SD大鼠衰老膝骨关节炎模型的建立及鉴定

doi:10.12307/2026.292

中国组织工程研究 ›› 2026, Vol. 30 ›› Issue (25): 6522-6532.doi: 10.12307/2026.292

• 组织构建实验造模 experimental modeling in tissue construction • 上一篇下一篇

SD大鼠衰老膝骨关节炎模型的建立及鉴定

吴祖贵1，朱月1，李皎1，袁蓉1，吴志伟1，李俊毅2，李聪聪3，申震1，郭英1

1云南中医药大学第三临床医学院/第三附属医院(昆明市中医医院)，云南省昆明市 650500；2河南省洛阳正骨医院，河南省洛阳市 471000；3浙江中医药大学第一附属医院，浙江省杭州市 310000

收稿日期:2025-07-04 修回日期:2025-12-10 出版日期:2026-09-08 发布日期:2026-04-21
通讯作者: 郭英，硕士，主任医师，硕士生导师，云南中医药大学第三临床医学院/第三附属医院(昆明市中医医院)，云南省昆明市 650500 并列通讯作者：申震，博士，主治医师，硕士生导师，云南中医药大学第三临床医学院/第三附属医院(昆明市中医医院)，云南省昆明市 650500
作者简介:吴祖贵，男，1993年生，江西省赣州市人，汉族，博士，博士后，主治医师，硕士生导师，主要从事中医药防治骨关节病的基础研究。
基金资助:
国家自然科学基金项目(82360943)，项目负责人：申震；云南省基础研究专项项目(202501AU070167)，项目负责人：吴祖贵；
云南省科技厅项目-中医联合专项项目(202301AZ070001-094)，项目负责人：郭英；云南省科技厅项目-中医联合专项项目(202101AZ070001-170)，项目参与人：申震；云南省科技厅项目-中医联合专项项目(202301AZ070001-15)，项目负责人：李皎；云南省临床医学中心科研项目(2024YNLCYXZX0293)，项目负责人：吴祖贵

Establishment and validation of a Sprague-Dawley rat model of aging-related knee osteoarthritis

Wu Zugui1, Zhu Yue1, Li Jiao1, Yuan Rong1, Wu Zhiwei1, Li Junyi2, Li Congcong3, Shen Zhen1, Guo Ying1

1Third Clinical College/Third Affiliated Hospital of Yunnan University of Chinese Medicine, Kunming Municipal Hospital of Traditional Chinese Medicine, Kunming 650500, Yunnan Province, China; 2Henan Luoyang Orthopedic Hospital, Luoyang 471000, Henan Province, China; 3First Affiliated Hospital of Zhejiang Chinese Medical University, Hangzhou 310000, Zhejiang Province, China

Received:2025-07-04 Revised:2025-12-10 Online:2026-09-08 Published:2026-04-21
Contact: Guo Ying, MS, Chief physician, Master’s supervisor, Third Clinical College/Third Affiliated Hospital of Yunnan University of Chinese Medicine, Kunming Municipal Hospital of Traditional Chinese Medicine, Kunming 650500, Yunnan Province, China Co-corresponding author: Shen Zhen, PhD, Attending physician, Master’s supervisor, Third Clinical College/Third Affiliated Hospital of Yunnan University of Chinese Medicine, Kunming Municipal Hospital of Traditional Chinese Medicine, Kunming 650500, Yunnan Province, China
About author:Wu Zugui, MD, Attending physician, Master's supervisor, Third Clinical College/Third Affiliated Hospital of Yunnan University of Chinese Medicine, Kunming Municipal Hospital of Traditional Chinese Medicine, Kunming 650500, Yunnan Province, China
Supported by:
National Natural Science Foundation of China, No. 82360943 (to SZ); Yunnan Fundamental Research Project, No. 202501AU070167 (to WZG); Joint Project of Traditional Chinese Medicine of Yunnan Provincial Department of Science and Technology, No. 202301AZ070001-094 (to GY); 202101AZ070001-170 (to SZ); 202301AZ070001-15 (to LJ); Yunnan Provincial Clinical Medical Center Research Project, No. 2024YNLCYXZX0293 (to WZG)

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
衰老：是指生物体随着年龄增长而出现的生理功能衰退，并伴随着多种器官组织慢性损伤积累的生物学过程。衰老的本质是细胞和分子水平的稳态失衡，发生机制复杂，涉及端粒缩短、DNA损伤、蛋白质稳态失调、线粒体功能障碍、基因突变、慢性炎症等。
膝骨关节炎：是一种与衰老相关的膝关节退行性疾病，多见于中老年人群，临床主要表现为疼痛、畸形和关节功能障碍。膝骨关节炎的病理特征包括软骨损伤、骨赘形成、软骨下骨硬化等，软骨损伤是膝骨关节炎的核心病理改变。

背景：膝骨关节炎是衰老相关疾病，衰老与膝骨关节炎的发生发展密切相关，其中软骨细胞衰老在膝骨关节炎的病理进展中发挥关键作用。
目的：建立一种稳定的诱导性SD大鼠衰老膝骨关节炎模型。
方法：①动物实验：将40只SD大鼠随机分4组处理，空白对照组(n=10)不造模，D-半乳糖组(n=10)采用膝关节腔注射D-半乳糖溶液(每周注射1次，连续注射2个月)建立衰老膝骨关节炎模型，前交叉韧带离断组(n=10)采用前交叉韧带离断法建立膝骨关节炎模型，D-半乳糖+前交叉韧带离断组(n=10)前交叉韧带离断1周后膝关节腔注射D-半乳糖溶液(每周注射1次，连续注射2个月)建立衰老膝骨关节炎模型。造模后1周开始，4组大鼠均进行跑步运动，每天30 min，隔天1次。造模后第4，8周，行为学(Lequesne MG评分)检测后取材，进行膝关节滑液中炎症因子水平、膝关节软骨病理形态学、膝关节软骨透射电镜观察与膝关节软骨Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫组化染色检测。②细胞实验：造模后第4，8周，分离提取各组大鼠膝关节软骨细胞，分别进行流式细胞周期、β-半乳糖苷酶染色与γ-H2AX免疫荧光染色检测。
结果与结论：①动物实验：造模后第8周，造模3组大鼠Lequesne MG评分均高于空白对照组(P < 0.05)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组大鼠Lequesne MG评分高于D-半乳糖组、前交叉韧带离断组(P < 0.05)。造模后第4，8周，造模3组膝关节滑液中白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平均高于空白对照组(P < 0.05)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组膝关节滑液中白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平高于D-半乳糖组、前交叉韧带离断组(P < 0.05)。造模后第4，8周的苏木精-伊红、番红固绿染色与透射电镜观察结果显示，D-半乳糖+前交叉韧带离断组软骨损伤与软骨细胞线粒体损伤重于D-半乳糖组、前交叉韧带离断组；造模后第4，8周的免疫组化染色结果显示，空白对照组膝关节软骨中Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达最高，D-半乳糖+前交叉韧带离断组膝关节软骨中Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于D-半乳糖组、前交叉韧带离断组。②细胞实验：造模后第4，8周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组软骨细胞G0/G1期细胞比例高于其他3组(P < 0.05)，S期、G2/M期细胞比例低于其他3组(P < 0.05)；D-半乳糖+前交叉韧带离断组软骨细胞β-半乳糖苷酶染色阳性率、H2AX免疫荧光强度均高于其他3组(P < 0.05)。③结果表明：D-半乳糖+前交叉韧带离断法可建立SD大鼠衰老膝骨关节炎模型，该模型能较好地模拟膝骨关节炎衰老退变的病理状态。

https://orcid.org/0000-0002-0564-0643 (吴祖贵)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 膝骨关节炎, 衰老, 大鼠, 动物模型, 前交叉韧带离断, D-半乳糖, 组织构建

Abstract: BACKGROUND: Knee osteoarthritis is an age-related disease, and aging is closely related to its occurrence and development. Chondrocyte senescence plays a crucial role in the pathological progression of knee osteoarthritis.
OBJECTIVE: To establish a stable induced knee osteoarthritis model in SD rats.
METHODS: (1) Animal experiment: Forty Sprague-Dawley rats were randomly divided into four groups: a blank control group (n=10) without modeling; a D-galactose group (n=10) with intra-articular injection of D-galactose solution (once a week for two months), establishing age-related knee osteoarthritis models; an anterior cruciate ligament transection group (n=10) with anterior cruciate ligament transection, establishing knee osteoarthritis models; and a D-galactose + anterior cruciate ligament transection group (n=10) with intra-articular injection of D-galactose solution (once a week for two months) one week after anterior cruciate ligament transection, establishing age-related knee osteoarthritis models. Starting one week after modeling, all four groups of rats underwent running exercise for 30 minutes daily, every other day. At weeks 4 and 8 post-modeling, after behavioral testing (Lequesne MG score), tissue samples were collected for analysis of inflammatory factor levels in knee synovial fluid, pathological morphology of knee cartilage, transmission electron microscopy observation of knee cartilage, and immunohistochemical staining for type II collagen and aggregates in knee cartilage. (2) Cell experiments: At weeks 4 and 8 post-modeling, knee chondrocytes were isolated and extracted from each group of rats. Flow cytometry was used for cell cycle analysis, β-galactosidase staining, and γ-H2AX immunofluorescence staining.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Animal experiments: At week 8 post-modeling, the Lequesne MG scores of rats in all three modeling groups were higher than those in the blank control group (P < 0.05). The Lequesne MG score of rats in the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group was higher than that of the D-galactose group and the anterior cruciate ligament transection group (P < 0.05). At weeks 4 and 8 post-modeling, the levels of interleukin-1β, interleukin-6, and tumor necrosis factor-α in the synovial fluid of the knee joints in all three modeling groups were higher than those in the blank control group (P < 0.05). The levels of interleukin-1β, interleukin-6, and tumor necrosis factor-α in the synovial fluid of the knee joints in the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group were higher than those in the D-galactose group and the anterior cruciate ligament transection group (P < 0.05). Hematoxylin-eosin and safranin-fast green staining and transmission electron microscopy at weeks 4 and 8 post-modeling showed that cartilage damage and chondrocyte mitochondrial damage were more severe in the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group than in the D-galactose group and the anterior cruciate ligament transection group. Immunohistochemical staining results at weeks 4 and 8 after modeling showed that the expression of type II collagen and proteoglycans in the knee cartilage of the blank control group was the highest, while the expression of type II collagen and proteoglycans in the knee cartilage of the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group was lower than that of the D-galactose group + anterior cruciate ligament transection group. (2) Cell experiments: At weeks 4 and 8 after modeling, the proportion of chondrocytes in the G0/G1 phase of the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group was higher than that of the other three groups (P < 0.05), while the proportion of cells in the S phase and G2/M phase was lower than that of the other three groups (P < 0.05). The positive rate of β-galactosidase staining and the intensity of H2AX immunofluorescence in chondrocytes of the D-galactose + anterior cruciate ligament transection group were both higher than those of the other three groups (P < 0.05). These results indicate that the D-galactose + anterior cruciate ligament transection method can establish an aging knee osteoarthritis model in SD rats, and this model can better simulate the pathological state of aging and degeneration in knee osteoarthritis.

Key words: knee osteoarthritis, aging, rat, animal model, anterior cruciate ligament transection, D-galactose, tissue construction

中图分类号:

吴祖贵, 朱月, 李皎, 袁蓉, 吴志伟, 李俊毅, 李聪聪, 申震, 郭英. SD大鼠衰老膝骨关节炎模型的建立及鉴定[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(25): 6522-6532.

Wu Zugui, Zhu Yue, Li Jiao, Yuan Rong, Wu Zhiwei, Li Junyi, Li Congcong, Shen Zhen, Guo Ying. Establishment and validation of a Sprague-Dawley rat model of aging-related knee osteoarthritis[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2026, 30(25): 6522-6532.

图/表（结果） 7

2.1 实验动物数量分析 40只SD大鼠全部进入结果分析。
2.2 各组大鼠Lequesne MG评分比较造模后第4，8周，各组大鼠Lequesne MG评分比较，见图1。造模后第4周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组Lequesne MG评分高于空白对照组(P均< 0.05)；D-半乳糖+前交叉韧带离断组的Lequesne MG评分高于前交叉韧带离断组(P < 0.05)。造模后第8周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组、D-半乳糖组Lequesne MG评分高于空白对照组(P均< 0.05)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Lequesne MG评分高于前交叉韧带离断组(P < 0.05)，前交叉韧带离断组Lequesne MG评分高于D-半乳糖组(P < 0.05)。
2.3 各组大鼠膝关节滑液中白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平比较造模后第4，8周，各组大鼠膝关节滑液中白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平比较，见图2。造模后第4，8周，与空白对照组比较，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组与D-半乳糖组白细胞介素1β、白细胞介素6、肿瘤坏死因子α水平升高(P < 0.05，P < 0.01)；D-半乳糖+前交叉韧带离断组白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平高于前交叉韧带离断组(P均< 0.01)，前交叉韧带离断组白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平高于D-半乳糖组(P均< 0.01)。
2.4 各组大鼠膝关节软骨组织苏木精-伊红、番红固绿染色结果造模后第4，8周，各组大鼠膝关节软骨苏木精-伊红、番红固绿染色结果，如图3所示。造模后第4周，苏木精-伊红和番红固绿染色显示，空白对照组膝关节软骨表面光滑，浅层及深层均无明显破坏，软骨细胞形态正常、分布均匀且排列规则，软骨细胞数量无异常增多或减少，软骨基质染色均匀；D-半乳糖组膝关节软骨表面光滑，浅层及深层均无明显破坏，软骨细胞形态正常、分布基本均匀且排列基本规则，软骨细胞数量无异常增多或减少，软骨基质染色均匀；前交叉韧带离断组膝关节软骨表面不规则且存在裂隙，浅层有缺损，软骨基质染色较正常减少，软骨细胞分布异常，局部可见软骨细胞数量增多或减少；D-半乳糖+前交叉韧带离断组膝关节软骨表面毛糙，有明显裂隙，基质染色不均匀，潮线不清晰，软骨细胞分布异常，数量明显减少，软骨下骨可见硬化现象。造模后第8周，苏木精-伊红和番红固绿染色显示，空白对照组膝关节软骨表面光滑，浅层及深层均未见软骨破坏，软骨细胞形态正常、分布均匀且排列规则，软骨细胞数量无异常增多或减少，软骨基质染色均匀；D-半乳糖组膝关节软骨表面较光滑，浅层可见轻微的破坏，深层无明显破坏，软骨细胞形态较正常、分布稍均匀、排列稍规则，软骨细胞数量可见局部减少，软骨基质染色稍均匀；前交叉韧带离断组膝关节软骨表面不规则且存在明显裂隙，浅层及深层均可见局部缺损，软骨基质染色明显减少，软骨细胞分布异常，局部可见软骨细胞数量增多或减少；D-半乳糖+前交叉韧带离断组膝关节软骨表面明显毛糙，有明显裂隙，且裂隙到达深层，软骨基质染色不均匀，潮线不清晰，软骨细胞分布异常，数量显著减少，软骨下骨硬化。
造模后第4周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组Mankin评分高于空白对照组(P均< 0.01)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Mankin评分高于前交叉韧带离断组(P < 0.05)，前交叉韧带离断组Mankin评分明显高于D-半乳糖组(P < 0.01)。造模后第8周，D-半乳糖组、D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组Mankin评分高于空白对照组(P均< 0.01)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Mankin评分高于前交叉韧带离断组(P < 0.05)，前交叉韧带离断组Mankin评分明显高于D-半乳糖组(P < 0.01)。
2.5 各组大鼠膝关节软骨Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫组化染色结果造模后第4，8周，各组大鼠膝关节软骨Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫组化染色结果，见图4。免疫组化染色显示，Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖两种蛋白均表达于软骨细胞的细胞质中。造模后第4周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于空白对照组(P均< 0.01)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于前交叉韧带离断组(P均< 0.01)，前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于D-半乳糖组(P均< 0.05)。造模后第8周，D-半乳糖组、D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达均低于空白对照组(P < 0.05，P < 0.01)，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于前交叉韧带离断组(P均< 0.01)，前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖表达低于D-半乳糖组(P均< 0.05)。
2.6 各组大鼠膝关节软骨透射电镜观察结果造模后第4，8周，各组大鼠膝关节软骨透射电镜观察结果，如图5所示。造模后第4周，与空白对照组比较，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组膝关节软骨细胞线粒体损伤明显，D-半乳糖组膝关节软骨细胞线粒体无明显变化。造模后第8周，与空白对照组比较，D-半乳糖组、D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组膝关节软骨细胞的线粒体损伤明显。
2.7 软骨细胞鉴定结果 Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫荧光染色结果显示，软骨细胞的细胞质均着色并呈现红色荧光，细胞核呈现出蓝色，提取的细胞符合软骨细胞的特征，见图6。
2.8 各组软骨细胞流式细胞周期检测结果造模后第4，8周，各组软骨细胞流式细胞周期结果，见图7。造模后第4周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组G0/G1期细胞比例高于空白对照组，S期、G2/M期细胞比例低于空白对照组(P均< 0.01)；D-半乳糖+前交叉韧带离断组G0/G1期细胞比例高于D-半乳糖组，S期细胞比例明于D-半乳糖组(P均< 0.01)。造模后第8周，D-半乳糖组、D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组G0/G1期细胞比例高于空白对照组(P均< 0.01)，S期、G2/M期细胞比例低于空白对照组(P均< 0.01)；D-半乳糖+前交叉韧带离断组G0/G1期细胞比例高于D-半乳糖组(P均< 0.01)，S期、G2/M期细胞比例低于D-半乳糖组(P均< 0.01)；D-半乳糖组G0/G1期细胞比例高于前交叉韧带离断组(P < 0.01)，S期、G2/M期细胞比例低于前交叉韧带离断组(P均< 0.05)。

参考文献

[1] KATZ JN, ARANT KR, LOESER RF. Diagnosis and Treatment of Hip and Knee Osteoarthritis: A Review. JAMA. 2021;325(6):568-578.
[2] ARDEN NK, PERRY TA, BANNURU RR, et al. Non-surgical management of knee osteoarthritis: comparison of ESCEO and OARSI 2019 guidelines. Nat Rev Rheumatol. 2021;17(1):59-66.
[3] FU B, SHEN J, ZOU X, et al. Matrix stiffening promotes chondrocyte senescence and the osteoarthritis development through downregulating HDAC3. Bone Res. 2024;12(1):32.
[4] CAO Y, RUAN J, KANG J, et al. Extracellular Vesicles in Infrapatellar Fat Pad from Osteoarthritis Patients Impair Cartilage Metabolism and Induce Senescence. Adv Sci (Weinh). 2024;11(3):e2303614.
[5] DREVET S, FAVIER B, BRUN E, et al. Mouse Models of Osteoarthritis: A Summary of Models and Outcomes Assessment. Comp Med. 2022;72(1):3-13.
[6] CAI N, WU Y, HUANG Y. Induction of Accelerated Aging in a Mouse Model. Cells. 2022;11(9):1418.
[7] 张伟波,吴丽洁,高原,等.自然衰老致增龄性骨骼肌萎缩SD大鼠模型评价[J].中国老年学杂志,2022,42(22):5570-5574.
[8] SONG X, LIU Y, CHEN S, et al. Knee osteoarthritis: A review of animal models and intervention of traditional Chinese medicine. Animal Model Exp Med. 2024; 7(2):114-126.
[9] ZAKI S, BLAKER CL, LITTLE CB. OA foundations - experimental models of osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2022;30(3):357-380.
[10] 王喆,李瑞生.衰老动物模型的研究进展[J].中国比较医学杂志,2013,23(3): 67-70.
[11] TAORMINA G, FERRANTE F, VIENI S, et al. Longevity: Lesson from Model Organisms. Genes (Basel). 2019;10(7):518.
[12] 尹丹阳,胡怡,史仍飞.动物衰老模型的研究进展[J].实验动物与比较医学, 2023,43(2):156-162.
[13] 杨秋红,赵琛,吴焕淦,等.衰老相关动物模型的应用进展[J].吉林中医药, 2013,33(2):206-207.
[14] HOCHHEISER K, KUEH AJ, GEBHARDT T, et al. CRISPR/Cas9: A tool for immunological research. Eur J Immunol. 2018;48(4):576-583.
[15] MORIWAKI T, ABE S, OSHIMURA M, et al. Transchromosomic technology for genomically humanized animals. Exp Cell Res. 2020;390(2):111914.
[16] LI JH, WEI TT, GUO L, et al. Curcumin protects thymus against D-galactose-induced senescence in mice. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2021;394(2):411-420.
[17] LI XL, XU M, YU F, et al. Effects of D-pinitol on myocardial apoptosis and fibrosis in streptozocin-induced aging-accelerated mice. J Food Biochem. 2021;45(4): e13669.
[18] PENG XM, GAO L, HUO SX, et al. The Mechanism of Memory Enhancement of Acteoside (Verbascoside) in the Senescent Mouse Model Induced by a Combination of D-gal and AlCl3. Phytother Res. 2015;29(8):1137-1144.
[19] ABBAS EY, EZZAT MI, RAMADAN NM, et al. Characterization and anti-aging effects of Opuntia ficus-indica (L.) Miller extracts in a D-galactose-induced skin aging model. Food Funct. 2023;14(7):3107-3125.
[20] LI Y, LIN M, WANG G, et al. Atractylodes macrocephala polysaccharides shield a D-galactose-induced aging model via gut microbiota modulation. Int J Biol Macromol. 2024;281(Pt 1):136205.
[21] 赵凡凡,周玉枝,高丽,等.D-半乳糖致衰老大鼠模型的研究进展[J].药学学报,2017,52(3):347-354.
[22] ALI T, BADSHAH H, KIM TH, et al. Melatonin attenuates D-galactose-induced memory impairment, neuroinflammation and neurodegeneration via RAGE/NF-K B/JNK signaling pathway in aging mouse model. J Pineal Res. 2015;58(1):71-85.
[23] 赵忠胜,陈振沅,黄云梅,等.荣筋拈痛方对膝关节软骨细胞外基质代谢的作用及机制[J].中国组织工程研究,2023,27(28):4448-4455.
[24] GELBER AC. Knee Osteoarthritis. Ann Intern Med. 2024;177(9):ITC129-ITC144.
[25] DU X, LIU ZY, TAO XX, et al. Research Progress on the Pathogenesis of Knee Osteoarthritis. Orthop Surg. 2023;15(9):2213-2224.
[26] WANG S, YANG J, XIANG R, et al. Research and publication trends on knee osteoarthritis and cellular senescence: a bibliometric analysis. Front Physiol. 2023;14:1269338.
[27] XIE J, WANG Y, LU L, et al. Cellular senescence in knee osteoarthritis: molecular mechanisms and therapeutic implications. Ageing Res Rev. 2021;70:101413.
[28] RAHMATI M, NALESSO G, MOBASHERI A, et al. Aging and osteoarthritis: Central role of the extracellular matrix. Ageing Res Rev. 2017;40:20-30.
[29] DIEKMAN BO, LOESER RF. Aging and the emerging role of cellular senescence in osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2024;32(4):365-371.
[30] MASTROGIOVANNI M, MARTÍNEZ-NAVARRO FJ, BOWMAN TV, et al. Inflammation in Development and Aging: Insights from the Zebrafish Model. Int J Mol Sci. 2024; 25(4):2145.
[31] ZHANG S, LI F, ZHOU T, et al. Caenorhabditis elegans as a Useful Model for Studying Aging Mutations. Front Endocrinol (Lausanne). 2020;11:554994.
[32] 刘传铃,王佳贺.衰老相关动物模型研究进展[J].实用老年医学,2018,32(12): 1103-1105,1120.
[33] 陈强威,江涛,唐春萍.动物衰老模型建立与机制的研究进展[J].广东药科大学学报,2018,34(1):119-123.
[34] AZMAN KF, ZAKARIA R. D-Galactose-induced accelerated aging model: an overview. Biogerontology. 2019;20(6):763-782.
[35] 洪晶,张娅俐,闫莎莎,等.D-半乳糖诱导衰老小鼠模型研究进展[J].中国比较医学杂志,2023,33(3):136-142.
[36] BAY-JENSEN AC, MOBASHERI A, THUDIUM CS, et al. Blood and urine biomarkers in osteoarthritis - an update on cartilage associated type II collagen and aggrecan markers. Curr Opin Rheumatol. 2022;34(1):54-60.
[37] GUO Y, GUAN T, SHAFIQ K, et al. Mitochondrial dysfunction in aging. Ageing Res Rev. 2023;88:101955.
[38] OGRODNIK M. Cellular aging beyond cellular senescence: Markers of senescence prior to cell cycle arrest in vitro and in vivo. Aging Cell. 2021;20(4):e13338.
[39] ØVREBØ JI, MA Y, EDGAR BA. Cell growth and the cell cycle: New insights about persistent questions. Bioessays. 2022;44(11):e2200150.
[40] LOZANO-TORRES B, BLANDEZ JF, SANCENÓN F, et al. Chromo-fluorogenic probes for β-galactosidase detection. Anal Bioanal Chem. 2021;413(9):2361-2388.
[41] ITAHANA K, CAMPISI J, DIMRI GP. Methods to detect biomarkers of cellular senescence: the senescence-associated beta-galactosidase assay. Methods Mol Biol. 2007;371:21-31.
[42] YOU L, NEPOVIMOVA E, VALKO M, et al. Mycotoxins and cellular senescence: the impact of oxidative stress, hypoxia, and immunosuppression. Arch Toxicol. 2023;97(2):393-404.

引言

膝骨关节炎是一种好发于中老年人群的慢性关节退行性疾病，主要表现为疼痛、肿胀、关节畸形及功能障碍，给患者的生活质量带来严重影响[1-2]。膝骨关节炎的发病机制尚不明确，对该病发病机制的探索仍是防治膝骨关节炎的重点。研究发现膝骨关节炎是衰老相关疾病，衰老与膝骨关节炎的发生发展密切相关，其中软骨细胞衰老在膝骨关节炎的病理进展中发挥关键作用[3-4]。
疾病动物模型对研究疾病的病理机制至关重要，是开展生物医学研究的重要前提[5-6]。开展生物医学研究的动物模型应该尽量模拟人类疾病的发生机制及其临床表现，此外，造模方法是否简单易行、是否可重复、死亡率及经济性等方面也应该全面考虑[7]。目前膝骨关节炎动物模型的造模方法很多，主要包括Hulth法、前交叉韧带离断法、关节腔注射碘乙酸钠或木瓜蛋白酶、膝关节制动等[8-9]，这些造模方法主要关注软骨退变，并没有关注衰老在膝骨关节炎发病过程中的作用，这给膝骨关节炎研究带来一定的局限性。衰老相关的动物模型主要分为自发性衰老动物模型、诱发性衰老动物模型及转基因动物模型[10-11]。不同的诱导方法具有不同的优缺点，自发性衰老动物模型是较为接近人体自然衰老病理特点的动物模型，但该模型诱导时间长、经济成本高，并且缺乏明确的标准[12-13]；转基因动物模型同样存在经济成本高、操作技术要求高等问题[14-15]。任何动物模型都不能完全复制人类衰老的过程，然而综合考虑经济成本、技术要求及操作的简便性等各方面，诱导性衰老动物模型在生物医学研究中是一种可以考虑的动物模型。
诱导性衰老是目前研究中使用最多的一种衰老模型建立方法，目前使用较多的是皮下注射方法，例如注射D-半乳糖、O3、γ射线辐照、去胸腺等，这些方法建立的模型主要以动物全身多组织器官衰老为特点[16]，但容易忽略某一疾病或某一组织的病变特点。此外，一些诱导方法专注于某一器官衰老而设计，例如以脑衰老而设计的注射AICI3以及SAMP快速衰老大鼠[17-18]。尽管目前关于衰老诱导模型及膝骨关节炎的相关研究均较多，但缺乏诱导性衰老膝骨关节炎的相关动物模型，在一定程度上限制了研究衰老因素在膝骨关节炎的作用机制。在既往研究中，D-半乳糖皮下注射是应用较多的诱导方法[19-20]，然而没有研究将D-半乳糖注射至关节腔，此次研究创新性地将D-半乳糖膝关节腔注射与前交叉韧带离断法联合使用，尝试使用此方法初步建立及鉴定衰老膝关节炎模型，以揭示膝骨关节炎的发病机制，为进一步研究衰老与膝骨关节炎之间的关系以及探索防治膝骨关节炎的方法提供基础。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

材料方法

1.1 设计动物实验+细胞实验。
1.2 时间及地点实验于2024年9月至2025年5月在云南中医药大学实验中心开展。
1.3 材料
1.3.1 实验动物 3月龄雄性SD大鼠40只，SPF级，体质量(280±50) g，购自斯贝福(北京)生物技术有限公司，许可证号：SCXK(京)2024-0001。饲养于云南中医药大学动物实验中心，实验单位使用许可证编号：SYXK(滇)K2022-0004，每笼5只，分笼喂养，饲养环境温度控制在恒温25 ℃，相对湿度在40%-50%。研究方案已通过云南中医药大学动物伦理委员会审查(R-0620245054)，符合《实验动物管理和使用指南》相关要求。
1.3.2 主要试剂和仪器 D-半乳糖(上海麦克林生化科技股份有限公司，D-796635)；衰老相关β-半乳糖苷酶染色试剂盒染色试剂盒(北京索莱宝科技有限公司，G1580)；戊巴比妥钠(北京岚泰化工科技公司，中国)；Ⅱ型胶原抗体(杭州华安生物技术股份公司，PSH06-62)；聚集蛋白聚糖抗体(武汉三鹰生物技术有限公司，68350-1-IG)；γ-H2AX抗体(杭州华安生物技术股份公司，ET1602-2)；流式细胞周期试剂盒(杭州联科生物技术股份公司，CCS012)；DMEM低糖培养基(武汉赛维尔生物科技有限公司，G4515)；胎牛血清(美国Gibco公司，A5256701)；苏木精-伊红染色试剂盒(武汉赛维尔生物科技有限公司，G1005)；番红固绿染色试剂盒(武汉赛维尔生物科技有限公司，G1053)；荧光倒置显微镜(Olympus，型号：BX51)；大鼠跑步轮(天津综科科技有限公司，YLS-15A)；白细胞介素1β ELISA试剂盒(武汉赛维尔生物科技有限公司，GER0003)；白细胞介素6 ELISA试剂盒(武汉赛维尔生物科技有限公司，GER0001)；肿瘤坏死因子α ELISA试剂盒(武汉赛维尔生物科技有限公司，GER0004)；高速冷冻离心机(德国Eppendorf公司，型号：5424)；流式细胞仪(美国贝克曼库尔特有限公司，CytoFLEX)。
1.4 方法
1.4.1 动物实验分组与处理采用随机数字表法将40只SD大鼠随机分为D-半乳糖组、D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组和空白对照组，每组10只。除空白对照组外，其余3组均建立膝骨关节炎模型。从造模后1周开始，4组大鼠在跑步轮上进行运动，跑步速度15 cm/s，每天30 min，隔天1次。
前交叉韧带离断法建立膝骨关节炎模型：腹腔注射2%戊巴比妥钠(30 mg/kg)麻醉后，右膝关节备皮，使用碘伏及体积分数75%乙醇消毒，铺无菌洞巾，使用手术尖刀沿着右膝关节髌骨内侧缘进入，离断前交叉韧带，前抽屉实验阳性视为手术成功。空白对照组只切开皮肤。术后逐层缝合切口并严格消毒，避免感染。术后连续3 d肌注青霉素5×104 U预防感染。

D-半乳糖膝关节腔注射建立衰老膝骨关节炎模型：4组大鼠右膝关节备皮后严格消毒，使用1 mL注射器沿着髌韧带内侧缘及胫骨内侧平台与股骨内髁的间隙进入关节腔，D-半乳糖组大鼠膝关节腔注射D-半乳糖生理盐水溶液1 mL/kg(D-半乳糖质量浓度为100 g/L[21-22])，D-半乳糖+前交叉韧带离断组大鼠前交叉韧带离断1周后膝关节腔注射D-半乳糖生理盐水溶液1 mL/kg(D-半乳糖质量浓度为100 g/L)，前交叉韧带离断组及空白对照组大鼠膝关节腔注射生理盐水1 mL/kg，注射后再次消毒皮肤，避免关节腔注射污染风险。每周注射1次，连续给药2个月。

1.4.2 行为学评估造模后第4，8周，采用Lequesne MG评分评估SD大鼠行为学特征。Lequesne MG评分包含疼痛、步态、关节活动度和关节肿胀度4个方面，总分16分。将大鼠置于宽阔平整的地面，观察膝关节肿胀程度，使用棉签刺激大鼠膝关节处，观察大鼠对疼痛的刺激反应；在宽阔平整的地面上驱赶SD大鼠，观察大鼠步态是否异常及关节活动度。Lequesne MG评分标准见表1。

1.4.3 取材造模后第4，8周，行为学评估完成后，每个时间点每组随机取5只大鼠，腹腔注射过量2%戊巴比妥钠(30mg/kg)麻醉后处死，采集右膝关节滑液，用于炎症因子水平检测；分离右膝关节软骨组织，用于苏木精-伊红染色、番红固绿染色、免疫组化染色与透射电镜观察；分离膝关节股骨髁软骨，用于提取软骨细胞。
1.4.4 ELISA检测膝关节滑液中炎症因子水平使用ELISA试剂盒检测炎症因子白细胞介素1β、白细胞介素6和肿瘤坏死因子α水平。按照ELISA试剂盒说明书的操作步骤，分别计入标准品和待测样品，根据标准品浓度绘制标准曲线，根据标准曲线方程计算样品的实际浓度。

1.4.5 膝关节软骨苏木精-伊红染色、番红固绿染色将膝关节软骨组织置于40 g/L多聚甲醛中固定72 h，置于EDTA慢脱钙液脱钙6周后进行包埋和切片(厚度4 μm)，分别进行苏木精-伊红染色及番红固绿染色，在显微镜下拍照观察。对膝关节软骨进行Mankin评分(0-14分)，分数越高表明软骨破坏越严重。Mankin评分的标准见表2。

1.4.6 膝关节软骨Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫组化染色膝关节软骨组织石蜡切片脱蜡至水，二甲苯浸泡20 min，梯度乙醇浸泡30 min，经过抗原修复液处理后蒸馏水清洗，使用过氧化氢封闭内源性过氧化物酶，5%牛血清白蛋白封闭1 h，分别孵育一抗(Ⅱ型胶原抗体及聚集蛋白聚糖抗体，稀释比例均为1∶1 000)、二抗(稀释比例为1∶5 000)，DAB显色，苏木精复染，封固后在显微镜下拍照观察，利用Image J 软件分析平均吸光度值。
1.4.7 膝关节软骨透射电镜观察修剪膝关节样本后，取下大小约1 mm×1 mm大小的软骨块，使用电镜固定液固定后进行包埋和切片，调整透射电镜参数后进行拍照观察。
1.4.8 软骨细胞的分离提取与鉴定采用Ⅱ型胶原酶消化法分离提取各组软骨细胞[23]。使用含体积分数10%胎牛血清的DMEM培养基培养软骨细胞，传至P2代后进行相关检测。
软骨细胞的鉴定：采用Ⅱ型胶原及聚集蛋白聚糖免疫荧光染色鉴定软骨细胞。将P2代软骨细胞按照5×107 L-1的细胞浓度接种于24孔板中，每孔1mL，40 g/L多聚甲醛固定30min后，弃去多聚甲醛固定液，用PBS漂洗3次，加入0.1%TritonX-100孵育20 min、5%牛血清白蛋白封闭1h，在4 ℃条件下过夜孵育一抗(Ⅱ型胶原及聚集蛋白聚糖抗体稀释比例均为1∶500)，回收一抗后使用二抗(稀释比例为1∶200)孵育30 min，干燥后封固，在荧光显微镜下拍照观察。
1.4.9 软骨细胞相关检测
流式细胞周期：将各组P2代软骨细胞按照1×108 L-1的细胞浓度铺板于6孔板中，每孔2 mL，观察细胞生长融合80%-90%时，消化离心后收集软骨细胞，加入1 mL DNA Staining solution 试剂和10 μL Permeabilization solution试剂，涡旋振荡后避光孵育
30 min，上机检测细胞周期，并分析G0/G1、S、G2/M 期软骨细胞比例。
β-半乳糖苷酶染色：将各组P2代软骨细胞按照1×108 L-1的细胞浓度铺板于6孔板中，每孔2 mL，观察细胞生长融合80%-90%时用PBS漂洗细胞，使用β-半乳糖苷酶固定液固定30 min，弃去固定液，加入β-半乳糖苷酶染色工作液在37 ℃下孵育过夜，用PBS洗涤样本后在显微镜下拍照观察，利用Image J 软件分析平均吸光度值。
γ-H2AX免疫荧光染色：将各组P2代软骨细胞按照5×107 L-1的细胞浓度铺板于24孔板中，每孔1 mL，观察细胞生长融合80%-90%时用40 g/L多聚甲醛固定30 min，加入TritonX-100孵育30 min，使用5%牛血清白蛋白封闭1 h，加入γ-H2AX一抗(稀释比例1∶1 000)孵育过夜，PBS洗涤后加入二抗(稀释比例为1∶200)在室温条件下孵育1 h，滴加含DAPI的抗荧光猝灭封固剂，在荧光显微镜下观察，使用Image J软件分析荧光强度。
1.5 主要观察指标各组大鼠行为学、膝关节滑液中炎症因子水平、膝关节软骨病理形态学、膝关节软骨透射电镜观察与膝关节软骨Ⅱ型胶原、聚集蛋白聚糖免疫组化染色检测结果，各组软骨细胞流式细胞周期、β-半乳糖苷酶染色与γ-H2AX免疫荧光染色检测结果。
1.6 统计学分析采用SPSS 25.0进行统计分析。先进行正态分布检验，符合正态分布的计量资料采用x±s描述，不符合的使用四分位法进行描述。组间数据比较均采用One-way ANOVA检验，若方差齐则采用LSD法，若方差不齐则采用Games-Howell
法。以P < 0.05为差异有显著性意义。该文统计学方法已经云南中医药大学生物统计学专家审核。

讨论

膝骨关节炎的发病机制复杂，涉及机械应力、代谢异常、炎症反应和遗传因素等多方面的相互作用[24-25]。既往研究发现衰老与膝骨关节炎的病理进展相关，而衰老是一个复杂的生物学过程，涉及基因改变、端粒缩短、表观遗传学改变、蛋白质稳态丧失、线粒体功能障碍、细胞衰老以及细胞间通讯改变等多个方面[26-27]，因此，在研究膝骨关节炎时考虑衰老因素是至关重要的。细胞衰老作为衰老的重要标志之一，在膝骨关节炎的发生和发展中扮演着关键角色[27]。随着年龄的增长，软骨细胞逐渐出现衰老相关表型，例如细胞形态增大、端粒缩短、p16、p21和p53等衰老基因表达上调以及活性氧水平升高等，这些变化导致软骨细胞功能下降并诱发细胞外基质降解，进而促进膝骨关节炎的发生和发展[28-29]。然而，在目前的膝骨关节炎动物模型中，大多数模型主要关注关节炎症和退化，而对衰老这一重要因素未充分考虑，相关的动物模型也未完善。
诱导衰老的动物模型可以选择的物种较多，例如小型鱼类、线虫、小鼠、大鼠、沙鼠、果蝇等，均可以成为衰老模型的选择物种[30-31]。衰老动物模型的造模方法也较多，包括自发性衰老动物模型、诱发性衰老动物模型、转基因衰老动物模型，其中自发性衰老动物模型包括SAM快速老化型小鼠与自然衰老动物模型，诱发性衰老动物模型包括D-半乳糖、O3、辐照γ射线、胸腺去除、环境刺激等诱发因素，转基因衰老动物模型包括多种衰老相关基因敲除诱导产生的衰老模型，例如GLuT4、ATP、CRH knockout小鼠、Sod2杂合子小鼠等[10，13，32-33]。此次研究使用的是诱发性方法建立衰老动物模型，使用目前应用较广泛的D-半乳糖作为诱导剂。D-半乳糖是一种还原单糖，当D-半乳糖过量时会产生活性氧及晚期糖基化终产物，而晚期糖基化终产物会作用于晚期糖基化终产物受体，诱发氧化应激及线粒体功能障碍等一系列反应[34-35]。相关研究发现，D-半乳糖诱导衰老的作用机制主要与氧化应激、线粒体功能障碍、炎症反应、免疫衰退、端粒缩短、代谢障碍等相关[34-35]。
此次研究采用苏木精-伊红染色、番红固绿染色及Mankin评分评估了软骨损伤情况，透射电镜观察了软骨组织中线粒体的形态改变，行为学评估了模型大鼠的疼痛及功能障碍情况。造模后第4周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、前交叉韧带离断组软骨损伤较显著，行为学评估显示疼痛及功能障碍明显，符合膝骨关节炎软骨退变的特征，而D-半乳糖组软骨损伤、疼痛及功能障碍情况均不明显。造模后第8周，D-半乳糖组出现了膝关节软骨破坏，而D-半乳糖+前交叉韧带离断组软骨破坏最严重，行为学评估显示疼痛及功能障碍显著，具有显著的膝骨关节炎软骨退变特征。Ⅱ型胶原和聚集蛋白聚糖是软骨组织中的主要成分，也是软骨细胞合成代谢的关键指标，其纤维结构可以维持软骨组织的稳定，而Ⅱ型胶原和聚集蛋白聚糖的丢失会促进膝骨关节炎的进展，它们在软骨中的表达水平与膝骨关节炎严重程度呈正相关[36]。Ⅱ型胶原和聚集蛋白聚糖免疫组化染色结果显示，造模后第8周，D-半乳糖可以促使膝关节软骨Ⅱ型胶原和聚集蛋白聚糖降低，D-半乳糖+前交叉韧带离断组Ⅱ型胶原和聚集蛋白聚糖丢失最严重。线粒体是一种广泛存在于真核细胞中的亚细胞器，它与其他亚细胞器之间精密联系并相互作用是维持细胞功能的基础。研究发现，线粒体功能障碍是细胞衰老的重要特征，可以表现为线粒体呼吸链复合物活性降低、ATP 生成减少、线粒体膜电位下降、活性氧增加及mtDNA 损伤改变，在线粒体形态方面会表现出线粒体结构破坏[37]。透射电镜观察结果显示，造模后第8周，D-半乳糖损伤了软骨细胞线粒体结构，线粒体嵴破坏严重，D-半乳糖+前交叉韧带离断组线粒体结构破坏最为明显。
此次研究采用软骨细胞周期、β-半乳糖苷酶染色、γ-H2AX免疫荧光染色等技术鉴定软骨细胞衰老情况。细胞衰老的本质是一种细胞周期停滞状态，并且主要停滞于G1期或S期，细胞周期停滞是细胞衰老的核心特征，它主要依赖于p53/p21通路及p16/Rb通路[38]。在细胞衰老的调控过程中，细胞周期蛋白及细胞周期蛋白激酶抑制剂是关键的调控因子，二者的平衡对细胞周期调控具有重要意义[39]。此次研究对软骨细胞的细胞周期进行了相关检测，结果发现造模第8周提取的软骨细胞，D-半乳糖组发生了细胞周期阻滞，其中G0/G1期细胞比例升高，S期、G2/M期细胞比例下降，而D-半乳糖+前交叉韧带离断组细胞周期阻滞最为显著，表明软骨细胞具有典型的衰老特征。β-半乳糖苷酶是一种溶酶体水解酶，属于糖苷水解酶家族，它的功能是催化β-半乳糖苷键的水解[40]。β-半乳糖苷酶的活性升高被认为是细胞衰老的重要标志之一，β-半乳糖苷酶的活性与细胞衰老呈正相关[41]。H2AX是细胞响应DNA双链断裂的关键分子标志物，存在于真核生物染色质中，当DNA发生双链断裂时，ATM/ATR/DNA-PK等激酶迅速磷酸化H2AX的C端Ser139并形成磷酸化γ-H2AX，磷酸化γ-H2AX是DNA损伤修复的重要标志，组蛋白H2AX磷酸化会触发p53/p21通路及p16/Rb通路并导致细胞衰老[42]。此次研究对软骨细胞进行β-半乳糖苷酶染色及γ-H2AX免疫荧光染色，造模第8周，D-半乳糖+前交叉韧带离断组、D-半乳糖组软骨细胞β-半乳糖苷酶染色阳性率及γ-H2AX相对荧光强度显著高于空白组，表明D-半乳糖结合前交叉韧带离断法诱导衰老膝骨关节炎模型是可行的。
总体而言，此次研究使用D-半乳糖膝关节腔注射联合前交叉韧带离断初步构建了SD大鼠衰老膝骨关节炎模型，该模型能较好地模拟膝骨关节炎衰老退变病理状态，为膝骨关节炎的衰老退变相关研究奠定了基础并提供了可用的模型制备方法，对于未来开展膝骨关节炎的相关研究具有重要意义。在未来的膝骨关节炎相关研究中，应该充分考虑到不同因素对膝骨关节炎产生的影响，因此，在膝骨关节炎模型的选择方面也应该充分考虑不同因素的作用，开展相关研究时需要根据研究条件和研究目的选择合适的造模方法和动物模型。
该研究的局限性：①基于D-半乳糖注射可以诱导衰老的基础上，此次研究创新性地将D-半乳糖注射至膝关节腔并结合前交叉韧带离断法初步建立衰老膝骨关节炎模型。由于使用联合诱导方法建立衰老膝骨关节炎模型，在一定程度上并未完全模拟人类膝骨关节炎的慢性退变过程，自然衰老模型可能更符合膝骨关节炎的慢性退变过程，但自然衰老模型的建立周期较长，经济成本与时间成本也较高，同时转基因衰老模型的技术要求与经济成本高，因此在开展研究中存在较明显限制。此次研究初步建立的衰老膝骨关节炎模型对于开展相关研究仍然具有一定的实用性和优势，未来仍需要进一步完善该模型。②研究分别在造模后第4周和第8周对模型进行鉴定，尽管在第8周的时间点发现了衰老膝骨关节炎模型的特点，但更长期的研究仍然是有必要的，进行长期的观察能更好地探索出衰老膝骨关节炎模型建立的更佳时间以及进一步优化造模方法。③考虑到时间及经济成本等综合因素，此次研究仅进行了诱导性衰老膝骨关节炎模型的建立及鉴定，未与自然衰老模型、转基因衰老模型进行综合对比，未来应扩大研究范围，同时对比不同衰老模型的差异，以期为基础研究提供更佳的衰老膝骨关节炎模型。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

SD大鼠衰老膝骨关节炎模型的建立及鉴定

Establishment and validation of a Sprague-Dawley rat model of aging-related knee osteoarthritis

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 7

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	杨利霞, 刁立琴, 李华, 冯亚婵, 刘鑫, 于月欣, 窦茜茜, 谷辉峰, 徐兰举. 重组Ⅲ型人源化胶原蛋白改善大鼠光老化皮肤的调控机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1988-2000.
[2]	叶倩倩, 潘杭, 田川, 朱向情, 叶丽, 赵晓娟, 舒莉萍, 潘兴华. 高活性脐带间充质干细胞对衰老树鼩胸腺结构和功能的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1720-1729.
[3]	潘冬, 杨加玲, 田卫, 王东济, 朱政, 马文超, 刘娜, 付常喜. 抗阻运动激活衰老大鼠骨骼肌卫星细胞：脂联素受体1途径的作用[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1736-1746.
[4]	陈驹, 郑锦畅, 梁振, 黄成硕, 林颢, 曾莉. β-石竹烯对小鼠膝骨关节炎的作用及机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1341-1347.
[5]	温广伟, 甄颖豪, 郑泰铿, 周淑怡, 莫国业, 周腾鹏, 李海山, 赖以毅. 异银杏素对破骨细胞分化的影响和机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1348-1358.
[6]	李林臻, 焦泓焯, 陈伟南, 张铭哲, 王建龙, 张君涛. 淫羊藿苷含药血清对脂多糖诱导人软骨细胞炎症损伤的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1368-1374.
[7]	张海文, 张贤, 许太川, 李超. 衰老在骨质疏松领域研究现状及趋势的文献可视化分析[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1580-1591.
[8]	吕晓凡, 黄懿, 丁留成. 糖尿病膀胱病的线粒体机制与干预治疗[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1508-1515.
[9]	刘欢, 曾少鹏, 陈珺, 贺琳茜, 杨迎, 章京. 衰老相关的葡萄糖代谢失调：癌症和神经退行性疾病的十字路口[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1527-1538.
[10]	曹新燕, 于子夫, 冷晓轩, 高世爱, 陈金慧, 刘西花. 重复经颅磁刺激和经颅直流电刺激对脑瘫患儿运动功能及步态影响的网状Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1539-1548.
[11]	郭英, 田峰, 王春芳. 类风湿关节炎潜在药物靶点：来自欧洲数据库的大样本分析[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1549-1557.
[12]	潘鸿飞, 庄圳冰, 徐白云, 杨章阳, 林恺瑞, 詹冰晴, 蓝靖涵, 高恒, 张南波, 林家煜. 不同浓度金诺芬抑制M1型巨噬细胞功能及修复糖尿病小鼠伤口的价值[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1390-1397.
[13]	彭志伟, 陈雷, 佟磊. 木犀草素促进糖尿病小鼠创面愈合的作用与机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1398-1406.
[14]	赖家铭, 宋玉玲, 陈梓曦, 魏镜桓, 蔡浩, 李国权, . 放射性心脏损伤小鼠内皮细胞衰老的诊断标志物筛选及免疫浸润分析[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1450-1463.
[15]	侯超文, 李兆进, 孔健达, 张树立. 骨骼肌衰老主要生理变化及运动的多机制调控作用[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1464-1475.