的液态或者膜存在的支架形式^[12-14]。根据前期的工作经验，选择以小牛皮为原料的脱细胞真皮基质胶原膜这种形式的支架载体，考虑的因素有：首先小牛皮较其他种源材料的成型率及降解率更好，之前曾尝试用猪皮为实验对象，结果发现其降解率偏快，软骨缺损修复时间相对较长。支架材料在软骨缺损修复完成前完全降解，对缺损的修复影响较大，导致修复效果欠佳。也曾尝试增加交联时间，但甲醛的细胞毒作用较强，虽然降解率减低，但支架材料与种子细胞的细胞相容性较差，软骨细胞不能很好地在其上附着、迁移、增殖、分化，进一步影响缺损修复效果，所以综合考虑选择小牛皮为原料的支架材料。除此之外还发现经过脱细胞处理完毕的真皮基质胶原膜，其孔隙率和细胞比较相符，既不大也不小，适宜种子细胞在其中迁移分化，同时去除了存在于细胞膜上的组织相容性抗原，避免了组织排斥反应。真皮基质胶原膜主要成分为蛋白多糖和胶原，具有较好的亲水性，非常有利于细胞的贴附生长及增殖^[15-18]。

细胞外基质是指由细胞分泌并存在于机体的所有器官及组织的物质，起到填充及支架的作用。软骨细胞外基质由丰富的胶原纤维及蛋白多糖组成，能够通过细胞膜上的受体与软骨细胞产生联系，在软骨细胞的迁移、增殖、分化、细胞间信号的传递方面都起着重要作用。其中软骨细胞外基质以Ⅱ型胶原蛋白为主，占总量的90%以上，是软骨细胞的特征性表型，其他还有诸如蛋白多糖、转化生长因子β、胰岛素样生长因子1、骨形态发生蛋白、碱性成纤维细胞生长因子等^[19-20]。细胞外基质是软骨细胞生长的环境，直接影响着软骨细胞表型的表达及各种信号因子之间的传递，并在初期给软骨细胞提供最适宜的生长环境。实验目的在于构建适宜软骨细胞生长修复的支架材料，单纯脱细胞真皮基质胶原膜并不能模拟软骨细胞生长环境，Ⅱ型胶原作为软骨细胞特征性分泌基质，对软骨细胞的表型的表达及生长有非常重要的作用，通过Ⅱ型胶修饰脱细胞真皮基质胶原膜能最大限度模拟软骨细胞生长环境，能够促进其正常表达，使修复过程透明软骨化，并且随着修复的进程，自然的降解，起到修复过程中临时细胞外基质的作用^[21-22]。实验结果显示，通过Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜修复软骨缺损有较好的效果。类似转化生长因子β、胰岛素样生长因子1、骨形态发生蛋白、碱性成纤维细胞生长因子等对软骨细胞的作用已被多方面证实，但因子发挥正真作用的条件比较严格，对温度、环境、时间上都有比较高的要求，在真正临床上的应用会受到很大影响，导致实际发挥的作用不能够得到保证^[23-25]。

实验以新型小牛皮为原料的脱细胞真皮基质胶原膜为支架，并复合修饰Ⅱ型胶原，实验结果表明具有良好的修复软骨缺损的效果，较其他支架材料如琼脂糖凝胶等有更稳定的降解率，更加优良的孔隙率及组织相容性。因此，以小牛皮为原料的脱细胞真皮基质胶原膜在Ⅱ型胶原的修饰下能够很好地修复软骨缺损，为软骨缺损治疗提供了一种可行性的尝试。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料; 口腔生物材料; 纳米材料; 缓释材料; 材料相容性；组织工程

Ⅱ型胶原修饰脱细胞真皮基质胶原膜修复关节软骨缺损

Collagen type II-modified acellular dermal membrane promotes the repair of cartilage defects

PDF

可视化

被引次数

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 6

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	李获, 王鹏, 高健明, 蒋浩然, 鲁晓波, 彭江. 股骨头坏死血运重建与内部微观结构改变的关系[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(9): 1323-1328.
[2]	姚晓玲, 彭建城, 许岳荣, 杨志东, 张顺聪. 可变角度零切迹前路椎间融合内固定系统治疗脊髓型颈椎病：30个月随访[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(9): 1377-1382.
[3]	吴聪, 贾全忠, 刘伦. 成年关节软骨碎块化后转化生长因子β1表达与软骨细胞迁移的关系[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(8): 1167-1172.
[4]	安维政, 何萧, 任帅, 刘建宇. 肌源干细胞在周围神经再生中的潜力[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(7): 1130-1136.
[5]	吴玮玥, 郭晓东, 包崇云. 工程化外泌体在骨修复再生中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(7): 1102-1106.
[6]	周洪琴, 吴丹丹, 杨琨, 刘琪. 传递特定miRNA的外泌体可调控成骨并促进成血管[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(7): 1107-1112.
[7]	张璟琳, 冷敏, 朱博恒, 汪虹. 干细胞源外泌体促进糖尿病创面愈合的机制及应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(7): 1113-1118.
[8]	高俞锦, 彭双麟, 马治超, 陆诗, 曹花月, 王浪, 肖金刚. 糖尿病骨质疏松症模型小鼠脂肪干细胞的成骨能力[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(7): 999-1004.
[9]	林旭晨, 祝海年, 王增顺, 祁腾民, 刘立民, 索南昂秀. 黄腐酚对骨关节炎模型小鼠炎性因子及关节软骨的作用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 676-681.
[10]	许磊, 韩晓强, 张锦涛, 孙海飚. 关节软骨细胞周围透明质酸产生、转化和功能特征[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 768-773.
[11]	何云影, 李玲婕, 张舒淇, 李雨舟, 杨生, 季平. 聚丙烯酸/琼脂糖三维培养构建细胞球的方法[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 553-559.
[12]	何冠宇, 徐宝山, 杜立龙, 张同星, 霍振鑫, 申力. 天然丝素蛋白构建仿生取向微通道纤维环支架[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 560-566.
[13]	白布加甫·叶力思, 热娜古丽·买合木提, 艾孜买提江·赛依提, 王俊祥, 尼加提·吐尔逊. 上颌中切牙联冠种植修复体在不同咬合方式中的应力分析[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 567-572.
[14]	杨峰, 赵骞, 张世轩, 赵铁男, 冯博. 雷帕霉素联合CD133抗体支架预防血管再狭窄的有效性和安全性[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 579-584.
[15]	陈晓旭, 罗雅馨, 毕浩然, 杨琨. 脱细胞支架制备及其在组织工程和再生医学中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(4): 591-596.