软基质力学特性对滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的干预作用

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.50.025

中国组织工程研究 ›› 2015, Vol. 19 ›› Issue (50): 8177-8183.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2015.50.025

• 干细胞培养与分化 stem cell culture and differentiation • 上一篇下一篇

软基质力学特性对滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的干预作用

崔爽爽¹，余兆镇²，于顺禄¹，赵文君¹，赵丽坤¹，邢国胜¹，段小圆¹

¹天津市天津医院骨科研究所，天津市 300050；²东莞启智学校，广东省东莞市 523129

收稿日期:2015-10-28 出版日期:2015-12-03 发布日期:2015-12-03
通讯作者: 赵文君，硕士，助理研究员，天津市天津医院骨科研究所，天津市 300050
作者简介:崔爽爽，女，1984年生，河南省邓州市人，汉族，2010年北京协和医学院放射医学研究所毕业，硕士，助理研究员，主要从事骨科基础及流行病学方面的研究
基金资助:
天津市卫生局科技基金面上项目(2012KY23, 2012KY25)

Effects of soft substrates on the chondrogenic differentiation of human synovial-derived mesenchymal stem cells

Cui Shuang-shuang¹, Yu Zhao-zhen², Yu Shun-lu¹, Zhao Wen-jun¹, Zhao Li-kun¹, Xing Guo-sheng¹,

Duan Xiao-yuan¹

¹Orthopaedic Research Institute of Tianjin Hospital, Tianjin 300050, China; ²Dongguan Qizhi Special Education School, Dongguan 523129, Guangdong Province, China

Received:2015-10-28 Online:2015-12-03 Published:2015-12-03
Contact: Zhao Wen-jun, Master, Assistant researcher, Orthopaedic Research Institute of Tianjin Hospital, Tianjin 300050, China
About author:Cui Shuang-shuang, Master, Assistant researcher, Orthopaedic Research Institute of Tianjin Hospital, Tianjin 300050, China
Supported by:
the Science and Technology Foundation of Tianjin Municipal Health Bureau, No. 2012KY23, 2012KY25

摘要/Abstract

摘要：

背景：课题组前期研究表明，较软的培养基质对大鼠骨髓间充质干细胞的形态及细胞骨架有明显的影响。
目的：探讨不同弹性模量的聚丙烯酰胺凝胶软基质对人滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的影响。
方法：无菌条件下获取骨关节炎患者滑膜组织，有限稀释法获得原代人滑膜间充质干细胞，流式细胞术进行细胞表面标记物鉴定，多向诱导分化实验进行功能鉴定。用丙烯酰胺和甲叉双丙烯酰胺制备0.4，6，30 kPa 3个弹性模量的聚丙烯酰胺凝胶软基质作为培养人滑膜间充质干细胞的基底，在转化生长因子β1存在的情况下分别培养7 d和14 d，RT-PCR方法检测软骨形成相关基因COL2A1、CRTAC1 mRNA的表达，以6孔细胞培养板作为对照组。
结果与结论：在不同弹性模量上生长的人滑膜间充质干细胞表现出不同的细胞形态；软基质的弹性模量及培养时间对人滑膜间充质干细胞成软骨基因COL2A1、CRTAC1的表达有交互作用：7 d时，CRTAC1 mRNA在6 kPa弹性模量聚丙烯酰胺凝胶上表达量最高(F=44.350，P=0.000)；7 d时，COL2A1 mRNA在0.4 kPa弹性模量聚丙烯酰胺软基质上的表达量最高(F=6.384，P=0.005)。较低弹性模量的聚丙烯酰胺凝胶软基质比常规细胞培养板更具有促进滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 干细胞, 分化, 软基质, 聚丙烯酰胺凝胶软基质, 弹性模量, 转化生长因子β1, 滑膜间充质干细胞, 单细胞克隆, 软骨细胞

Abstract:

BACKGROUND: Our previous studies have shown that a soft substrate has a significant effect on morphology and cytoskeleton of rat bone marrow mesenchymal stem cell.
OBJECTIVE: To explore the effect of polyacrylamide gels as soft substrates with different elastic moduli on the chondrogenic differentiation of human synovial-derived mesenchymal stem cells.
METHODS: The synovium was harvested from patients with osteoarthritis under sterile conditions, and primary human synovial-derived mesenchymal stem cells were separated using limiting dilution assay. The flow cytometry and multi-directional differentiation experiments were used to identify the cell surface markers and function of the human synovial-derived mesenchymal stem cells, respectively. The polyacrylamide gels with the elastic modulus of 0.4, 6, 30 kPa, which were made using various amounts of acrylamide and bis-acrylamide, were used to culture human synovial-derived mesenchymal stem cells under induction with transforming growth
factor-β1 for 7 and 14 days. RT-PCR was used to test the expression of chondrogenic genes, type II collagen gene and cartilage acidic protein 1. The 6-well cell culture plates served as controls.
RESULTS AND CONCLUSION: The human synovial-derived mesenchymal stem cells showed different cell morphology in the different elastic modulus of polyacrylamide gels. The expression of type II collagen gene and cartilage acidic protein 1 were affected by the different elastic modulus of polyacrylamide gels and culture time, and there was an interaction between these two factors. At 7 days of induction, the expression of cartilage acidic protein 1 gene on 6 kPa polyacrylamide gels was the highest (F=44.350, P=0.000); meanwhile, the expression of type II collagen gene on 0.4 kPa polyacrylamide gels was the highest (F=6.384, P=0.005). These findings indicate that polyacrylamide gels with lower elastic modulus are superior to routine culture plates to promote the chondrogenic differentiation of human synovial-derived mesenchymal stem cells.

中图分类号:

R394.2

崔爽爽，余兆镇，于顺禄，赵文君，赵丽坤，邢国胜，段小圆. 软基质力学特性对滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的干预作用[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(50): 8177-8183.

Cui Shuang-shuang, Yu Zhao-zhen, Yu Shun-lu, Zhao Wen-jun, Zhao Li-kun, Xing Guo-sheng, Duan Xiao-yuan. Effects of soft substrates on the chondrogenic differentiation of human synovial-derived mesenchymal stem cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(50): 8177-8183.

图/表（结果） 5

2.1 实验流程图见图1。

2.2 有限稀释法获取的人滑膜间充质干细胞单细胞克隆通过有限稀释法获取原代人滑膜间充质干细胞的细胞克隆(图2)，细胞胞体饱满，生长状态良好。接种后细胞贴壁生长，形态细长呈梭形或多角形(图3A)，至72 h后细胞数量增多，细胞聚集生长，细胞胞体与胞体间生长方向分布多表现出向一个方向共同生长，并可见大量的有立体感的纺锤形细胞(图3B)。

2.3 人滑膜间充质干细胞表面标志物鉴定第3代人滑膜间充质干细胞的表面标志物分子中CD44、CD105高表达(图4A，B)，CD34，CD45微量表达(图4C，D)，符合间充质干细胞特性。

2.4 人滑膜间充质干细胞的定向成脂与成骨诱导分化第3代人滑膜间充质干细胞加入成脂诱导液14 d后由细长梭形逐渐变成肥大样，并可见部分细胞胞质内有明显脂滴形成(图5A)；加入成骨诱导液7 d后细胞胞质中形成钙质沉着，碱性磷酸酶染色显示多数细胞胞质呈紫红色(图5B)，表明人滑膜间充质干细胞在成骨诱导液诱导下可以向骨细胞分化；人滑膜间充质干细胞在成骨诱导分化第21天行茜素红染色，倒置相差显微镜下观察有钙结节形成；成骨诱导液诱导第21天时的细胞(图5C)与诱导第7天相比，细胞表现出呈纤维样聚集生长的状态。

2.5 不同弹性模量的软基质对细胞生长形态的影响在转化生长因子β1存在的情况下，人滑膜间充质干细胞在各个弹性模量的软基质上生长情况不同，倒置相差显微镜低倍镜下观察细胞生长表现出不同的形态，在弹性模量较低的基质上细胞伸展受到抑制，细胞较小，且抱团生长，表现出较强的立体感，而较高弹性模量的软基质上，细胞则更伸展(图6)。
2.6 不同弹性模量软基质对滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的影响 2.6.1 对CRTAC1基因表达的影响 PCR结果显示聚丙烯酰胺软基质的弹性模量与时间对CRTAC1的影响存在交互作用，软基质上培养细胞的时间不同，细胞CRTAC1基因表达量不同(F=86.543，P=0.000)，培养7 d细胞的CRTAC基因表达量较高(表3，图7A)。
在不同弹性模量聚丙烯酰胺软基质上培养的细胞CRTAC1基因表达量不同(F=39.660，P=0.000)。LSD结果显示除了6 kPa弹性模量与30 kPa弹性模量组细胞CRTAC1基因表达量差异无显著性意义外，其余各弹性模量组两两比较差异均有显著性意义(P < 0.05)，0.4 kPa弹性模量组细胞CRTAC1基因表达量最高。
培养时间和弹性模量之间存在交互作用(F=44.350，P=0.000)，培养7 d时、0.4 kPa弹性模量软基质上培养的细胞的CRTAC1表达量最高。
2.6.2 对COL2A1基因表达的影响 PCR结果显示聚丙烯酰胺软基质的弹性模量与时间对COL2A1基因表达的影响存在交互作用，软基质上培养细胞的时间不同，细胞COL2A1基因表达量不同(F=9.259，P=0.008)，7 d时细胞的COL2A1基因表达量较高(表3，图7B)。

不同弹性模量聚丙烯酰胺软基质上培养的细胞COL2A1基因表达量不同(F=5.439，P=0.009)。LSD结果显示6 kPa弹性模量与硬基质、0.4 kPa弹性模量、30 kPa弹性模量软基质上细胞的基因表达量不同，差异有显著性意义(P < 0.05)，且6 kPa弹性模量组细胞CRTAC1基因表达量最高。培养时间和弹性模量之间存在交互作用(F=6.384，P=0.005)，培养7 d时6 kPa弹性模量软基质上培养的细胞COL2A1基因表达量最高。

参考文献

[1] De Bari C, Dell'Accio F, Tylzanowski P, et al. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human synovial membrane. Arthritis Rheum. 2001;44(8):1928-1942.

[2] Yoshimura H, Muneta T, Nimura A, et al. Comparison of rat mesenchymal stem cells derived from bone marrow, synovium, periosteum, adipose tissue, and muscle. Cell Tissue Res. 2007;327(3):449-462.

[3] Yokoyama A, Sekiya I, Miyazaki K, et al. In vitro cartilage formation of composites of synovium-derived mesenchymal stem cells with collagen gel. Cell Tissue Res. 2005;322(2): 289-298.

[4] Pei M, He F, Vunjak-Novakovic G. Synovium-derived stem cell-based chondrogenesis. Differentiation. 2008;76(10): 1044-1056.

[5] Park JS, Chu JS, Tsou AD, et al. The effect of matrix stiffness on the differentiation of mesenchymal stem cells in response to TGF-β. Biomaterials. 2011;32(16):3921-3930.

[6] Pelham RJ Jr, Wang Y. Cell locomotion and focal adhesions are regulated by substrate flexibility. Proc Natl Acad Sci U S A. 1997;94(25):13661-13665.

[7] Yeung T, Georges PC, Flanagan LA, et al. Effects of substrate stiffness on cell morphology, cytoskeletal structure, and adhesion. Cell Motil Cytoskeleton. 2005;60(1):24-34.

[8] Discher DE, Janmey P, Wang YL.Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate. Science. 2005; 310(5751):1139-1143.

[9] Zajac AL, Discher DE. Cell differentiation through tissue elasticity-coupled, myosin-driven remodeling. Curr Opin Cell Biol. 2008;20(6):609-615.

[10] Du J, Chen X, Liang X, et al. Integrin activation and internalization on soft ECM as a mechanism of induction of stem cell differentiation by ECM elasticity. Proc Natl Acad Sci U S A. 2011;108(23):9466-9471.

[11] Engler AJ, Sen S, Sweeney HL, et al. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 2006;126(4):677-689.

[12] Chowdhury F, Li Y, Poh YC, et al. Soft substrates promote homogeneous self-renewal of embryonic stem cells via downregulating cell-matrix tractions. PLoS One. 2010;5(12): e15655.

[13] Butcher DT, Alliston T, Weaver VM. A tense situation: forcing tumour progression. Nat Rev Cancer. 2009;9(2):108-122.

[14] Fu J, Wang YK, Yang MT, et al. Mechanical regulation of cell function with geometrically modulated elastomeric substrates. Nat Methods. 2010;7(9):733-736.

[15] Sheyn D, Pelled G, Netanely D, et al. The effect of simulated microgravity on human mesenchymal stem cells cultured in an osteogenic differentiation system: a bioinformatics study. Tissue Eng Part A. 2010;16(11):3403-3412.

[16] Natoli RM, Revell CM, Athanasiou KA. Chondroitinase ABC treatment results in greater tensile properties of self-assembled tissue-engineered articular cartilage. Tissue Eng Part A. 2009;15(10):3119-3128.

[17] Ha CW, Noh MJ, Choi KB, et al. Initial phase I safety of retrovirally transduced human chondrocytes expressing transforming growth factor-beta-1 in degenerative arthritis patients. Cytotherapy. 2012;14(2):247-256.

[18] 赵文君,邢国胜,于顺禄.滑膜间充质干细胞及其在组织工程中的应用[J]. 中国修复重建外科杂志, 2011, 25(10):1504-1507.

[19] Kim J, Lin B, Kim S, et al. TGF-β1 conjugated chitosan collagen hydrogels induce chondrogenic differentiation of human synovium-derived stem cells. J Biol Eng. 2015;9:1.

[20] Choi B, Kim S, Lin B, et al. Cartilaginous extracellular matrix-modified chitosan hydrogels for cartilage tissue engineering. ACS Appl Mater Interfaces. 2014;6(22): 20110-20121.

[21] Witkowska-Zimny M, Walenko K, Wa?kiewicz AE, et al. Effect of substrate stiffness on differentiation of umbilical cord stem cells. Acta Biochim Pol. 2012;59(2):261-264.

[22] Steck E, Bräun J, Pelttari K, et al. Chondrocyte secreted CRTAC1: a glycosylated extracellular matrix molecule of human articular cartilage. Matrix Biol. 2007;26(1):30-41.

[23] Zhao Q, Eberspaecher H, Lefebvre V, et al. Parallel expression of Sox9 and Col2a1 in cells undergoing chondrogenesis. Dev Dyn. 1997;209(4):377-386.

引言

材料方法

1.1 设计分组对照观察实验。
1.2 时间及地点实验于2012年10月至2015年1月在天津市天津医院完成。
1.3 材料

1.4 实验方法
1.4.1 骨关节炎患者滑膜间充质干细胞的分离全膝或髋关节置换术中取骨关节炎患者的滑膜组织，去除组织上的脂肪、筋膜等，剩余的滑膜组织尽可能地剪碎并置于含有新鲜Hank’s液的培养皿中，漂洗后将其置于离心管中，以1︰5的体积比加入0.1 g/mL的Ⅱ型胶原酶，在37 ℃恒温摇床上以280 r/min振摇2 h，200目无菌滤网过滤，滤液加入含血清的DMEM-F12培养液终止消化，1 200 r/min离心，弃去上清液，立即加入含有体积分数为10%胎牛血清的DMEM-F12培养液悬浮细胞，以1×105细胞浓度接种于 75 cm2细胞培养瓶中，每瓶15 mL，置于37 ℃、体积分数为5%CO2、饱和湿度的培养箱内进行原代培养，隔日换液。
1.4.2 单细胞克隆的获取取0.25%胰酶消化培养3 d的滑膜间充质干细胞，用含有体积分数为10%胎牛血清的DMEM-F12完全培养液充分混悬细胞，计数后调整细胞浓度为16×105 L-1，充分混匀后按200 μL/孔(320个细胞/孔)加入48孔细胞培养板第一行，迅速从第一行各培养孔中吸取100 μL混悬液加入对应的预置有100 μL DMEM完全培养液第二行培养孔中，依此方法倍比稀释，最后用100 μL完全培养液补加到第一行各培养孔中，37 ℃、体积分数为5%CO2、饱和湿度条件下常规培养；24 h后倒置相差显微镜下观察培养板各孔细胞数，挑选只有1个细胞贴壁生长的孔，做好标记，常规继续培养；待单细胞克隆铺满培养孔80%时，用0.25%胰酶消化，接种于24孔细胞培养板继续培养，最后转移入培养瓶进行传代培养。
1.4.3 聚丙烯酰胺凝胶软基质的配制聚丙烯酰胺凝胶软基质的配制参照文献[6-7]的方法并加以改进。取200 μL 0.1 mol/L NaOH溶液覆盖在直径30 mm的盖玻片上作用 5 min。吸干NaOH溶液，用200 μL 3-APTMS溶液作用3 min。将此盖玻片用无菌纯水冲洗3次，去除残留的3-APTMS溶液。将200 μL 0.5%戊二醛水溶液加到盖玻片上作用20 min，无菌纯水漂洗3次后放至6孔板内，按表1的配方配制不同弹性模量的聚丙烯酰胺凝胶。取120 μL聚丙烯酰胺溶液立即加到30 mm直径玻片的中央，再将24 mm玻片小心地盖在聚丙烯酰胺溶液上，聚合10 min后小心地去除上面的盖玻片。
在每块胶的表面上滴加约200 μL 1 g/L sulfo- SANPAH溶液。将凝胶置于紫外灯下6英寸的地方照射 10 min聚合。用pH 8.6的200 mmol/L HEPES冲洗3次，每次3 mL。吸净后在胶的表面滴加200 μLⅠ型胶原溶液， 4 ℃冰箱过夜。取出后胶板用HEPES洗3次，加无血清DMEM-F12后放入细胞培养箱中过夜，待接种细胞使用。
1.4.4 滑膜间充质干细胞表面标志物鉴定第3代滑膜间充质干细胞以1×106/组分成6组，分别为同型对照组、CD34单阳组、CD45单阳组、CD44单阳组、CD105单阳组、实验组。同型对照组加4种同型对照抗体各20 μL，4个单阳组加自身单阳荧光抗体及其余3种同型对照抗体各20 μL，实验组加入4种荧光抗体各20 μL，避光孵育20 min，PBS洗1遍，500 μL PBS混悬细胞。采用流式细胞技术四色分析法，上机检测滑膜间充质干细胞表面CD34、CD45、CD44、CD105的表达情况。
1.4.5 滑膜间充质干细胞生物学功能鉴定将第3代滑膜间充质干细胞以5×107 L-1细胞浓度接种至预置无菌盖玻片的6孔细胞培养板中，加入含有体积分数为10%胎牛血清的DMEM-F12完全培养基，置于37 ℃、体积分数为5% CO2、饱和湿度条件下培养24 h，分别用成骨诱导培养基(含体积分数为10%胎牛血清、0.01 mol/L甘油磷酸钠、1×10-7 mol/L地塞米松、50 mg/L维生素C)和成脂诱导培养基(含体积分数为10%胎牛血清、1 mol/L地塞米松、100 mol/L 3-异丁基-1-甲基黄嘌呤、100 mol/L吲哚美辛、10 mg/L胰岛素)进行培养，隔天换液，诱导7，14，21 d后分别进行碱性磷酸酶染色、茜素红染色和苏丹Ⅲ染色，镜下观察。
1.4.6 RT-PCR检测各组细胞Ⅱ型胶原(COL2A1)、软骨酸性蛋白1(CRTAC1)基因表达将第3代滑膜间充质干细胞以5×107 L-1细胞浓度接种于低、中、高3种弹性模量的软基质上，加入含质量浓度为10 μg/L转化生长因子β1、体积分数为10%胎牛血清的DMEM-F12完全培养液在37 ℃、体积分数为5%CO2、饱和湿度条件下培养，以6孔细胞培养板为硬基质对照。分别在第7天和第14天行RT-PCR法检测各组滑膜间充质干细胞成软骨分化标志基因COL2A1 mRNA与CRTAC1 mRNA相对表达量，以GAPDH作为内参。参照 PrimeScript 反转录试剂盒产品说明书提取细胞总RNA，并反转录为cDNA。反应条件：采用两步法PCR扩增标准程序：预变性95 ℃ 30 s；PCR反应进行40个循环：95 ℃ 5 s，60 ℃ 30 s；解链。采用 2-??Ct分析目的基因相对表达量。引物用Oligo 6自行设计，并经NCBI BLAST进行同源性序列比对，检索无显著同源性序列，由北京奥科生物技术有限责任公司合成，具体引物序列和长度见表2。
1.5 主要观察指标 ①人滑膜间充质干细胞的形态。②人滑膜间充质干细胞的表面标志物和功能鉴定。③培养基中加入10 μg/L转化生长因子β1后各组细胞的形态及COL2A1、CRTAC1 mRNA表达情况。
1.6 统计学分析采用SPSS 16.0统计软件包进行统计分析。数据以x(_)±s表示，组间比较采用两因素方差分析，两两比较采用LSD法，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

细胞培养基质的弹性模量在调节细胞功能与行为中发挥重要的作用，这些功能与行为包括增殖、迁移、凋亡与分化^[8-9]。Du等^[10]研究发现细胞外基质弹性确实能够调节干细胞的命运，其作用是通过影响整联蛋白活性来实现的。有研究表明细胞生长基质的弹性模量在2D和3D培养系统中都能影响干细胞的命运^[11-12]，如神经细胞系倾向于在较软外基质上生长、生存和分化，而成骨细胞分化与生存倾向于在较硬外基质上^[13]。当培养基质的弹性模量和肌肉组织的弹性模量类似，干细胞就会“伸长”出现类似肌纤维的结构。改变培养基质的弹性模量，使之类似骨骼时，干细胞则可分化为成骨细胞，而当弹性模量降到与脑组织相似时干细胞则分化成为了神经细胞^[14-15]。
在参与软骨修复的众多细胞因子中，转化生长因子β1被认为最能促进成软骨细胞向软骨分化，且能增强新生软骨的生物力学性能^[16-17]，转化生长因子β1与其受体结合激活了一系列基于磷酸化的信号级联反应，这些信号通过Smad(contraction of Sma and Mad)通路或非Smad通路传导到细胞核，激活SOX9等能诱导成软骨基因表达转录因子，从而促进干细胞向软骨细胞分化^[18]。近期有研究者将转化生长因子β1和Ⅱ型胶原交联进壳聚糖水凝胶中培养人滑膜间充质干细胞^[19-20]，发现在7，14，21 d时细胞聚团都比Ⅱ型胶原/壳聚糖组与单纯壳聚糖对照组大，qRT-PCR的结果也表明相对于单纯壳聚糖组，转化生长因子β1/Ⅱ型胶原/壳聚糖组成软骨基因Sox9、aggrecan及Col Ⅱ的表达水平明显提高。
聚丙烯酰胺软凝胶是由一定浓度的丙烯酰胺和甲叉双丙烯酰胺配制而成，丙烯酰胺和甲叉双丙烯酰胺的浓度不同，制成的聚丙烯酰胺凝胶弹性模量不同。近期有研究者用聚丙烯酰胺凝胶培养脐带干细胞，将其接种于1.46 kPa和26.12 kPa两种弹性模量的聚丙烯酰胺凝胶上，Runx2和骨钙素基因在较硬的聚丙烯酰胺凝胶基质上表达量较高^[21]。转化生长因子β是促进间充质干细胞向软骨或肌细胞分化的因子，它在软基质和硬基质上对细胞分化的影响有所不同，在硬基质上易表达滑膜干细胞标志物，而在软基质上会上调软骨细胞标志物表达水平^[5]。CRTAC1是软骨细胞分泌的糖基化细胞外基质，是软骨细胞区别于成骨细胞和间充质干细胞的标志基因^[22]；COL2A1是编码关节软骨蛋白的主要基因，为软骨细胞分化的主要特异蛋白^[23]。本实验配制3种弹性模量的聚丙烯酰胺软基质来培养人滑膜间充质干细胞，在有转化生长因子β1存在的情况下，观察基质的弹性模量对细胞形态的影响，RT-PCR检测人滑膜间充质干细胞成软骨分化调控基因COL2A1、CRTAC1的表达，软基质的弹性模量和在其上培养的时间对成软骨基因的表达均有影响，3个弹性模量的软基质上培养的细胞CRTAC1基因表达量均高于对照组，弹性模量为6 kPa的软基质上培养的细胞COL2A1基因表达量显著高于对照组；培养时间和软基质弹性模量两个因素还有交互作用，第7天时在6 kPa的聚丙烯酰胺凝胶上的CRTAC1表达量最高，第7天时在 0.4 kPa弹性模量的聚丙烯酰胺软基质上的COL2A1基因表达量最高，表明较低弹性模量的软基质更利于人滑膜间充质干细胞向成软骨细胞分化，这与Park等^[5]的研究结果一致；但是14 d时基因的表达量低于7 d时基因的表达量，这与其结果不同。下一步的研究中，应该在较低弹性模量附近设置差异更小的实验组，并且设置更多的时间点，以找到人滑膜间充质干细胞向软骨分化更优的条件组合。

软基质力学特性对滑膜间充质干细胞向软骨细胞分化的干预作用

Effects of soft substrates on the chondrogenic differentiation of human synovial-derived mesenchymal stem cells

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[1]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[2]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[3]	刘翔翔, 黄云梅, 陈文列, 林如辉, 卢小冬, 李钻芳, 许亚晔, 黄美雅, 李西海. 早期骨关节炎模型大鼠半月板白区细胞的超微结构变化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1237-1242.
[4]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[5]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[6]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.
[7]	梁学奇, 郭黎姣, 陈贺捷, 武杰, 孙雅琪, 邢稚坤, 邹海亮, 陈雪玲, 吴向未. 泡状棘球绦虫原头蚴抑制骨髓间充质干细胞向成纤维细胞的分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 996-1001.
[8]	樊全宝, 罗惠娜, 王丙云, 陈胜锋, 崔连旭, 江文康, 赵明明, 王静静, 罗冬章, 陈志胜, 白银山, 刘璨颖, 张晖. 低氧培养犬脂肪间充质干细胞的生物学特性[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1002-1007.
[9]	耿瑶, 尹志良, 李兴平, 肖东琴, 侯伟光. hsa-miRNA-223-3p调控人骨髓间充质干细胞成骨分化的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1008-1013.
[10]	伦志刚, 金晶, 王添艳, 李爱民. 过氧化物还原酶6干预骨髓间充质干细胞增殖及体外向神经谱系诱导分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1014-1018.
[11]	朱雪芬, 黄成, 丁健, 戴永平, 刘元兵, 乐礼祥, 王亮亮, 杨建东. 胶质细胞神经营养因子诱导骨髓间充质干细胞向功能性神经元分化的机制[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1019-1025.
[12]	段丽芸, 曹晓沧. 人胎盘间充质干细胞来源细胞外囊泡调节肠炎小鼠肠黏膜胶原的沉积[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1026-1031.
[13]	裴丽丽, 孙贵才, 王弟. 丹酚酸B抑制骨髓间充质干细胞氧化损伤及促进分化为心肌样细胞[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1032-1036.
[14]	邹刚, 徐志, 刘子铭, 李豫皖, 杨继滨, 金瑛, 张骏, 葛振, 刘毅. 人脱细胞羊膜支架促进Scleraxis修饰人羊膜间充质干细胞体外成韧带分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1037-1044.
[15]	管倩, 栾佐, 叶豆, 杨印祥, 汪兆艳, 王倩, 姚瑞芹. 人少突胶质前体细胞传代过程中形态学的变化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1045-1049.