3.1 MRI序列的选择及其价值 本实验采用FS-3D- Flash和FS-3D-Fisp序列对兔膝关节进行扫描，观察关节滑膜和软骨改变，前者为扰相梯度回波，是结合T1加权成像；后者属于聚相位梯度回波，是结合T2加权成像。正常情况下一般MRI不显示滑膜，一旦关节腔内显示滑膜，常提示滑膜增生和(或)血管翳形成
[6]，FS-3D- Flash多呈低信号改变，FS-3D-Fisp呈中高信号改变，早期RA由于滑膜增生及血管翳(新生血管)形成，血流灌注增加，注射钆对比剂后，增厚的滑膜在FS-3D-Flash序上明显呈高信号改变，明确显示滑膜增厚的部位及范围，完全满足测量的要求。两个序列都可以显示软骨，有关FS-3D-Flash序列显示软骨的研究较多，准确性较高
[7]。FS-3D-Fisp序列对软骨显示研究相对较少，本序列有良好的信噪比，软骨呈高信号，而关节积液信号更高，有类似关节造影的效应，容易显示出软骨缺损轮廓。FS-3D-Fisp序列结合水脂分离能获得高分辨图像，并减少图像采集时间，与3D-FS-Flash相比成像时间缩短了42%以上
[8]。
张敏等[9]研究认为FS-3D-FISP序列检查与关节镜诊断结果之间具有良好的一致性。实验中病损的关节软骨在平扫的FS-3D-Flash和FS-3D-Fisp序列中信号不均，或变薄、缺损，在增强的FS-3D-Flash扫描中关节软骨仍呈线样高信号，是由于Gd-DTPA通过渗透方式进入关节软骨，软骨变性早期，软骨基质内蛋白多糖(主要成分为氨基葡聚糖)丢失，作为带负电荷的Gd-DTPA就可以逐渐渗透至关节软骨内，取代氨基葡聚糖位置而显示软骨的形态[10-13]。但是研究表明，随时间的变化，病变软骨与正常软骨强化程度不同[14]，因此本实验应用平扫序列测量软骨较为可靠。兔膝较小，须采用3D扫描技术作连续薄层(层厚1.0~1.5 mm)扫描，提高空间分辨率，减少部分容积效应和信息的丢失，增加对微小病灶的检出能力。作为一种辅助成像技术，脂肪抑制能够应用于各种MRI扫描序列中，增加软骨和骨髓及液体的对比度，减小化学位移伪影，能够获得关节软骨与周围临近组织结构的良好对比。采用脂肪抑制3D-Flash和3D-Fisp序列对膝关节软骨损伤的显示和病变分级的准确性明显优于非脂肪抑制的3D梯度回波序列[15]。标本测量关节软骨厚度，与MRI所见厚度高度相关[16]。本实验每个兔子都通过MRI测量数据与病理学评分有明显的相关性。
3.2 BMSCs具有显著的免疫调节功能 大量的研究证实， 在体内BMSCs可调节B细胞、T细胞免疫应答能力， 抑制NK细胞增殖、细胞因子分泌以及细胞毒性作用， 起到抗炎、抑制自身免疫疾病、减弱移植治疗过程中的排斥反应等作用[17-19]。研究结果显示，BMSCs对非特异性和特异性T细胞增殖均具有明显的调节作用，而且不受主要组织相容性复合物的限制，无论来自供体、受体或第三者的BMSCs均具有抑制T细胞增殖的作用，且这种抑制作用呈剂量依赖性[20]。此外，BMSCs还能引起Th1/Th2细胞因子的产生比例失衡，以抑制炎症反 应[21-22]。为观察BMSCs治疗RA的疗效，Augello等[23]采用完全弗氏佐剂乳化的CⅡ免疫小鼠造出RA的模型，在造模的第21天(此时小鼠已经具备RA的临床表现如关节的红肿)经腹腔内注射BMSCs，结果显示BMSCs依然能够阻止小鼠疾病的进展，10只小鼠中有7只出现了RA 的表现，病情评分明显低于未给予BMSCs者。Marinova等[24]发现关节炎小鼠关节滑液增生，大的圆形细胞表达骨成型蛋白受体(BMPRs)，此蛋白可作为BMSCs向滑液转移的信号。提示关节病变可促进BMSCs向关节滑膜的聚集从而修复损伤的组织。
实验中RA模型组关节随着时间的延长，滑膜体积和病理评分在增加，这是由于造模4周后，急性炎症有所消退，但慢性滑膜炎仍在继续，Glynn观察鸡卵蛋白一次性注射诱导性兔关节炎可维持1年以上的时间[25]。而BMSCs治疗组随着治疗时间的延长，滑膜体积和病理评分在明显减小，说明BMSCs对关节炎症有抑制作用。
3.3 BMSCs具有组织损伤修复能力 BMSCs体外培养增殖迅速，经适当的诱导可向中胚层的骨细胞、软骨细胞和脂肪细胞转化[26]，可作为组织工程研究的细胞来源。其修复软骨缺损的调控机制仍不是很清楚。关于其分化机制，目前认为是微环境因素诱导，通过不同的信号通路，激活或抑制转录因子，启动关键基因表达的结果[27]。如骨形态发生蛋白2、转化生长因子β1、胰岛素样生长因子1不仅能能诱导骨髓间充质干细胞增殖并分化为软骨细胞，而且骨髓间充质干细胞在其作用下Ⅱ型胶原合成显著提高，同时使Ⅰ型胶原表达降至最低[28-29]。Ⅱ型胶原不仅能诱导并维持间充质干细胞向软骨细胞分化，也是透明软骨的主要成分之一，对于软骨细胞功能的维持起着重要作用。
Gao等[30]报道了利用BMSCs构建骨、软骨联合移植物的可行性。利用大鼠BMSCs体外诱导分化为软骨和成骨，将生成的软骨和成骨植入同基因软骨缺损的大鼠皮下，结果证实在固体支持物中加入BMSCs可以促进缺损软骨成功修复。Zhou等[31]用转化生长因子β1、地塞米松诱导的BMSC与PGA/PLA共培养1周后移植入猪的非负重区域膝关节骨软骨缺损处，6个月后膝关节缺损处已完全被工程化透明软骨和松质骨所修复，蛋白多糖含量与正常关节软骨无差异。Ponticiello 等[32]以可吸收明胶海绵作为BMSC的载体在体外经转化生长因子β3诱导培养21 d，组织学鉴定产生软骨样细胞外基质，再移植到兔股骨髁骨软骨缺损处，移植物表现出良好的生物相容性，移植部位未出现免疫反应或淋巴细胞浸润。Xiang 等[33]采用Ⅰ型胶原-黏多糖支架培养BMSCs 3周，再移植到犬膝关节软骨缺损处，12周后犬膝关节功能恢复，缺损处被软骨组织充填。上述报道均证实BMSCs 能向软骨表型分化，修复软骨缺损。但以上研究所制作的都是软骨缺损的动物模型而非RA 模型，虽然两者都是软骨破坏，但前者无法模拟RA 所特有的病理和临床表现。
目前BMSCs在体内具有分化产生软骨细胞的能力已经证实，Hegewald等[34]使用透明质酸和自体滑膜液诱导马BMSCs分化为软骨细胞，说明关节天然环境有利于成软骨分化，这为本实验关节腔内注射BMSCs形成透明软骨细胞提供了理论基础。本实验中RA模型组关节随着时间的延长，软骨厚度在减少，而病理评分在增加，这是由于慢性滑膜炎及新生血管翳对软骨的侵蚀所致。而BMSCs治疗组随着治疗时间的延长，除分别有1例软骨厚度和病理评分改变没有统计学差异外，余12例软骨厚度在明显恢复，病理评分减低明显，说明BMSCs在关节腔内可诱导分化为软骨细胞，对关节软骨有一定的修复作用。分析3例改变不明显的原因，可能由于注射的BMSCs悬液流失未聚积在缺损部位所致，如果用可吸收载体效果可能会更好。
综上所述，BMSCs兔膝RA关节腔内注射可抑制关节炎症，并可分化为软骨细胞，修复RA早期阶段关节软骨的退变和破坏。由于条件所限，本实验尚显粗糙：首先样本例较小，有待大量的动物实验证实；其次由于标本较小，因人为因素，数据测量和评分仍然存在一定的误差；最后虽然所见的透明样软骨修复组织能成功的充填软骨缺损，但与正常关节软骨相比，其强度、通透性、胶原纤维的方向性和结构以及蛋白聚糖与胶原网络的关系等都未能检测。BMSCs在关节腔内向软骨细胞分化的分子机制还有待于进一步探讨。
