芳香化酶和雌激素相关受体在人骨髓间充质干细胞中的表达

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.36.004

中国组织工程研究 ›› 2015, Vol. 19 ›› Issue (36): 5758-5763.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2015.36.004

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芳香化酶和雌激素相关受体在人骨髓间充质干细胞中的表达

魏秋实^1，2，陈镇秋^1，3，何伟^1，3，邓伟民²，王海彬^1，3，黄世金³，郭承³

1广州中医药大学第一附属医院骨科，广东省广州市 510407； 2解放军广州军区广州总医院康复科博士后科研工作站，广东省广州市 510010； 3广州中医药大学国家重点学科中医骨伤科实验室，广东省广州市 510405

出版日期:2015-09-03 发布日期:2015-09-03
通讯作者: 何伟，主任医师，教授，博士生导师，广州中医药大学第一附属医院骨科，广东省广州市 510407；广州中医药大学国家重点学科中医骨伤科实验室，广东省广州市 510405
作者简介:魏秋实，男，1982年生，辽宁省沈阳市人，蒙古族，2012年广州中医药大学毕业，博士，博士后，主要从事股骨头坏死和骨质疏松症发病机制方面的研究。
基金资助:
国家自然科学基金青年科学基金项目(81302994) 《补肾药通过TAZ与经典Wnt通路crosstalk调控肾虚型骨髓基质干细胞成骨能力的机制》；国家自然科学基金面上项目(81473697) 《不同证型股骨头坏死与MRI、病理及分子分型相互关系的探讨研究》；广东省自然科学基金博士启动项目(S2013040014927) 《补肾药靶向TAZ/β-catenin调控肾虚型BMSCs成骨分化的实验研究》

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

Expression of aromatase and estrogen-related receptors in human bone marrow mesenchymal stem cells

Wei Qiu-shi^{1, 2}, Chen Zhen-qiu^{1, 3}, He Wei^{1, 3}, Deng Wei-min², Wang Hai-bin^{1, 3}, Huang Shi-jin³, Guo Cheng³

1Department of Orthopedics, First Affiliated Hospital of Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine, Guangzhou 510407, Guangdong Province, China; 2Postdoctoral Station of Rehabilitation Department, General Hospital of Guangzhou Military Command of Chinese PLA, Guangzhou 510010, Guangdong Province, China; 3Key Laboratory of Osteology and Traumatology of TCM, National Key Disciplines, Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine, Guangzhou 510405, Guangdong Province, China

Online:2015-09-03 Published:2015-09-03
Contact: He Wei, Chief physician, Professor, Doctoral supervisor, Department of Orthopedics, First Affiliated Hospital of Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine, Guangzhou 510407, Guangdong Province, China; Key Laboratory of Osteology and Traumatology of TCM, National Key Disciplines, Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine, Guangzhou 510405, Guangdong Province, China
About author:Wei Qiu-shi, M.D., Department of Orthopedics, First Affiliated Hospital of Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine, Guangzhou 510407, Guangdong Province, China; Postdoctoral Station of Rehabilitation Department, General Hospital of Guangzhou Military Command of Chinese PLA, Guangzhou 510010, Guangdong Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 81302994 and 81473697; the Natural Science Foundation of Guangdong Province, No. S2013040014927

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

摘要/Abstract

摘要：

背景：骨髓间充质干细胞中可能存在芳香化酶和雌激素受体相互作用的雌激素信号途径，调控骨髓间充质干细胞生物活性。

目的：观察成人骨髓间充质干细胞成骨诱导分化过程中芳香化酶和雌激素相关受体的表达。

方法：将骨髓间充质干细胞分为单纯培养组和成骨诱导组，分别用低糖DMEM完全培养基和成骨诱导分化完全培养基培养，MTT检测细胞增殖能力，茜素红染色观察成骨矿化能力，qPCR和Western blot检测芳香化酶、雌激素受体α、雌激素受体β和雌激素受体相关受体α mRNA和蛋白表达，ELISA检测细胞上清液和裂解液中雌二醇水平。

结果与结论：培养72 h，成骨诱导组增殖能力最强；培养21 d，成骨诱导组茜素红染色显示大量钙沉积；qPCR和Western blot结果显示成骨诱导组能促进芳香化酶和雌激素受体α mRNA和蛋白表达，抑制雌激素受体相关受体α mRNA和蛋白表达，成骨诱导组雌激素受体β mRNA和蛋白表达与单纯培养组无差异；ELISA结果显示成骨诱导组上清液中雌二醇水平高于裂解液及单纯培养组上清液中雌二醇水平。结果表明成人骨髓间充质干细胞及成骨诱导分化后能表达芳香化酶、雌激素受体α、雌激素受体β和雌激素受体相关受体α，亦能自身合成和分泌雌激素，由此产生的雌激素可能是通过相关受体对骨髓间充质干细胞成骨分化发挥作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 干细胞, 骨髓干细胞, 芳香化酶, 骨髓间充质干细胞, 成骨诱导分化, 雌激素受体, 雌激素相关受体, 骨代谢疾病, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Estrogen signaling pathway for interaction between aromatase and estrogen-related receptor may exist in bone marrow mesenchymal stem cells, which is used for regulating biological activity of bone marrow mesenchymal stem cells.

OBJECTIVE: To observe the expression of aromatase and estrogen-related receptors in adult bone marrow mesenchymal stem cells during osteogenic differentiation.

METHODS: Bone marrow mesenchymal stem cells were respectively cultured in low-glucose DMEM medium (control group) and osteogenic induction medium (induction group). Cell proliferation and calcium deposition were determined by MTT assay and alizarin red staining, respectively. The expression of aromatase, estrogen receptor α, estrogen receptor β, and estrogen-related receptor α during osteogenic differentiation were determined by real-time PCR and western blot analysis. Estradiol levels in supernatants and lysates were detected by ELISA method.

RESULTS AND CONCLUSION: In the induction group, the proliferation ability of bone marrow mesenchymal stem cells was the strongest at 72 hours of culture; while there were a great amount of calcium nodules formed at 21 days of culture. Results from PCR and western blot assay showed that the expression of aromatase and estrogen receptor α was improved in the induction group, but the expression of estrogen-related receptor α was inhibited. There was no difference in the expression of estrogen receptor β between the two groups. ELISA results indicated that the level of estradiol in the supernatant of induction group was the highest. These findings indicate that aromatase, estrogen receptor α, estrogen receptor β and estrogen-related receptor α are all involved in osteogenesis of bone marrow mesenchymal stem cells. Moreover, estradiol can be synthesized and secreted in bone marrow mesenchymal stem cells, and most likely, promote the osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells by related receptor pathway.

Key words: Bone Marrow, Mesenchymal Stem Cells, Receptors, Estrogen, Cell Differentiation

中图分类号:

R394.2

魏秋实，陈镇秋，何伟，邓伟民，王海彬，黄世金，郭承. 芳香化酶和雌激素相关受体在人骨髓间充质干细胞中的表达[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(36): 5758-5763.

Wei Qiu-shi, Chen Zhen-qiu, He Wei, Deng Wei-min, Wang Hai-bin, Huang Shi-jin, Guo Cheng. Expression of aromatase and estrogen-related receptors in human bone marrow mesenchymal stem cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(36): 5758-5763.

图/表（结果） 3

参考文献

[1] Fan JZ, Yang L, Meng GL, et al. Estrogen improves the proliferation and differentiation of hBMSCs derived from postmenopausal osteoporosis through notch signaling pathway. Mol Cell Biochem. 2014;392(1-2):85-93.

[2] Lv H, Che T, Tang X, et al. Puerarin enhances proliferation and osteoblastic differentiation of human bone marrow stromal cells via a nitric oxide/cyclic guanosine monophosphate signaling pathway. Mol Med Rep. 2015;12(2): 2283-2290.

[3] Perez EA, Weilbaecher K. Aromatase inhibitors and bone loss. Oncology (Williston Park). 2006;20(9):1029-1039.

[4] Riancho JA, Sañudo C, Valero C, et al. Association of the aromatase gene alleles with BMD: epidemiological and functional evidence. J Bone Miner Res. 2009;24(10): 1709-1718.

[5] Riancho JA, Zarrabeitia MT, Valero C, et al. A gene-to-gene interaction between aromatase and estrogen receptors influences bone mineral density. Eur J Endocrinol. 2006; 155(1): 53-59.

[6] 王俊玲,黄思敏,魏秋实,等.大鼠骨髓间充质干细胞及不同组织中17β-雌二醇的表达情况[J]. 实用医学杂志, 2015, 31(6):905-907.

[7] Shoukry A, Shalaby SM, Etewa RL, et al. Association of estrogen receptor β and estrogen-related receptor α gene polymorphisms with bone mineral density in postmenopausal women. Mol Cell Biochem. 2015;405(1-2):23-31.

[8] Li L, Yao XL, He XL, et al. Role of mechanical strain and estrogen in modulating osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells (MSCs) from normal and ovariectomized rats. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 2013; Suppl 59:OL1889-1893.

[9] Zhou S, Zilberman Y, Wassermann K, et al. Estrogen modulates estrogen receptor alpha and beta expression, osteogenic activity, and apoptosis in mesenchymal stem cells (MSCs) of osteoporotic mice. J Cell Biochem Suppl. 2001; Suppl 36:144-155.

[10] Francis WR, Owens SE, Wilde C, et al. The temporal expression of estrogen receptor alpha-36 and runx2 in human bone marrow derived stromal cells during osteogenesis. Biochem Biophys Res Commun. 2014;453(3):552-556.

[11] Bonnelye E, Aubin JE. Estrogen receptor-related receptor alpha: a mediator of estrogen response in bone. J Clin Endocrinol Metab. 2005;90(5):3115-3121.

[12] Bonnelye E, Laurin N, Jurdic P, et al. Estrogen receptor-related receptor-alpha (ERR-alpha) is dysregulated in inflammatory arthritis. Rheumatology (Oxford). 2008;47(12):1785-1791.

[13] Cai C, Yuan GJ, Huang Y, et al. Estrogen-related receptor α is involved in the osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells isolated from human periodontal ligaments. Int J Mol Med. 2013;31(5):1195-1201.

[14] Bonnelye E, Aubin JE. Differential expression of estrogen receptor-related receptor alpha and estrogen receptors alpha and beta in osteoblasts in vivo and in vitro. J Bone Miner Res. 2002;17(8):1392-1400.

[15] Ai N, Krasowski MD, Welsh WJ, et al. Understanding nuclear receptors using computational methods. Drug Discov Today. 2009;14(9-10):486-494.

[16] Seals DR, Jablonski KL, Donato AJ. Aging and vascular endothelial function in humans. Clin Sci (Lond). 2011;20(9): 357-375.

[17] Luo D, Liu Y, Zhou Y, et al. Association between dietary phytoestrogen intake and bone mineral density varied with estrogen receptor alpha gene polymorphisms in southern Chinese postmenopausal women. Food Funct. 2015;6(6): 1977-1983.

[18] Bojar I, Gujski M, Raczkiewicz D, et al. Estrogen receptor alpha polymorphisms, estradiol level, and occurrence of atherosclerosis risk factors in healthy postmenopausal women. Med Sci Monit. 2015;21:970-979.

[19] Kurt O, Yilmaz-Aydogan H, Uyar M, et al. Evaluation of ERα and VDR gene polymorphisms in relation to bone mineral density in Turkish postmenopausal women. Mol Biol Rep. 2012;39(6):6723-6730.

[20] Erdogan MO, Y?ld?z H, Artan S, et al. Association of estrogen receptor alpha and collagen type I alpha 1 gene polymorphisms with bone mineral density in postmenopausal women. Osteoporos Int. 2011;22(4):1219-1225.

[21] Ikeda K, Tsukui T, Horie-Inoue K, et al. Conditional expression of constitutively active estrogen receptor α in osteoblasts increases bone mineral density in mice. FEBS Lett. 2011; 585(9):1303-1309.

[22] Vanderschueren D, Laurent MR, Claessens F, et al. Sex steroid actions in male bone. Endocr Rev. 2014;35(6):906-960.

[23] He YX, Liu Z, Pan XH, et al. Deletion of estrogen receptor beta accelerates early stage of bone healing in a mouse osteotomy model. Osteoporos Int. 2012;23(1):377-389.

[24] Auld KL, Berasi SP, Liu Y, et al. Estrogen-related receptor α regulates osteoblast differentiation via Wnt/β-catenin signaling. J Mol Endocrinol. 2012;48(2):177-191.

[25] Delhon I, Gutzwiller S, Morvan F, et al. Absence of estrogen receptor-related-alpha increases osteoblastic differentiation and cancellous bone mineral density. Endocrinology. 2009; 150(10):4463-4472.

[26] Teyssier C, Gallet M, Rabier B, et al. Absence of ERRalpha in female mice confers resistance to bone loss induced by age or estrogen-deficiency. PLoS One. 2009;4(11):e7942.

[27] Wang BL, Sun W, Shi ZC, et al. Decreased proliferation of mesenchymal stem cells in corticosteroid-induced osteonecrosis of femoral head. Orthopedics. 2008;31(5):444.

[28] Sheng H, Sheng CJ, Cheng XY, et al. Pathomorphological changes of bone marrow adipocytes in process of steroid-associated osteonecrosis. Int J Clin Exp Pathol. 2013; 6(6):1046-1050.

引言

材料方法

1.1 设计细胞学水平体外观察实验。

1.2 时间及地点于2014年5月至2015年3月在广州中医药大学中医骨伤科学重点实验室完成。

1.3 材料第2代成人骨髓间充质干细胞购于广州赛业公司(免疫表型抗体CD29、CD105、CD73、CD44、CD45、CD14、CD11b、HLA-DR的阳性表达率分别为98.94%、91.75%、99.95%、99.97%、0.95%、1.20%、0.99%、0.87%)。

骨髓间充质干细胞实验所用主要试剂及仪器：
试剂及仪器	来源
L-DMEM培养基、胎牛血清、0.25%胰酶、 L-谷氨酰胺、青链霉素	GIBCO公司
地塞米松、抗坏血酸、β-甘油磷酸钠、MTT	Sigma公司
茜素红S	Aladdin公司
PCR引物合成	上海英潍捷基公司
SYBR^® Premix Ex Taq^TM	TaKaRa公司
鼠抗AROM	Abcam公司
鼠抗ERα、兔抗ERβ、兔抗ERRα	Santa Cruz公司
人雌二醇(E2)ELISA试剂盒	CUSABIO BIOTECH公司
酶标仪	Thermo公司
SIGMA-3K15离心机	Sigma公司
荧光倒置相差显微镜	Leica公司
实时荧光定量PCR仪、微型垂直电泳仪	BIO-RAD公司

1.4 实验方法

1.4.1 成人骨髓间充质干细胞培养和传代骨髓间充质干细胞用含有体积分数为10%胎牛血清的低糖DMEM培养基，放入37 ℃、体积分数为5%CO₂培养箱中培养。第3天首次换液，弃悬浮细胞。当细胞长满瓶底90%后，以0.25%胰蛋白酶消化按1︰2比例传代。以后每7-9 d传代1次，分瓶培养。生长良好的骨髓间充质干细胞呈长梭形，贴壁生长。培养7 d后用于各种检测。

1.4.2 成骨诱导分化取第3代骨髓间充质干细胞消化后接种于6孔板中，待细胞生长达到80%左右融合时，其中3孔每孔加入2 mL成骨诱导分化完全培养基(低糖DMEM，体积分数为10%胎牛血清，10^-⁸ mol/L地塞米松，10^-² mol/L β-甘油磷酸，50 mg/L抗坏血酸)，剩余3孔细胞加入等量低糖DMEM完全培养基正常培养。每隔2 d换液1次，培养至第21天细胞进行茜素红S染色。

1.4.3 茜素红S染色检测骨髓间充质干细胞成骨分化能力培养第21天时，细胞用PBS冲洗2次，体积分数为95%乙醇固定10 min，双蒸水冲洗3次，0.1%茜素红-Tris-Hcl(pH 8.3)于37 ℃孵育30 min，蒸馏水冲洗，干燥，封固。光镜下观察染红的钙结节。

1.4.4 MTT检测细胞增殖情况 96孔板每孔铺种骨髓间充质干细胞1×10⁴(100 μL)，分别用DMEM完全培养基或成骨诱导分化完全培养基培养。细胞培养24，48，72 h，吸出培养基，每孔加入5 mg/L的MTT工作液20 μL，37 ℃孵育4 h后，移除培养基，加入150 μL二甲基亚砜，室温下摇床振荡10 min，490 nm波长测定吸光度。

1.4.5 荧光实时定量RT-PCR检测AROM、ERα、ERβ和ERRα基因表达培养48 h后，移除培养基，每孔加入1 mL Trizol裂解细胞，转移至2 mL离心管中，振荡2 min；室温孵育5 min，加入200 μL氯仿，充分振荡15 s；12 000×g，4 ℃离心15 min；吸取上清至新离心管中；加入500 μL异丙醇，混匀后，室温放置10 min；12 000×g，4 ℃离心 10 min，弃去上清保留RNA沉淀；加入1 mL体积分数为75%乙醇洗涤RNA沉淀，7 500 r/min，4 ℃离心5 min，弃上清，保留RNA沉淀；打开EP管盖5 min，让剩余乙醇自然挥发；加入30 μL RNase-free ddH₂O室温溶解RNA沉淀10 min。取RNA 2 μL，于Merinton MA1000微量分光光度计分析仪读取260、280 nm处的吸光度值，计算RNA样品A₂₆₀/A₂₈₀比值。以总RNA为模板，从Genebank中获得序列，采用Primer Premier 5.0设计荧光定量PCR引物，按TaKaRa PrimeScript II 1st Strand cDNA Synthesis Kit(D6210A)试剂盒说明进行cDNA第一链的合成。按照SYBR^® Premix Ex Taq^TM试剂盒说明书进行PCR反应，94 ℃预变性3 min，94 ℃变性30 s，60 ℃预变性30 s，30个循环。用特异性引物分别扩增AROM、ERα、ERβ、ERRα和18S，引物序列见表1。制作标准曲线，根据标准曲线扩增效率的一致性，用2^-??Ct法分别计算mRNA的相对表达量。

1.4.6 Western blot检测AROM、ERα、ERβ和ERRα蛋白的表达培养48 h后，消化收集细胞，1 000 r/min离心5 min，尽可能弃尽上清；预冷PBS洗涤细胞沉淀2次，向细胞沉淀中加入20 μL RIPA裂解液，置于冰上裂解细胞30 min，期间用枪头吹打使细胞充分裂解；4 ℃，12 000 r/min离心 30 min，小心转移上清到新的预冷的EP管中，-80 ℃保存备用。按试剂盒说明书操作，将2 g/L BSA标准品用水稀释配制不同浓度的BSA标准品，检测范围0.02-2 g/L。上样后进行SDS-PAGE电泳，5%浓缩胶70V，8%分离胶100 V，不恒定电流，约1.5 h。把分离胶放入电转膜仪转膜，60 V电压(150 mA)转印2 h。转印结束后，取出PVDF膜，用TBS冲洗，室温下封闭PVDF膜1 h。分别进行一抗、二抗孵育，洗膜、发光后进行曝光显影。最后应用Image J软件测定蛋白条带灰度值，以GAPDH作为内参，计算各蛋白相对表达量。

1.4.7 酶联免疫吸附法(ELISA)检测细胞上清液和裂解液中雌二醇水平细胞培养48 h后，按照酶联免疫吸附试验试剂盒说明操作进行。实验参数：intra-assay CVs和inter-assay CVs均为< 15%，检测范围为40-1 400 ng/L，灵敏度为25 ng/L。

1.5 主要观察指标 ①MTT检测骨髓间充质干细胞的增殖能力。②茜素红S染色检测骨髓间充质干细胞的成骨分化能力。③荧光实时定量RT-PCR和Western blot检测AROM、ERα、ERβ和ERRα基因和蛋白表达。④ELISA检测细胞上清液和裂解液中雌二醇水平。

1.6 统计学分析采用SPSS 18.0统计软件进行分析，数据以x(_)±s表示，采用独立样本t 检验进行两组间比较，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

目前关于雌激素与骨髓间充质干细胞的文献主要集中于外源性雌激素对骨髓间充质干细胞向成骨细胞分化的调控作用^[1^，^8]，而对内源性雌激素研究极少。有研究报道，AROM是体内雌激素合成酶，能将雄激素转化成雌激素^[3]。前期研究发现SD大鼠骨髓间充质干细胞培养48 h上清液中雌激素水平明显高于24 h，提示骨髓间充质干细胞能自身合成和分泌雌激素，且可能存在雌激素合成酶AROM的表达^[6]。研究发现雌激素通过骨髓间充质干细胞上的雌激素受体ERα、ERβ调节骨质疏松大鼠骨髓间充质干细胞成骨活性和凋亡^[9]，尤其是ERα在成人骨髓间充质干细胞成骨分化过程中发挥重要作用^[10]。另外，研究报道孤儿核受体ERRα在成骨细胞和破骨细胞中均有表达^[11-12]，并在人牙周韧带来源的间充质干细胞增殖及成骨分化中起着重要作用^[13]。Bonnelye等^[12^，^14]发现ERRα参与雌激素调节的骨骼代谢靶基因的表达，提示雌激素及受体可能参与了骨髓间充质干细胞的骨向分化调控。然而，在骨髓间充质干细胞诱导成骨分化过程中，AROM以及ERα、ERβ、ERRα表达有何变化以及骨髓间充质干细胞能否自身合成和分泌内源性雌激素？这些问题尚未见明确报道。应用MTT技术和茜素红染色分别检测细胞增殖和成骨矿化能力，结果显示经成骨诱导的骨髓间充质干细胞在培养72 h时增殖能力最强，在培养21 d时骨髓间充质干细胞表现更高的成骨细胞转化率。应用荧光实时定量RT-PCR和Western blot技术，在mRNA分子和蛋白双水平证实单纯培养组和成骨诱导组的骨髓间充质干细胞均能表达AROM、ERα、ERβ、ERRα。应用ELISA技术检测细胞上清和裂解液中雌二醇水平，发现经成骨诱导的骨髓间充质干细胞在培养48 h时，上清液中雌二醇水平明显高于裂解液以及单纯培养组上清液中雌二醇水平，提示骨髓间充质干细胞及其成骨分化后的细胞能源为合成和分泌雌激素及其受体(ERα和Erβ)和相关受体(ERRα)，通过其受体以自分泌或旁分泌的方式对骨髓间充质干细胞的增殖和成骨分化发挥作用。在成骨诱导后的骨髓间充质干细胞中，AROM和ERα在mRNA和蛋白双水平表达明显高于单纯培养组，而ERβ表达与单纯培养组无明显差异。ER属于配体依赖的类固醇激素核受体超家族成员^[15]。研究发现在绝经后妇女循环中血管内皮细胞ERα表达明显下降^[16]，而绝经后妇女ERα基因多态性与骨密度明显正相关^[17-20]。动物实验发现体内靶向成骨细胞特异性高表达ERα的小鼠骨量明显增加^[21]。因此，ERα对于维持绝经后妇女的骨量具有正向的调节作用，本研究结果与文献报道一致。研究发现成骨细胞中ERβ可以抑制ERα对成骨细胞分化的正向调节作用^[22]，而小鼠体内敲除ERβ基因可以加速截断骨的愈合^[23]，说明ERβ对骨代谢起负向调控作用，本研究结果证实了ERβ的作用。另外，实验发现成骨诱导后的骨髓间充质干细胞中ERRα在mRNA和蛋白双水平表达明显低于单纯培养组。Auld 等^[24]发现成骨细胞中内源性ERRα可抑制经典Wnt信号通路靶基因表达。另有两项研究证明了ERRα基因敲除雌性小鼠骨表型特征，其中Delhon等^[25]发现ERRα敲除小鼠增加了股骨松质骨密度，体外培养骨髓间充质干细胞沉默ERRα后发现细胞增殖与成骨分化能力增强，Teyssier等^[26]发现ERRα基因敲除雌性小鼠减缓了增龄或雌激素缺乏导致的骨量丢失，进一步证明了内源性ERRα对骨形成的抑制作用，本研究结果与文献报道结论一致。最后，发现骨髓间充质干细胞及其成骨分化后的细胞能合成和分泌雌激素，结合AROM的表达情况，说明骨髓间充质干细胞经成骨诱导后AROM表达升高、酶活性提高，与雌激素浓度升高的结果一致目前研究已发现在绝经后骨质疏松症、股骨头坏死等影响骨代谢的疾病中，骨髓间充质干细胞增殖和成骨分化能力下降可能是致病的主要原因之一^[1，27-28]。因此，骨髓间充质干细胞逐渐成为骨组织工程领域的研究热点，广泛用于治疗骨代谢紊乱性疾病。利用骨髓间充质干细胞具有无限增殖并能被诱导分化的特性，将其进行转基因改变，然后移植回机体内以改变特定基因的表达，将会是未来采用精准基因治疗骨代谢疾病的重要内容。一旦明确了内源性雌激素、雌激素合成酶、雌激素相关受体在骨髓间充质干细胞中的作用，就可以改变骨髓间充质干细胞内的对应基因的表达，让骨组织局部雌激素增加和/或其受体表达增加(下降)，同时又能避免雌激素替代疗法带来的乳腺癌、子宫内膜癌、心血管疾病等不良反应。另一方面，如果从骨髓间充质干细胞活性下降的角度研究绝经后骨质疏松症的发病机制，建立模拟绝经后骨质疏松症患者体内骨髓间充质干细胞状态的细胞模型是非常重要的，根据本研究结果，下一步研究将通过阻断AROM合成雌激素的途径，降低骨髓间充质干细胞内分泌的雌激素浓度，可以模拟绝经后骨质疏松症患者体内骨髓间充质干细胞成骨能力下降的状态。基于此细胞模型，可以对具有雌激素样作用的若干药物进行筛选，以其获得逆转骨髓间充质干细胞成骨能力下降的新药物，为深入研究绝经后骨质疏松症的发病机制和开发靶向调控骨髓间充质干细胞内雌激素及其相关受体的药物奠定基础。中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

芳香化酶和雌激素相关受体在人骨髓间充质干细胞中的表达

Expression of aromatase and estrogen-related receptors in human bone marrow mesenchymal stem cells

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[1]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[2]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[5]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.
[6]	梁学奇, 郭黎姣, 陈贺捷, 武杰, 孙雅琪, 邢稚坤, 邹海亮, 陈雪玲, 吴向未. 泡状棘球绦虫原头蚴抑制骨髓间充质干细胞向成纤维细胞的分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 996-1001.
[7]	樊全宝, 罗惠娜, 王丙云, 陈胜锋, 崔连旭, 江文康, 赵明明, 王静静, 罗冬章, 陈志胜, 白银山, 刘璨颖, 张晖. 低氧培养犬脂肪间充质干细胞的生物学特性[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1002-1007.
[8]	耿瑶, 尹志良, 李兴平, 肖东琴, 侯伟光. hsa-miRNA-223-3p调控人骨髓间充质干细胞成骨分化的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1008-1013.
[9]	伦志刚, 金晶, 王添艳, 李爱民. 过氧化物还原酶6干预骨髓间充质干细胞增殖及体外向神经谱系诱导分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1014-1018.
[10]	朱雪芬, 黄成, 丁健, 戴永平, 刘元兵, 乐礼祥, 王亮亮, 杨建东. 胶质细胞神经营养因子诱导骨髓间充质干细胞向功能性神经元分化的机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1019-1025.
[11]	段丽芸, 曹晓沧. 人胎盘间充质干细胞来源细胞外囊泡调节肠炎小鼠肠黏膜胶原的沉积[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1026-1031.
[12]	裴丽丽, 孙贵才, 王弟. 丹酚酸B抑制骨髓间充质干细胞氧化损伤及促进分化为心肌样细胞[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1032-1036.
[13]	邹刚, 徐志, 刘子铭, 李豫皖, 杨继滨, 金瑛, 张骏, 葛振, 刘毅. 人脱细胞羊膜支架促进Scleraxis修饰人羊膜间充质干细胞体外成韧带分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1037-1044.
[14]	管倩, 栾佐, 叶豆, 杨印祥, 汪兆艳, 王倩, 姚瑞芹. 人少突胶质前体细胞传代过程中形态学的变化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1045-1049.
[15]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.