缺血后处理对肺缺血再灌注损伤模型大鼠的保护作用

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2015.27.002

摘要/Abstract

摘要：

背景：肺切除、体外循环、肺移植、肺动脉栓塞等病都会造成肺组织缺血再灌注损伤，肺缺血再灌注损伤也是肺移植后肺功能失调的重要因素。
目的：分析缺血后处理对肺缺血再灌注损伤模型大鼠的影响。
方法：将24只雄性SD大鼠随机分为假手术组、缺血再灌注组和缺血后处理组，每组8只。建立肺缺血再灌注损伤模型，假手术组只分离左肺门和肺动静脉，未阻断；缺血再灌注组肺缺血1 h后再灌注2 h；缺血后处理组于再灌注前给予3次缺血30 s再灌注30 s，然后恢复再灌注2 h。实验后取肺组织标本，检测肺组织湿/干质量比、超氧化物歧化酶、丙二醛和髓过氧化物酶活性，炎症细胞因子肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β、白细胞介素6的含量，观察肺组织病理学变化。
结果与结论：缺血再灌注组和缺血后处理组肺组织湿/干质量比、丙二醛、髓过氧化物酶活性、肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6水平与假手术组比较有显著增高(P < 0.05)，而缺血后处理组增高不明显，与缺血再灌注组比较，含量和活性均降低(P < 0.05)。缺血再灌注组和缺血后处理组超氧化物歧化酶活性明显低于假手术组，缺血后处理组明显高于缺血再灌注组。缺血再灌注组肺组织病理检查见肺泡壁增厚，有水肿和大量炎性细胞浸润。缺血后处理组肺泡壁增厚和水肿程度较缺血再灌注组减轻，有部分炎性细胞浸润。肺组织病理学评分，缺血后处理组较缺血再灌注组有所降低。结果提示，缺血后处理可以通过抑制肺缺血再灌注后炎症细胞聚集、氧自由基产生和促炎细胞因子释放，对肺缺血再灌注损伤模型大鼠起到保护作用。

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关键词: 实验动物, 心肺及血管损伤动物模型, 缺血后处理, 肺损伤模型, 缺血再灌注, 器官保护

Abstract:

BACKGROUND: Pneumonectomy, extracorporeal circulation, lung transplantation and pulmonary embolism can cause ischemia/reperfusion injury of lung tissue. Lung ischemia/reperfusion injury is an important factor of lung function disorders after lung transplantation.
OBJECTIVE: To analyze the effect of ischemic postconditioning on rat models of lung ischemia/reperfusion injury.
METHODS: Twenty-four male SD rats were randomly divided into sham, ischemia/reperfusion and ischemic postconditioning groups (n=8 rats/group) to establish the lung ischemia/reperfusion injury model. The rats in the sham group were only subjected to separation of the hilum of left lung and pulmonary arteries and veins, without blocking. The rats in the ischemia/reperfusion group were subjected to another 2 hours of reperfusion after 1 hour of lung ischemia. The rats in the ischemic postconditioning group were first subjected to 30 seconds of lung ischemia and 30 seconds of reperfusion for three times, and then to 2 hours of reperfusion. After the experiment, the specimens of lung tissue were obtained to detect the wet/dry weight ratio of lung tissue, activities of superoxide dismutase, malondialdehyde and myeloperoxidase, the contents of inflammatory cytokines tumor necrosis factor α, interleukin-1β and interleukin-6, and the histopathological changes of lung tissue were observed.
RESULTS AND CONCLUSION: Compared with the sham group, the wet/dry weight ratio of lung tissue, activities of myeloperoxidase and myeloperoxidase, the levels of tumor necrosis factor α, interleukin-1β and interleukin-6 were significantly increased (P < 0.05) in the ischemia/reperfusion and ischemic postconditioning groups, however, the increase levels of these indices were not significant in the ischemic postconditioning group, and the contents and activities in the ischemic postconditioning group were all significantly decreased (P < 0.05) compared with those in the ischemia/reperfusion group. In the ischemia/reperfusion and ischemic postconditioning groups, the activity of superoxide dismutase was obviously lower than that in the sham group, however, the activity of superoxide dismutase in the ischemic postconditioning group was obviously higher than that in the ischemia/reperfusion group. Pathological examination showed that thickened alveolar wall, edema and a large amont of inflammatory cell infiltrations were observed in the lung tissue of rats in the ischemia/reperfusion group. The degrees of alveolar wall thickening and edema in the lung tissue of rats in the ischemic postconditioning group were mild compared with the ischemia/reperfusion group, and in addition, some inflammatory cells were infiltrated. The histopathological scores of lung tissue in the ischemic postconditioning group were lower than those in the ischemia/reperfusion group. These results suggest that ischemic postconditioning plays its protective role on rat models of ischemia/reperfusion injury by inhibiting inflammatory cell accumulation, oxygen free radical production and pro-inflammatory cytokine release after ischemia/reperfusion injury.

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Key words: Lung Injury, Model, Animal, Ischemia/reperfusion

中图分类号:

R318

孙雷，李文雅，刘文科，张林. 缺血后处理对肺缺血再灌注损伤模型大鼠的保护作用[J]. 中国组织工程研究, 2015, 19(27): 4271-4276.

Sun Lei, Li Wen-ya, Liu Wen-ke, Zhang Lin. Protective effect of ischemic postconditioning on rat models of lung ischemia/reperfusion injury[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2015, 19(27): 4271-4276.

图/表（结果） 3

2.1 造模成功动物数量及过程选用SD大鼠24只均造模成功，实验过程中无脱失，全部进入结果分析。
2.2 造模方法及成功率参照以往模型建立方法，采用结扎法建立大鼠肺缺血再灌注损伤模型。为避免有血栓形成，在造模前尾静脉注射肝素100 U/kg；应用血管钳夹阻断游离左肺动脉和静脉，吸气末用血管钳夹闭左主支气管，造成左肺缺血。建立肺缺血再灌注损伤模型最常用结扎法，操作简单省时，成功率高。
2.3 大鼠肺组织湿/干质量比、超氧化物歧化酶、丙二醛、髓过氧化物酶检测结果各组大鼠肺组织湿/干质量比、超氧化物歧化酶、丙二醛、髓过氧化物酶检测结果见图1。

缺血再灌注组和缺血后处理组肺组织湿/干质量比与假手术组比较有显著增高(P < 0.05)，说明在肺缺血再灌注损伤后水肿明显，而缺血后处理组与缺血再灌注组比较水肿较轻(P < 0.05)，说明缺血后处理可以减轻肺损伤后水肿。缺血再灌注组和缺血后处理组超氧化物歧化酶活性明显低于假手术组，差异有显著性意义(P < 0.05)，缺血后处理组明显高于缺血再灌注组(P < 0.05)。缺血再灌注组和缺血后处理组丙二醛含量和髓过氧化物酶活性显著高于假手术组(P均< 0.05)，缺血后处理组增高不明显，与缺血再灌注组比较，差异有显著性意义(P < 0.05)，说明缺血后处理可以降低缺血再灌注损伤所致的丙二醛含量和髓过氧化物酶活性增高。
2.4 肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6检测结果各组大鼠肺组织肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6含量结果见表1。缺血再灌注组和缺血后处理组肺组织肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6含量与假手术组比较有显著增高(P < 0.05)，缺血后处理组含量低于缺血再灌注组，差异有显著性意义(P < 0.05)。

2.5 肺组织病理学改变大体观察假手术组大鼠肺组织呈浅粉红色，无膨胀，外观正常；缺血再灌注组肺组织表面呈暗红色，可见充血，切面有液体渗出，肺体积稍增大；缺血后处理组肺组织有散在充血，肺水肿和体积变化较缺血处理组减轻。光镜下观察假手术组肺组织形态结构完整清晰，肺泡壁光滑，肺泡腔正常，无增厚，未见炎性细胞浸润和充血；缺血再灌注组肺泡壁增厚，有水肿和充血，还有大量炎性细胞浸润；缺血后处理组肺泡壁增厚和水肿程度较缺血再灌注组减轻，有部分炎性细胞浸润。肺组织病理学评分，缺血再灌注组和缺血后处理组与假手术组比较有明显增加(P < 0.05)，缺血后处理组较缺血再灌注组有所降低，差异有显著性意义(P < 0.05)，见图2。

参考文献

[1] Qi QY, Chen W, Li XL, et al.H?S protecting against lung injury following limb ischemia-reperfusion by alleviating inflammation and water transport abnormality in rats.Biomed Environ Sci.2014;27(6):410-418.

[2] Aydin MS, Caliskan A, Kocarslan A, et al.Intraperitoneal curcumin decreased lung, renal and heart injury in abdominal aorta ischemia/reperfusion model in rat.Int J Surg.2014;12(6): 601-605.

[3] Cao HB, Zhang LY.Effect of ischemic preconditioning on the expression of P-selectin in the lung injury following ischemia/reperfusion in the hind limbs of rats.Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi.2013;29(3):237-238, 250.

[4] Chen LN, Yang XH, Nissen DH, et al.Dysregulated renin-angiotensin system contributes to acute lung injury caused by hind-limb ischemia-reperfusion in mice.Shock. 2013;40(5):420-429.

[5] Duehrkop C, Banz Y, Spirig R, et al.C1 esterase inhibitor reduces lower extremity ischemia/reperfusion injury and associated lung damage.PLoS One.2013;8(8):e72059.

[6] Murry CE, Jennings RB, Reimer KA. Preconditioning with ischemia: a delay of lethal cell injury in ischemic myocardium.Circulation.1986;74(5):1124-1136.

[7] Saad MA, Abdelsalam RM, Kenawy SA, et al.Ischemic preconditioning and postconditioning alleviates hippocampal tissue damage through abrogation of apoptosis modulated by oxidative stress and inflammation during transient global cerebral ischemia-reperfusion in rats.Chem Biol Interact.2015; 232:21-29.

[8] Costa FL, Yamaki VN, Gonçalves TB, et al.Combined remote ischemic perconditioning and local postconditioning on liver ischemia-reperfusion injury.J Surg Res.2014;192(1):98-102.

[9] Lu YZ, Wang J, Song J, et al.Effect of ischemic postconditioning on the expression of myocardium matris metalloproteinase-2 induced by ischemia/reperfusion in rats.Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi.2014;30(1): 81-84.

[10] Zhang Q, Yan S, Tian Y, et al. Ischemic preconditioning improves liver tolerance to congestion-reperfusion injury in mice.J Surg Res.2014;189(1):152-158.

[11] Cao C, Wang S, Fan L, et al. Renal protection by ischemic preconditioning is associated with p50/p50 homodimers.Am J Nephrol.2010;31(2):1-8.

[12] Xia DY, Li W, Qian HR, et al. Ischemia preconditioning is neuroprotective in a rat cerebral ischemic injury model through autophagy activation and apoptosis inhibition.Braz J Med Biol Res.2013;46(7):580-588.

[13] Mansour Z,Bouitbir J,Charles AL,et al.Remote and local ischemic preconditioning equivalently protects rat skeletal muscle mitochondrial function during experimental aortic cross-clamping.J Vascul surg.2012;55(2):497-505.

[14] Eppinger MJ, Jones ML, Deeb GM, et al.Pattern of injury and the role of neutrophils in reperfusion injury of rat lung.J Surg Res.1995;58(6):713-718.

[15] Fukahori M, Murata T, Mohammed MU, et al.Early reperfusion induces alveolar injury in pulmonary embolism.Chest.1997; 111(1):198-203.

[16] Fadel E, Riou JY, Mazmanian M, et al.Pulmonary thromboendarterectomy for chronic thromboembolic obstruction of the pulmonary artery in piglets.J Thorac Cardiovasc Surg.1999;117(4):787-793.

[17] Li C, Xu M, Wu Y, et al.Limb remote ischemic preconditioning attenuates lung injury after pulmonary resection under propofol-remifentanil anesthesia: a randomized controlled study. Anesthesiology.2014;121(2):249-259.

[18] Geng ZL, Wu JW, Ma HL, et al.Effects of limb ischemia precondition on pulmonary free radicals and cytokine levels in a rabbit model of lung ischemia-reperfusion injury.Zhonghua Wai Ke Za Zhi.2010;48(13):1009-1012.

[19] Yu L, Luo Q, Fang H.Mechanism of ulinastatin protection against lung injury caused by lower limb ischemia-reperfusion. Panminerva Med.2014;56(1):49-55.

[20] Dong LY,Zheng JH, Qiu XX, et al.Ischemic preconditioning reduces deep hypothermic circulatory arrest cardiopulmonary bypass induced lung injury.Eur Rev Med Pharmacol Sci.2013; 17(13):1789-1799.

[21] Gyurkovics E,Aranyi P,Stangl R,et al.Postconditioning of the lower limb--protection against the reperfusion syndrome.J Surg Res.2011;169(1):139-147.

[22] Ren C, Yan Z, Wei D, et al.Limb remote ischemic postconditioning protects against focal ischemia in rats.Brain Res.2009;1288:88-94.

[23] Garbaisz D, Turóczi Z, Fülöp A, et al.Postconditioning can reduce long-term lung injury after lower limb ischemia-reperfusion.Magy Seb.2013;66(3):146-154.

[24] van den Berg E, Bem RA, Bos AP, et al.The effect of TIP on pneumovirus-induced pulmonary edema in mice.PLoS One. 2014;9(7):e102749.

[25] Park JW, Kang JW, Jeon WJ, et al. Postconditioning protects skeletal muscle from ischemia-reperfusion injury. Microsurgery. 2010;30(3): 223-229.

[26] Smith JK, Grisham MB, Granger DN, et al. Free radical defense mechanisms and neutrophil infiltration in postischemic skeletal muscle. Am J Physiol.1989;256(3 Pt 2):H789-93.

[27] Zheng W,Huang LZ,Zhao L,et al.Superoxide dismutase activity and malondialdehyde level in plasma and morphological evaluation of acute severe hemorrhagic shock in rats. Am J Emerg Med.2008;26(1): 54-58.

[28] Charles AL, Guilbert AS, Bouitbir J, et al. Effect of postconditioning on mitochondrial ysfunction in experimental aortic cross-clamping. Bri J Surg.2011; 98(4): 511-516.

[29] 姚树桐,桑慧,商战平,等.缺血后处理抑制大鼠肠缺血再灌注后肺组织核因子-κB活化及ICAM-1的表达[J].中国病理生理杂志, 2010,26(8):1570-1574.

[30] 许志扬,许建新,康明强. NF-κB抑制剂对大鼠移植肺缺血再灌注损伤的保护作用[J].中国现代医学杂志,2014,24(25):11-15.

[31] Cao QF,Qu MJ,Yang WQ,et al.schemia postconditioning preventing lung ischemia-reperfusion injury.Gene.2015; 554(1):120-124.

[32] Wu H, Lei S, Yuan J, et al.Ischemic postconditioning downregulates Egr-1 expression and attenuates postischemic pulmonary inflammatory cytokine release and tissue injury in rats.Surg Res.2013;181(2):204-212.

[33] 陈海娥,马迎春,何金波,等.缺血后处理对肺缺血/再灌注损伤的保护作用及其机制[J].中国应用生理学杂志,2014,30(3): 251-256.

引言

材料方法

1.1 造模动物及材料随机对照动物实验于2012年10月至2014年12月在中国医科大学实验室完成。
实验动物：选择健康清洁级4-8周龄雄性SD大鼠24只，体质量250-300 g，实验动物来源中国医科大学实验动物部，实验动物健康状况符合国家实验动物标准，经医学伦理会批准。大鼠在实验前标准饲料适应饲养1周，自由摄食水，环境清洁，通风良好，室温控制在20-26 ℃，温度70%左右，12 h昼夜交替，恒温，分笼饲养。术前禁食12 h，不禁水。
1.2 造模方法
动物分组：24只大鼠按随机数表法分为假手术组、缺血再灌注组、缺血后处理组，每组8只。
建模方法：参照文献报道建立肺缺血再灌注损伤模型^[14]，大鼠仰卧位固定在手术台上，常规备皮消毒，应用体积分数10%水合氯醛(3 mL/kg)腹腔内注射麻醉，尾静脉注射肝素100 U/kg，气管切开后插管，接小动物呼吸机通气，呼吸频率70次/min，潮气量8.0-9.0 mL/kg，吸呼比为1∶2。左侧胸骨第5肋间开胸，显露并分离左侧肺门，显微镜下游离左肺动脉和静脉，近心端用无损伤血管钳夹阻断，吸气末用血管钳夹闭左主支气管，造成左肺缺血。假手术组只分离左侧肺门和肺动静脉，未阻断。缺血再灌注组肺缺血1 h后放开，再灌注2 h。缺血后处理组建模方法同缺血再灌注组，只在灌注前给予3次缺血30 s再灌注30 s处理，然后恢复再灌注2 h。
1.3 造模成功的检测标准造模后检测大鼠肺组织湿/干质量比，湿/干质量比增加说明肺间质和肺泡有水肿；肺组织丙二醛、髓过氧化物酶的含量显著增加，超氧化物歧化酶含量减少，肺组织病理观察见肺泡壁增厚，有水肿，大量炎性细胞浸润，证明建模后对大鼠肺组织造成严重的缺血再灌注损伤。
1.4 肺组织检查麻醉下处死动物，取左肺组织，将其分成3等分。上1/3检测肺组织湿/干质量比，生理盐水冲洗，去除多余水分，称肺组织湿质量，100 ℃烘烤24 h后称干质量，计算湿/干质量比。中1/3肺组织剪成大小1 mm×1 mm× 1 mm组织块，用体积分数10%甲醛溶液固定24 h，常规冲洗脱水，石蜡包埋4 μm切片，苏木精-伊红染色，光学显微镜下观察肺组织病理学改变，并进行肺组织病理评分。下1/3肺组织称质量制成10%匀浆，4 ℃离心机3 000 r/min离心 10 min，检测超氧化物歧化酶活性、丙二醛含量、髓过氧化物酶活性，酶联免疫吸附法测肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6含量，按相应酶联免疫试剂盒说明操作。
1.5 主要观察指标大鼠肺组织湿/干质量比，超氧化物歧化酶活性，丙二醛含量，髓过氧化物酶活性，肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6含量，肺组织病理学改变。
1.6 统计学分析采用SPSS 13.0软件进行统计学分析，实验数据以x±s表示，组间比较采用单因素方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

3.1 肺缺血再灌注损伤模型的建立用于建立肺缺血再灌注损伤模型的实验动物有大鼠、兔和犬，最初动物实验有应用血栓注入法或口服凝血酸法制作肺缺血再灌注损伤模型，因血栓栓塞后造成缺血部位不确定和再灌注困难等原因很少应用。应用气囊或导管堵塞肺动脉法，需要有造影设施配合，气囊堵塞时固定操作困难，而且容易破裂，导管长期静脉放置可能出现血栓，仅适合制作急性肺损伤模型，导管堵塞通过置入异物实现缺血，需要时间长，用于慢性肺动脉栓塞^[15-16]。
建立肺缺血再灌注损伤模型最常用结扎法，操作简单省时，成功率高，为避免有血栓形成，造模前静脉注射肝素，大鼠在开胸时小心操作避开大血管，防止出血，用无创血管钳夹闭肺动静脉血管和气管，缺血一定时间后撤除血管钳恢复血流。此方法实用性强，不需要造影设备，造模后病理学结果得到证实。参照以往模型建立方法，本文在造模前尾静脉注射肝素100 U/kg，肺缺血 1 h再灌注2 h，观察肺组织表面呈暗红色，有充血，肺体积增大，病理结果见肺泡壁增厚，有水肿和充血，还有大量炎性细胞浸润。
3.2 缺血再灌注损伤干预对缺血再灌注损伤干预有缺血预处理、缺血后处理和远距调节方式，都是对缺血组织和器官起到保护作用的措施^[17-20]。但在临床上组织器官的缺血再灌注损伤往往是不可预见的，患者常会由于其自身的原发病使得手术前器官已经处于严重的缺血状态，缺血预处理根本无法实施，所以限制了缺血预处理的应用。而缺血后处理是针对已经缺血的器官或组织给予的多次短时间缺血再灌注处理，在临床应用比较广泛，尤其是在心胸外科手术、器官移植等方面具有明显优势，可以调动机体内源性保护机制，避免发生再灌注综合征，有效减轻缺血再灌注损伤^[21]。Ren等^[22]研究远距调节后处理对脑卒中缺血缺氧性脑病有保护作用，但这种调节有额外创伤，很难在临床上得以实施。Garbaisz等^[23]研究发现缺血后处理可以减轻肢体缺血再灌注损伤后的肺组织损伤。结合相关文献报道，本研究对大鼠肺组织缺血再灌注模型给予缺血后处理，通过观察肺水肿、氧自由基产生、炎性反应释放等病理生理反应以及肺组织病理学改变，分析缺血后处理对肺缺血再灌注损伤的影响。
3.3 肺组织各项指标检测肺组织湿/干质量比是肺损伤的一个典型症状，也是肺水肿的重要指标，湿/干质量比增加说明肺间质和肺泡有水肿^[24]。在缺血再灌注损伤后，肺组织湿/干质量比显著增加，但缺血后处理组的湿/干质量比与缺血再灌注组比较显著降低，表明缺血后处理对损伤后的肺水肿有明显抑制作用。
髓过氧化物酶存在于中性粒细胞中，是一种特有的还原酶，为中性粒细胞活化和聚集的标志，其含量的高低可定量反映出多形核白细胞的浸润程度，髓过氧化物酶活性增加证明中性粒细胞浸润聚集^[25-26]。在缺血再灌注过程中会引起脂质过氧化反应，有大量氧自由基生成，超氧化物歧化酶是机体清除氧自由基的酶，在肺缺血再灌注损伤后被冲走，导致清除自由基酶活性下降，丙二醛是自由基引起脂质过氧化终末代谢产物，在肺发生缺血再灌注时，由于氧自由基生成过多引发脂质过氧化反应，因此，可以通过超氧化物歧化酶和丙二醛指标来反映脂质过氧化程度^[27-28]。在肺损伤后组织内髓过氧化物酶含量增高，缺血后处理可以降低其含量，抑制细胞间黏附分子1等表达，降低中性粒细胞局部黏附及活化，减轻内皮细胞损伤，保护血管内皮细胞功能^[29]。
本研究发现肺缺血再灌注损伤可以显著增加丙二醛、髓过氧化物酶的含量，减少超氧化物歧化酶的含量，肺组织病理观察见肺泡壁增厚，有水肿及大量炎性细胞浸润，证明建模后对大鼠肺组织造成严重的缺血再灌注损伤。缺血后处理可以显著增加超氧化物歧化酶活性，降低丙二醛、髓过氧化物酶水平，减轻缺血再灌注过程中氧化损伤，改善缺血再灌注损伤后组织病理改变，可见缺血后处理通过降低炎症反应、减少氧自由基产生、减轻肺组织水肿来保护肺损伤。
肺缺血再灌注损伤的特征是肺泡上皮细胞和肺毛细胞血管内皮细胞受损，主要表现为肺血管通透性增加。肺组织缺血再灌注损伤时，大量白细胞激活，CD4+T淋巴细胞启动并激活，肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β、干扰素γ、转化生长因子β、白细胞介素6、白细胞介素8和白细胞介素10等细胞因子合成和释放。肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β是发挥重要作用的炎症因子，在肺缺血再灌注组织中表达增加。
肿瘤坏死因子α来自肺泡巨噬细胞，是肺缺血再灌注后最早释放的细胞因子，随着炎症加重肿瘤坏死因子α水平逐渐上升，直接导致肺组织毛细胞血管内皮细胞的损伤，引起肺水肿的同时诱导白细胞介素6等细胞因子的分泌，激活中性粒细胞，使氧自由基释放和脂质过氧化等，抑制肺泡Ⅱ型上皮细胞合成和分泌肺泡表面活性物质，白细胞介素1β的增加会使炎症因子大量释放，同时激活内皮细胞，使细胞间黏附分子1上调表达，促进肺泡上皮细胞的损伤，肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β的协同作用，会增加肺泡毛细血管的渗透性，使肺组织损伤加重^[30]。
Cao等[31]研究发现缺血后处理可以明显抑制缺血再灌注损伤后肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6水平增加，Wu等^[32]还发现早期生长反应基因-1参与肺组织损伤，并与肿瘤坏死因子α和白细胞介素1β炎症细胞因子生长有关。本研究缺血再灌注组和缺血后处理组肺组织肿瘤坏死因子α、白细胞介素1β和白细胞介素6含量与假手术组比较有显著增高(P < 0.05)，说明其在肺缺血再灌注损伤组织中表达增强，缺血后处理组含量低于缺血再灌注组，缺血后处理抑制炎症反应，减轻肺组织缺血再灌注损伤。
此外，缺血后处理还可以抑制细胞内钙超载，在缺血再灌注损伤时细胞内酸中毒促进细胞处钙离子内流，再加上自由基介导的细胞膜脂质氧化反应，激活磷脂酶使膜磷脂降解，细胞通道性增强，造成细胞内钙超载，引起线粒体通透性转换孔开放，导致线粒体功能障碍，造成细胞损伤或凋亡。缺血后处理能减少氧自由基生成和脂质过氧化损伤，减轻细胞内钙超载，同时通过反复阻断血流，使细胞内外浓度逐渐恢复，离子交换逐渐减少，降低细胞内钙超载能力。再灌注损伤补救酶通路是缺血再灌注损伤的经典通路，由PI3K/Akt和ERK途径组成，对缺血后处理器官有保护作用。陈海娥等^[33]研究缺血后处理抑制P38丝裂原活化蛋白激酶应激信号通路减轻肺细胞凋亡，实现内源性保护。总之，缺血后处理是个多因素参与、多路径调节的复杂过程，各种作用机制之间相互影响，共同实现组织保护作用，由于缺血后处理操作简单和无创性等特点，在肺组织缺血再灌注损伤中具有广阔的研究前景和应用价值。

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