脂肪干细胞复合生物可降解材料体外构建组织工程尿道支架

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.1677

中国组织工程研究 ›› 2019, Vol. 23 ›› Issue (13): 1989-1994.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.1677

• 脂肪干细胞 adipose-derived stem cells • 上一篇下一篇

脂肪干细胞复合生物可降解材料体外构建组织工程尿道支架

史建国，王卫宁，李春吾，白新宇，陈宇东

解放军第二五二医院泌尿外科，河北省保定市 071000

修回日期:2018-12-25 出版日期:2019-05-08 发布日期:2019-05-08
通讯作者: 史建国，博士，副主任医师，解放军第二五二医院泌尿外科，河北省保定市 071000
作者简介:史建国，男，1974年生，河北省保定市人，汉族，2012年解放军总医院毕业，博士，副主任医师，主要从事泌尿外科微创技术及组织工程研究。
基金资助:
中国人民解放军第252医院院管课题项目(2013252yy02)，项目负责人：史建国

Construction of a tissue-engineered urethral scaffold using adipose-derived stem cells combined with biodegradable materials in vitro

Shi Jianguo, Wang Weining, Li Chunwu, Bai Xinyu, Chen Yudong

Department of Urology, 252^nd Hospital of PLA, Baoding 071000, Hebei Province, China

Revised:2018-12-25 Online:2019-05-08 Published:2019-05-08
Contact: Shi Jianguo, MD, Associate chief physician, Department of Urology, 252nd Hospital of PLA, Baoding 071000, Hebei Province, China
About author:Shi Jianguo, MD, Associate chief physician, Department of Urology, 252nd Hospital of PLA, Baoding 071000, Hebei Province, China
Supported by:
the Hospital-Level Project of the 252nd Hospital of PLA, No. 2013252yy02 (to SJG)

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
脂肪干细胞在尿道组织工程的应用：研究表明人脂肪干细胞可分化为尿路上皮细胞、内皮细胞等，可作为尿道组织工程的种子细胞。虽然骨髓间充质干细胞也能够在体内适合环境下向平滑肌细胞和尿路上皮细胞分化，但其获取方式创伤性较大，细胞产量低，体外培养扩增时间长，脂肪干细胞恰好克服了这些问题。目前研究已经证实脂肪干细胞能够分泌多种营养因子，可刺激细胞增殖分化。此外，脂肪干细胞分泌的营养因子以及旁分泌效应对于其在再生医学的应用至关重要。
电纺丝技术：电纺丝技术的原理主要是通过在多聚物溶液相连的针状正极与负极之间产生静电场，当静电场增大超过阳极针尖的表面张力时，多聚物就从阳极向阴极发生喷射现象，形成一种非常纤细的多聚物喷射流，从而形成一种持续的微米级或者纳米级的多聚物纤维，从不同角度进行收集，可以产生不同组成及机械性能的结构。

摘要
背景：研究表明脂肪干细胞具有向尿路上皮细胞分化的能力，可作为尿道组织工程重建的种子细胞。为此，作者进行研究制作一种携带脂肪干细胞的新型尿道组织工程支架。
目的：探讨利用人脂肪干细胞及聚乳酸/胶原材料构建新型组织工程尿道支架的可行性。
方法：采用吸脂术中废弃的脂肪组织，进行脂肪干细胞的分离、培养并扩增；以胶原及聚乳酸为原料，采用溶剂挥发法及电纺丝法制备新型尿道支架，根据是否加入胶原，将支架分为含胶原组和无胶原组，将脂肪干细胞种植于上述两种尿道支架上复合培养7 d后，行MTT、活死染色、苏木精-伊红染色，评估人脂肪干细胞在尿道组织工程支架上的生长情况。
结果与结论：①脂肪干细胞种植于支架7 d后，含胶原组细胞生长状态良好，表面形成两三层细胞，部分细胞浸润生长进入支架内部；无胶原组细胞分布密度低，仅形成一两层细胞，主要存在于支架的表面；②含胶原组支架上有90%以上的种植细胞为活细胞，提示细胞在支架表面存活状态良好，无胶原组支架上的细胞状态较差，仅有50%左右的活细胞；③含胶原组细胞呈持续增殖的趋势，更加适合细胞的生长与增殖；④结果表明，人脂肪干细胞及生物可降解材料聚乳酸/胶原可以用于构建组织工程尿道支架，为尿道损伤修复重建提供了新方法。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
ORCID: 0000-0001-5481-4649(史建国)

关键词: 尿道损伤, 脂肪干细胞, 脂肪干细胞复合物, 聚乳酸, 胶原, 生物可降解材料, 尿道支架, 生物材料

Abstract:

BACKGROUND: Studies have shown that adipose-derived stem cells have the ability to differentiate into urothelial cells as seed cells for urethral tissue engineering reconstruction. To this end, we developed a novel tissue-engineered urethral scaffold carrying adipose-derived stem cells.
OBJECTIVE: To test the feasibility of using human adipose-derived stem cells and collagen materials to construct a new type of tissue-engineered urethral scaffold.
METHODS: Human adipose-derived stem cells were isolated from the waste tissue of liposuction. The isolated cells were then cultured and amplified. Collagen and polylactic acid were used to construct urethral scaffolds by solvent volatilization and electrospinning method. The scaffolds were divided into two groups according to whether collagen was added or not. The cultured adipose-derived stem cells were seeded onto the constructed urethral scaffolds and cultured for 7 days. MTT analysis, live/dead staining and hematoxylin-eosin staining were done to evaluate the cell growth on the novel tissue-engineered urethral scaffold thereafter.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) At 7 days after transplantation, the cells in the collagen-containing group grew well, there were two or three layers of cells on the scaffold surface, and some cells infiltrated and grew inside the scaffold. In the collagen-free group, the cells distributed in a low density, and only one or two layers of cells formed, mainly on the surface of scaffolds. (2) More than 90% of the implanted cells in the collagen-containing group were living cells, suggesting that the cells survived well and scaffolds had good biocompatibility. In the collagen-free group, the cells on the scaffolds were in poor condition, with only about 50% living cells. (3) The cells on the scaffolds containing collagen showed a trend of continuous proliferation, and the collagen-containing scaffold was more suitable for the growth and proliferation of cells as compared with the collagen-free scaffold. Overall, it is feasible to construct a new type of tissue-engineered urethral scaffold using human adipose-derived stem cells and polylactic acid/collagen, providing a new approach for the urethral repair and reconstruction.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Key words: Urethral Diseases, Adipose Tissue, Stem Cells, Collagen, Tissue Engineering

中图分类号:

史建国，王卫宁，李春吾，白新宇，陈宇东. 脂肪干细胞复合生物可降解材料体外构建组织工程尿道支架[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(13): 1989-1994.

Shi Jianguo, Wang Weining, Li Chunwu, Bai Xinyu, Chen Yudong. Construction of a tissue-engineered urethral scaffold using adipose-derived stem cells combined with biodegradable materials in vitro[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2019, 23(13): 1989-1994.

图/表（结果） 3

参考文献

[1] Wessells H, Angermeier KW, Elliott S, et al. Male Urethral Stricture: American Urological Association Guideline. J Urol. 2017;197(1):182-190.

[2] Hampson LA, McAninch JW, Breyer BN. Male urethral strictures and their management. Nat Rev Urol. 2014;11(1): 43-50.

[3] Zaid UB, Lavien G, Peterson AC. Management of the Recurrent Male Urethral Stricture. Curr Urol Rep. 2016;17(4): 33.

[4] Barbagli G, Lazzeri M. History and evolution of dorsal onlay urethroplasty for bulbar urethral stricture repair using skin or buccal mucosal grafts. Urologia. 2007;74(4):233-241.

[5] Marzorati G, Ghinolfi G, Pachera F, et al. Bladder and buccal mucosa graft in urethral stricture reconstruction. Urologia. 2008;75(3):177-179.

[6] Kumar A, Das SK, Trivedi S, et al. Substitution urethroplasty for anterior urethral strictures: buccal versus lingual mucosal graft. Urol Int. 2010;84(1):78-83.

[7] O'Connell JE, Cullen IM, Murphy C, et al. Buccal mucosa urethroplasty: a 10-year retrospective review of maxillofacial and urological outcomes. Ir J Med Sci. 2015;184(4):761-767.

[8] Monn MF, Waters JA, Mellon MJ. Use of rectal mucosal grafts in substitution urethroplasty: an early series. Transl Androl Urol. 2018;7(6):907-911.

[9] De Kemp V, de Graaf P, Fledderus JO, et al. Tissue engineering for human urethral reconstruction: systematic review of recent literature. PLoS One. 2015;10(2):e0118653.

[10] Bajek A, Gurtowska N, Olkowska J, et al. Adipose-Derived Stem Cells as a Tool in Cell-Based Therapies. Arch Immunol Ther Exp (Warsz). 2016;64(6):443-454.

[11] 符伟军,史建国,王晓雄,等.人脂肪间充质干细胞诱导分化尿路上皮细胞的研究[J]. 中华实验外科杂志, 2012, 29(5) : 927-929.

[12] Mangera A, Chapple CR. Tissue engineering in urethral reconstruction--an update. Asian J Androl. 2013;15(1):89-92.

[13] Schofer MD, Boudriot U, Leifeld I, et al. Characterization of a PLLA-collagen I blend nanofiber scaffold with respect to growth and osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Scientific World Journal. 2009;9:118-129.

[14] Osman NI, Hillary C, Bullock AJ, et al. Tissue engineered buccal mucosa for urethroplasty: progress and future directions. Adv Drug Deliv Rev. 2015;82-83:69-76.

[15] Liu Y, Ma W, Liu B, et al. Urethral reconstruction with autologous urine-derived stem cells seeded in three-dimensional porous small intestinal submucosa in a rabbit model. Stem Cell Res Ther. 2017;8(1):63.

[16] Wang F, Liu T, Yang L, et al. Urethral reconstruction with tissue-engineered human amniotic scaffold in rabbit urethral injury models. Med Sci Monit. 2014;20:2430-2438.

[17] Li H, Xu Y, Xie H, et al. Epithelial-differentiated adipose-derived stem cells seeded bladder acellular matrix grafts for urethral reconstruction: an animal model. Tissue Eng Part A. 2014;20(3-4):774-784.

[18] Ziaran S, Galambošová M, Danišovi? L. Tissue engineering of urethra: Systematic review of recent literature. Exp Biol Med (Maywood). 2017;242(18):1772-1785.

[19] Larsson HM, Vythilingam G, Pinnagoda K, et al. Fiber density of collagen grafts impacts rabbit urethral regeneration. Sci Rep. 2018;8(1):10057.

[20] Pinnagoda K, Larsson HM, Vythilingam G, et al. Engineered acellular collagen scaffold for endogenous cell guidance, a novel approach in urethral regeneration. Acta Biomater. 2016; 43:208-217.

[21] Sartoneva R, Nordback PH, Haimi S, et al. Comparison of Poly(l-lactide-co-?-caprolactone) and Poly(trimethylene carbonate) Membranes for Urethral Regeneration: An In Vitro and In Vivo Study. Tissue Eng Part A. 2018;24(1-2):117-127.

[22] Sartoneva R, Haaparanta AM, Lahdes-Vasama T, et al. Characterizing and optimizing poly-L-lactide-co-ε- caprolactone membranes for urothelial tissue engineering. J R Soc Interface. 2012;9(77):3444-3454.

[23] Zhang K, Cao N, Guo X, et al. The fabrication of 3D surface scaffold of collagen/poly (L-lactide-co-caprolactone) with dynamic liquid system and its application in urinary incontinence treatment as a tissue engineered sub-urethral sling: In vitro and in vivo study. Neurourol Urodyn. 2018;37(3): 978-985.

[24] Zhang K, Fu Q, Yoo J, et al. 3D bioprinting of urethra with PCL/PLCL blend and dual autologous cells in fibrin hydrogel: An in vitro evaluation of biomimetic mechanical property and cell growth environment. Acta Biomater. 2017;50:154-164.

[25] Atala A, Bauer SB, Soker S, et al. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 2006;367(9518):1241-1246.

[26] Kennedy KM, Bhaw-Luximon A, Jhurry D. Cell-matrix mechanical interaction in electrospun polymeric scaffolds for tissue engineering: Implications for scaffold design and performance. Acta Biomater. 2017;50:41-55.

[27] Ingavle GC, Leach JK. Advancements in electrospinning of polymeric nanofibrous scaffolds for tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 2014;20(4):277-293.

[28] Li C, Xu YM, Song LJ, et al. Urethral reconstruction using oral keratinocyte seeded bladder acellular matrix grafts. J Urol. 2008;180(4):1538-1542.

[29] Heller M, Frerick-Ochs EV, Bauer HK, et al. Tissue engineered pre-vascularized buccal mucosa equivalents utilizing a primary triculture of epithelial cells, endothelial cells and fibroblasts. Biomaterials. 2016;77:207-215.

[30] Fu Q, Deng CL, Liu W, et al. Urethral replacement using epidermal cell-seeded tubular acellular bladder collagen matrix. BJU Int. 2007;99(5):1162-1165.

[31] Orabi H, AbouShwareb T, Zhang Y, et al. Cell-seeded tubularized scaffolds for reconstruction of long urethral defects: a preclinical study. Eur Urol. 2013;63(3):531-538.

[32] De Filippo RE, Kornitzer BS, Yoo JJ, et al. Penile urethra replacement with autologous cell-seeded tubularized collagen matrices. J Tissue Eng Regen Med. 2015;9(3):257-264.

[33] Gu GL, Xia SJ, Zhang J, et al. Tubularized urethral replacement using tissue-engineered peritoneum-like tissue in a rabbit model. Urol Int. 2012;89(3):358-364.

[34] Li Y, Wu J, Feng F, et al. A Preclinical Study of Cell-seeded Tubularized Scaffolds Specially Secreting LL37 for Reconstruction of Long Urethral Defects. Anticancer Res. 2017;37(8):4295-4301.

[35] Davis NF, Cunnane EM, Mulvihill JJ, et al. The Role of Stem Cells for Reconstructing the Lower Urinary Tracts. Curr Stem Cell Res Ther. 2018;13(6):458-465.

[36] 蔡炳,李科,脱颖,等.诱导多能干细胞向尿道上皮细胞分化体系的建立[J].中华腔镜泌尿外科杂志(电子版),2016, 10(3):40-43.

[37] 杨旭芳,何旭,何牮,等.人脂肪干细胞向内皮分化最佳诱导体系的建立[J].中国老年学杂志,2010,30(5):611-613.

[38] Li CL, Liao WB, Yang SX, et al. Urethral reconstruction using bone marrow mesenchymal stem cell- and smooth muscle cell-seeded bladder acellular matrix. Transplant Proc. 2013; 45(9):3402-3407.

[39] Cao JQ, Liang YY, Li YQ, et al.Adipose-derived stem cells enhance myogenic differentiation in the mdx mouse model of muscular dystrophy via paracrine signaling.Neural Regen Res. 2016;11(10):1638-1643.

[40] Tabatabaei Qomi R, Sheykhhasan M. Adipose-derived stromal cell in regenerative medicine: A review. World J Stem Cells. 2017;9(8):107-117.

引言

材料方法

1.1 设计 细胞-材料学体外实验。

1.2 时间及地点 于2016年1月至2018年1月在河北大学附属医院实验中心完成。

1.3 材料 聚乳酸(平均分子质量为1.5×10⁵ Da)及Ⅰ型胶原[平均分子质量为(0.8-1.5)×10⁵ Da]由清华大学材料科学与工程系生物材料实验室友情提供。六氟异丙醇、MTT细胞增殖测定试剂盒、胎牛血清及Ⅳ型胶原酶购自长安博闻生物咨询服务中心。

1.4 实验方法

1.4.1 聚乳酸/胶原尿道支架的制备 首先制作尿道支架主体，即将聚乳酸材料溶解于氯仿中，配制成0.02 g/mL的溶液；搅拌24 h后，将悬浊液按照1 mL/cm³的比例倾倒在玻璃模具中，在温度23-28 ℃、20%相对湿度条件下形成一个1.2 mm厚，4 mm宽的薄膜；干燥后，将薄膜缠绕于金属棒模具上制作成一个螺旋形管状支架，放入真空烘箱，37 ℃干燥14 d待用；采用电纺丝的方法对尿道支架外层进行修饰，根据是否加入胶原分为2组，即含胶原组与无胶原组。

胶原组：将聚乳酸与Ⅰ型胶原以4∶1比例混合，溶解于六氟异丙醇中，得到0.08 g/mL的多聚物溶液，灌注至20 mL注射器内，接0.4 mm直径的注射器针头，针尖的电压调为20 kV，用输液泵控制流速为1 mL/h。在电压作用下多聚物溶液自针尖喷射到距离25 cm的预置内层支架材料表面；真空干燥48 h，⁶⁰Co照射消毒备用。

无胶原组：将聚乳酸(不含胶原)溶解于六氟异丙醇中，制作成0.08 g/mL的溶液，同样使用电纺丝的方法进行尿道支架外层的修饰，其他参数同含胶原支架制作方法。

1.4.2 种子细胞的准备 酶消化法分离废弃人脂肪组织中的脂肪干细胞，体外进行培养、扩增，方法参照文献[11]简述如下：标本无菌获取，加入适量0.1%Ⅳ型胶原酶，在37 ℃，体积分数为5%CO₂细胞孵箱内消化45 min，期间通过磁力搅拌促进消化进程；消化结束后用含体积分数为10%胎牛血清的DMEM中和胶原酶；经过200目筛网过滤后，室温下800×g离心6 min；离心后弃上清，用含体积分数为10%胎牛血清的DMEM重悬，种植密度2×10⁴/cm²。细胞传代至3-5代冻存待用。

1.4.3 脂肪干细胞复合聚乳酸/胶原尿道支架 将灭菌后的含胶原或无胶原尿道支架各6枚，裁剪为长0.6 cm大小，放置于24孔板内，用含体积分数为10%胎牛血清的DMEM预处理48 h以增加材料的相容性。取生长状态良好的3-5代脂肪干细胞，加入0.25%胰酶消化，通过血球计数板计数，用100 μL含体积分数为10%胎牛血清的DMEM培养基重悬，均匀滴于材料表面，37 ℃孵箱内培养15 min，再加入0.9 mL含体积分数为10%胎牛血清的DMEM培养基达到细胞浓度1×10⁹ L^-1。

1.5 主要观察指标

1.5.1 形态学观察 复合培养7 d后取出，PBS清洗，固定、脱水、石蜡包埋后苏木精-伊红染色，镜下观察。

1.5.2 细胞存活状态 复合培养7 d后取出，放置于培养皿中，加入适量的Live/dead染料工作液，室温孵育30-45 min，荧光显微镜下观察。

1.5.3 MTT测定细胞在支架上增殖能力 复合培养1，3，5，7 d先后取出，PBS清洗，加入含新鲜基础培养基的培养板中，每孔加入MTT工作液(5 g/L)，培养4 h后终止，加入150 μL二甲基亚砜，置摇床上低速振荡10 min，测量各孔的吸光度值，观察细胞在支架上增殖能力，绘制细胞生长曲线。

1.6 统计学分析 应用SPSS 17.0软件处理数据，计量资料数据以x(_)±s表示，采用独立样本的t 检验进行统计学分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

讨论

理想的组织工程尿道支架材料要具有均匀的三维立体贯通性孔隙结构，从而促进种子细胞的生长，使受损尿道修复和功能重建^[12]。已有研究报道，胶原/聚乳酸电纺丝支架材料在其他领域(如骨组织工程研究)具有良好的生物相容性^[13]，其在尿道组织工程研究中尚无相关报道。该研究首次将这种材料应用于尿道组织工程研究。结果表明，制作的胶原/电纺丝支架材料具有三维表面结构，其纤维直径与孔径均明显大于不含胶原的材料。脂肪干细胞与支架复合孵育培养后，细胞在支架内呈现铺展状态，部分细胞生长浸入支架内部，并且活细胞占支架表面细胞的90%以上，提示这种新型尿道支架适合人脂肪干细胞的生长。细胞增殖实验表明，在材料上种植生长7 d，细胞一直呈现持续性增殖状态。该实验证实胶原/聚乳酸混合电纺丝材料制作的尿道支架具有良好的生物相容性，能够适合人脂肪干细胞的生长增殖。

用于尿道组织工程的材料主要有两大类：一类为天然衍生材料，这些材料主要包括口腔黏膜^[14]、小肠黏膜下层^[15]、羊膜组织及膀胱脱细胞基质等^[16-17]；另一类为人工合成材料，含有各种多聚物的合成支架，即可降解高分子材料，例如聚乳酸、聚羟基乳酸等^[18]。

既往研究表明多种天然衍生材料可应用于泌尿系统组织工程重建。脱细胞基质材料的重要成分为胶原，被广泛应用于组织工程研究，无免疫原性，并且其来源广泛，可以从很多组织中提取出来。胶原材料已经广泛应用在医疗领域，例如促进创伤愈合以及制作组织工程支架等。胶原材料有尝试应用于尿道组织工程的研究报道，但仅限于较短的尿道缺损。Larsson等^[19]通过改变胶原密度和纤维分布来制备管状无细胞胶原移植物，从而产生低纤维密度胶原移植物和高纤维密度胶原移植物。将两种移植物植入兔尿道模型，以桥接2 cm长的医源性尿道缺损，结果表明无细胞低密度极化胶原移植物比高密度胶原移植物具有更好的尿道再生能力。该研究揭示了胶原材料多孔性的重要性。Pinnagoda等^[20]利用大鼠尾胶原，构建了脱细胞高密度胶原管，替代兔2 cm尿道缺损组织，术后1，3，6个月进行膀胱尿道造影及组织学评估，尿路上皮及平滑肌能够逐渐生长进入移植物内，但20%的动物出现了吻合口的狭窄及尿瘘。天然衍生材料不仅存在利于细胞生长的细胞外基质成分，如Ⅰ型和Ⅳ型胶原、弹力蛋白、层粘连蛋白、纤维结合蛋白等，同时也含有残留的细胞成分(如肌纤蛋白、肌球蛋白、波形蛋白等)以及残余的细胞DNA等。尽管在这些材料中，不存在有核细胞，但是这些残余的细胞成分仍可能导致排斥反应的发生，而且天然衍生材料的可塑性差，不能批量生产。

人工合成多聚物已经有应用于尿道组织工程的研究报道^[21]，人工合成多聚物材料的益处在于可以大批量生产、来源充足、可以根据用途生产满足不同要求的材料，并且合成材料在机械力控制、降解率和微观结构等方面有较好的可重复性，但是合成材料存在生物相容性问题以及降解性问题。理论上，可降解支架最终将降解为二氧化碳和水，目前的材料纯度难以达到预期的要求。此外，由于人工合成材料可以成规模生产，对于材料的三维结构、孔隙率、机械性能及降解性等都在可控范围，且成本低廉，易于推广应用。人工合成支架的缺点在于缺乏细胞外基质蛋白，这些蛋白具有重要的生物学活性，可参与支持细胞的增殖与分化。另外，此类材料往往具有疏水表面，且无相应的信号分子，导致细胞难以黏附在支架材料上，从而无法进入支架材料内部发挥种子细胞的功能^[22]。

利用人工材料及天然材料的优点制作复合材料，是尿道组织工程成功的关键^[23]。人工聚合物材料根据需要可以形成组织的各种结构，控制材料的强度和降解时间，而天然材料(胶原)有利于支持细胞的存活及生长^[24]。Atala等^[25]将单纯胶原支架以及聚羟基乙酸-胶原复合支架种植膀胱上皮细胞，植入神经源性膀胱患者体内，结果表明复合材料支架修复膀胱效果更为满意。该实验采用天然-人工复合材料，制作出一种利于人脂肪干细胞生长、具有良好生物相容性及机械性能的尿道支架，这种尿道组织工程支架的构建方法文献未见报道。

构成支架材料的成分固然重要，制作材料的工艺则决定材料是否能够模拟细胞生长的微环境从而利于组织再生。常规技术很难产生直径小于10 μm的纤维，而天然细胞外基质主要由直径50-500 nm的纤维结构组成，植入的材料要实现组织替代就要尽可能模拟天然细胞外基质的空间结构。使用电纺丝技术制作的材料可以模拟天然脱细胞基质结构和功能，为生长在其内的细胞提供一个三维动态的微环境，后者有助于促进细胞间信号传递、细胞黏附、迁移、生长、分化、程序性细胞死亡、细胞因子调控、生长因子激活以及细胞内信号传递等^[26]。电纺丝技术的原理主要是通过在多聚物溶液相连的针状正极与负极之间产生静电场，当静电场增大超过溶液阳极针尖的表面张力时，多聚物就从阳极向阴极发生喷射现象，形成一种非常纤细的多聚物喷射流，从而形成一种持续的微米级或者纳米级的多聚物纤维，从不同角度进行收集，可以产生不同组成及机械性能的结构^[20^，^27]。

除了支架材料外，要成功进行尿道组织工程构建，种子细胞的作用不可忽视。目前研究证实了细胞种植会减少瘢痕形成，并促进工程化尿道组织的再生及血管化^[21]。应用于尿道组织工程的成体细胞种类有很多，包括口腔黏膜角质细胞^[28]、纤维母细胞^[29]、包皮表皮细胞^[30]、膀胱尿路上皮细胞^[31]、膀胱平滑肌细胞^[32]、网膜细胞^[33]、内皮祖细胞等^[34]。成体细胞可取自自体，无免疫原性是其优点，但成体细胞扩增能力有限，只能有限传代，无自我更新能力，且在缺乏自体组织时无法取材的问题导致其应用有局限性。干细胞具有自我更新、在特定微环境下多向分化的潜能，在组织工程与再生医学领域具有非常重要的地位。干细胞可分为胚胎干细胞、胎儿干细胞以及成体干细胞。在这些干细胞中，胚胎干细胞的分化潜能最大，胎儿干细胞次之，但这两种干细胞都存在伦理学问题，因而限制了应用^[35]。成体干细胞由于安全易获取，并且无伦理学问题，是理想的种子细胞。研究表明人脂肪干细胞可分化为尿路上皮细胞^[11^，^36]、内皮细胞等细胞^[37]，可作为尿道组织工程的种子上皮细胞。脂肪干细胞分布广泛，易于获取，取材创伤小，增殖效率高，并且具有向上皮细胞分化的潜能。虽然骨髓间充质干细胞也能够在体内适合环境下向平滑肌细胞和尿路上皮细胞分化^[38]，但其获取方式创伤性较大，细胞产量低，体外培养扩增时间长，脂肪干细胞恰好克服了这些问题。目前研究已经证实脂肪干细胞能够分泌多种营养因子，可刺激细胞增殖分化。此外，脂肪干细胞分泌的营养因子以及旁分泌效应对于其在再生医学的应用至关重要^[39-40]。

该研究使用组织工程学的方法，以聚乳酸及胶原混合材料为基础，通过电纺丝技术制作材料的外层，在体外构建了携带干细胞的组织工程尿道支架材料，为尿道狭窄及缺损修复提出新的方法。研究最终目的是在体外制作一种组织工程尿道替代物，用于原位尿道植入替代缺损及病变的尿道组织，以期应用于临床。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

脂肪干细胞复合生物可降解材料体外构建组织工程尿道支架

Construction of a tissue-engineered urethral scaffold using adipose-derived stem cells combined with biodegradable materials in vitro

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 3

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	申晋波, 张林. 急性力竭运动导致大鼠跟腱微损伤的超微结构变化及机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1190-1195.
[2]	梁学奇, 郭黎姣, 陈贺捷, 武杰, 孙雅琪, 邢稚坤, 邹海亮, 陈雪玲, 吴向未. 泡状棘球绦虫原头蚴抑制骨髓间充质干细胞向成纤维细胞的分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 996-1001.
[3]	段丽芸, 曹晓沧. 人胎盘间充质干细胞来源细胞外囊泡调节肠炎小鼠肠黏膜胶原的沉积[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1026-1031.
[4]	李黎, 马力. 磁性壳聚糖微球固定化乳糖酶及其酶学性质[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 576-581.
[5]	刘旒, 周箐竹, 龚桌, 刘博言, 杨斌, 赵娴. 胶原/无机材料构建组织工程骨的特点及制造技术[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 607-613.
[6]	徐晓明, 陈艳, 宋倩, 袁露, 顾加明, 张丽娟, 耿洁, 董坚. 人胎盘间充质干细胞凝胶促进SD大鼠放射性皮肤损伤的愈合[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(25): 3976-3980.
[7]	王皓, 陈明学, 李俊康, 罗旭江, 彭礼庆, 李获, 黄波, 田广招, 刘舒云, 眭翔, 黄靖香, 郭全义, 鲁晓波. 脱细胞猪皮基质构建组织工程半月板支架[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3473-3478.
[8]	陈磊, 郑蕊, 杰永生, 綦惠, 孙磊, 舒雄. 脂肪血管基质成分复合骨软骨一体化支架的体外评价[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3487-3492.
[9]	周安琪, 唐渝菲, 吴秉峰, 向琳. 骨膜组织工程设计：共性与个性的结合[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3551-3557.
[10]	郎丽敏, 何生, 姜增誉, 胡奕奕, 张智星, 梁敏茜. 导电复合材料在心肌梗死组织工程治疗领域的应用进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3584-3590.
[11]	陈杰, 廖成成, 赵红波, 赵伟, 陈智威, 王彦. 组织工程尿道支架及其制备技术在尿道重建中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3591-3596.
[12]	刘鋆, 杨龙, 王伟宇, 周玉虎, 吴颖, 卢涛, 舒莉萍, 马敏先, 叶川. 聚3-羟基丁酸酯4-羟基丁酸酯/聚乙二醇/氧化石墨烯组织工程支架的制备和性能评价[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(22): 3466-3472.
[13]	杨莉, 李雪莉, 宋静卉, 禹卉千, 王伟霞. 隐丹参酮抑制模型兔耳增生性瘢痕的作用及机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(20): 3150-3155.
[14]	刘振东, 王瑞, 李小磊, 王静成. 干扰素α-2b抑制瘢痕形成的研究与热点[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(2): 317-321.
[15]	张圣敏, 曹长红, 刘超. 浓缩生长因子负载脂肪干细胞预防SD大鼠双膦酸盐类药物相关性颌骨骨坏死[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(19): 2982-2987.