2.1   各组大鼠训练前后血压的变化   训练前，两组大鼠血压水平比较均无统计学差异(P > 0.05)。与训练前比较，运动组训练后收缩压和舒张压降低(P < 0.05)，而对照组收缩压和舒张压升高(P < 0.05)；与对照组比较，运动组收缩压和舒张压下降(P < 0.05)，见图1。
2.2   内皮祖细胞形态学观察与鉴定   倒置显微镜观察发现，培养3 d时培养细胞呈鹅卵石样，形态为梭状或不规则样，7 d时形成细胞集落，见图2A。荧光显微镜观察发现，培养7 d时Dil-Ac-LDL呈红色荧光，FITC-UEA-I呈绿色荧光，双阳性细胞(红色和绿色荧光重叠，呈现黄色)即为内皮祖细胞，见图2B。
2.3   内皮祖细胞外泌体形态学观察与鉴定   透射电镜观察显示，内皮祖细胞外泌体形态为杯形或圆形膜囊泡结构，见图3A。免疫印迹结果显示，内皮祖细胞外泌体高表达特异性外泌体表面蛋白CD9、CD63和TSG101，各蛋白表达量均显著高于内皮祖细胞，见图3B，C。
2.4   内皮祖细胞外泌体miR-27a表达量   与对照组比较，运动组内皮祖细胞外泌体miR-27a表达量上调(P < 0.05)，见图4。
2.5   细胞实验结果   
2.5.1   Neuro-2a细胞对内皮祖细胞外泌体摄取率   免疫荧光显示，PKH26标记的内皮祖细胞外泌体呈现红色荧光，见图5A。与12 h比较，共孵育24 h后Neuro-2a细胞对两组内皮祖细胞外泌体摄取率均升高(P < 0.05)；与对照组比较，共孵育12，24 h后Neuro-2a细胞对运动组内皮祖细胞外泌体摄取率显著升高(P < 0.05)，见图5B。















2.5.2   miR-27a抑制剂效率验证   抑制剂处理组miR-27a表达水平显著低于空白组，差异有显著性意义(P < 0.05)，而miR-27a模拟物处理组miR-27a表达水平则显著高于空白组，差异有显著性意义(P < 0.05)，见图6。




2.5.3   Neuro-2a细胞与内皮祖细胞外泌体共培养对miR-27a表达量的影响   与空白组比较，血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理后Neuro-2a细胞中miR-27a表达量下降(P < 0.05)；与血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理比较，添加对照组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞中miR-27a表达量无显著性变化(P > 0.05)；与添加对照组内皮祖细胞外泌体比较，添加运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞中miR-27a表达量显著升高(P < 0.05)；与添加运动组内皮祖细胞外泌体比较，使用miR-27a抑制剂后miR-27a表达量显著下降(P < 0.05)，见图7。



2.5.4   Neuro-2a细胞与内皮祖细胞外泌体共培养对Neuro-2a细胞存活率的影响   与空白组比较，血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理后Neuro-2a细胞存活率下降(P < 0.05)；与血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理比较，添加对照组和运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a
细胞存活率均升高(P < 0.05)；与添加对照组内皮祖细胞外泌体比较，添加运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞存活率升高(P < 0.05)；与添加运动组内皮祖细胞外泌体比较，使用miR-27a抑制剂后Neuro-2a细胞存活率降低(P < 0.05)，见图8。
2.5.5   Neuro-2a细胞与内皮祖细胞外泌体共培养对Neuro-2a细胞活性氧水平的影响   免疫荧光观察显示，活性氧呈现绿色荧光。见图9A。与空白组比较，血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理后Neuro-2a细胞活性氧水平升高(P < 0.05)；与血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理比较，添加对照组和运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞活性氧水平均下降(P < 0.05)；与添加对照组内皮祖细胞外泌体比较，添加运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞活性氧水平降低(P < 0.05)；与添加运动组内皮祖细胞外泌体比较，使用miR-27a抑制剂后Neuro-2a细胞活性氧水平升高(P < 0.05)，见图9B。
2.5.6   Neuro-2a细胞与内皮祖细胞外泌体共培养对Neuro-2a细胞相关蛋白表达的影响  与空白组比较，血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理后Neuro-2a细胞中细胞色素C和NADPH氧化酶4蛋白表达上调(P < 0.05)；与血管紧张素Ⅱ联合缺氧处理比较，添加对照组和运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞中细胞色素C和NADPH氧化酶4蛋白表达均下调(P < 0.05)；与添加对照组内皮祖细胞外泌体比较，添加运动组内皮祖细胞外泌体后Neuro-2a细胞中细胞色素C和NADPH氧化酶4蛋白表达降低(P < 0.05)；与添加运动组内皮祖细胞外泌体比较，使用miR-27a抑制剂后Neuro-2a细胞中细胞色素C和NADPH氧化酶4蛋白表达升高(P < 0.05)，见图10。

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神经系统疾病是全球范围内死亡和致残的主要原因之一，其中脑卒中的死亡率仅次于心脏病[1-2]。高血压和缺乏运动是脑血管疾病的主要风险因素[1]，而规律体力活动可延缓高血压的发展并降低脑卒中、血管性痴呆等脑血管疾病的发病率[3-4]。尽管流行病学和前瞻性研究均证实了运动康复对高血压患者的有益作用[3-4]，但运动对缺血性脑卒中等高血压相关脑血管疾病的潜在分子机制尚未完全明确。
内皮祖细胞是源自骨髓的内皮细胞前体细胞，在防治内皮功能障碍和心血管疾病等方面具有潜在价值[5]。在多种心血管疾病中，循环内皮祖细胞数量和功能均会发生改变[6]，但病理生理意义仍不清楚。研究表明，高血压患者内皮祖细胞再生和修复能力下降[7]，且内皮祖细胞参与了高血压患者的动脉硬化和血管重塑[8]，提示内皮祖细胞的功能状态与高血压患者血管内皮功能障碍密切相关。因此，恢复内皮祖细胞功能可能是防治高血压相关疾病的重要策略之一。规律运动能够刺激健康人群、心血管疾病(包括高血压)和代谢性疾病患者的内皮祖细胞动员和分化、增强血管生成能力，促进血管修复[9-11]。高强度间歇训练作为一种交替进行高强度运动和低强度恢复的训练方式，降压效果明显优于传统有氧运动，且具有显著的时效性特点，有望成为高血压患者运动康复的替代模式[12]。
外泌体是一类直径为10-150 nm的细胞外囊泡，由细胞内的多泡体与细胞膜融合后释放到细胞外形成[13]。外泌体广泛存在于各种体液中，如血液、唾液、尿液、乳汁等，在细胞间通讯、免疫调节、组织修复和疾病发生发展中起重要作用[14]。研究表明，外泌体携带的生物分子及功能因细胞来源和刺激状态而异[13]。高血压和低氧条件下，内皮祖细胞来源外泌体和脑微血管内皮细胞之间的通讯受损，这可能是高血压脑卒中患者预后不良的关键机制[15-17]。运动能够诱导外泌体释放，通过调节细胞间通讯对机体产生系统性有益影响[18-22]。然而，运动干预对高血压状态下内皮祖细胞来源外泌体功能的影响尚不清楚。该研究首先对自发性高血压大鼠进行高强度间歇训练6周，分离培养大鼠骨髓来源内皮祖细胞并提取外泌体，然后采用血管紧张素Ⅱ联合氧糖剥夺法建立高血压缺氧Neuro-2a细胞损伤模型，探讨运动诱导的内皮祖细胞外泌体的潜在治疗作用以及miR-27a在其中的分子机制。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

1.1   设计   随机对照动物实验。
1.2   时间及地点   实验于2022年10月至2023年10月在郑州航空工业管理学院运动康复实验室完成。
1.3   材料
1.3.1   实验动物   10周龄雄性自发性高血压大鼠24只，体质量180-200 g，由北京维通利华实验动物技术有限公司提供，动物质量合格证号为SCXK (京)2022-005。饲养条件：温度22-26 ℃，相对湿度50%-70%，12 h/12 h明暗周期，自由进食水。实验方案经郑州航空工业管理学院动物实验伦理委员会批准，审批号为ZUA-2022-06-08。
1.3.2   实验试剂   戊巴比妥钠(美国Sigma-Aldrich公司)；DiI-Ac-LDL和FITC-UEA-I(Life Technologies)；PKH26(上海宇玫博生物科技有限公司)；血管紧张素Ⅱ(美国Sigma-Aldrich公司)；miR-27a抑制剂、miR-27a模拟物(德国Qiagen公司)；CCK-8试剂盒(英国Abcam公司)；DCFH-DA(美国Thermo公司)；BCA试剂盒(上海碧云天生物技术有限公司)；Trizol试剂盒(美国Thermo公司)；CD9、CD63、TSG101一抗(美国Thermo公司)；细胞色素C、NADPH氧化酶4一抗(英国Abcam公司)。
1.3.3   实验仪器   无创血压测量仪(Softron BP-2010A，日本)；电动跑台(北京莱艾特科技发展有限公司)；倒置显微镜(Leica DM IL LED，德国)；荧光显微镜(Leica TCS SP8 X，德国)；透射电镜(MegaView G3，德国)；超速离心机(Beckman Optima MAX-XP，美国)；酶标仪(Multiskan FC，美国)。
1.3.4   实验细胞   小鼠脑神经瘤细胞(neuroblastoma N2a cells，Neuro-2a)株，由上海钰博生物科技有限公司提供(货号：YB-ATCC-2232)。
1.4   实验方法   
1.4.1   实验动物分组   24只自发性高血压大鼠适应性饲养1周后随机分为运动组和对照组，每组12只。运动组进行6周高强度间歇训练，对照组于笼内安静饲养。实验过程中由于感染、死亡、拒跑等原因，共剔除3只大鼠，最终样本量为21只，其中运动组10只、对照组11只。
1.4.2   训练方案   参照袁国强等[23]制定的运动组训练方案。首先利用电动跑台测定大鼠峰值跑速，方案为：起始负荷5 m/min，坡度0°，每2 min增加1.5 m/min，直至力竭，记录最后1级负荷对应的跑速即为峰值跑速。随后运动组大鼠进行3次/周、共6周的高强度间歇训练，方案为：以80%峰值跑速训练4 min、紧接着以40%峰值跑速训练4 min为1组，交替重复7组。训练前后分别进行5 min热身和冷身，强度为20%峰值跑速。分别于第2周和第4周重新测定峰值跑速以及时调整训练强度。
为确保大鼠适应训练强度，训练第1周采用逐步适应的方式。大鼠首先进行1次或2次低强度(40%峰值跑速)的适应性训练，每次训练时间不超过10 min，随后逐渐增加高强度训练的比例，直至大鼠能够适应完整的训练方案。适应过程通常需要3-5 d，具体时间根据大鼠的个体差异进行调整。在整个训练过程中，密切观察大鼠的行为和生理反应，以评估是否存在疲劳或过度训练的迹象。若大鼠在训练过程中出现以下情况之一，则终止训练：持续3 d以上拒绝奔跑或无法完成训练任务；体质量下降超过10%且无法通过调整训练强度恢复；出现明显的呼吸困难或其他异常生理反应。通过上述详细的训练方案和监测措施，此研究确保了大鼠能够适应高强度间歇训练，同时避免了过度训练或疲劳对实验结果的干扰。
1.4.3   血压测定   分别于训练前和末次训练后72 h采用无创血压测量仪测定大鼠尾动脉血压[24]。将大鼠置于固定器中，鼠尾局部加温(34 ℃)持续10 min。将加压尾套和脉搏换能器依次套在鼠尾，用橡皮球充气加压，随后缓慢放气减压，记录收缩压和舒张压。连测3次，取平均值。
1.4.4   内皮祖细胞分离、培养和鉴定[25]   3%戊巴比妥钠腹腔注射(50 mg/kg)麻醉大鼠，无菌条件下分离股骨和胫骨，去除骨骺端，用1 mL无菌注射器吸取α-MEM培养基冲洗骨髓腔。将冲洗液等比例加于Ficoll液中，400×g离心20 min，弃上清，用α-MEM完全培养基重悬，调整细胞浓度为5×109 L-1，接种于细胞培养瓶中，置于 37 ℃、体积分数5% CO₂培养箱中培养，3 d后弃去未贴壁细胞，贴壁细胞继续培养，每2 d更换1次培养基，培养至第7天，利用倒置显微镜观察细胞形态。
将培养第7天的内皮祖细胞与DiI-Ac-LDL(30 μg/mL)在37 ℃避光孵育1 h，然后用20 g/L多聚甲醛固定10 min，与FITC-UEA-I(10 μg/mL)室温孵育1 h，PBS洗涤细胞3次，用荧光显微镜观察细胞的荧光染色情况。
1.4.5   内皮祖细胞外泌体分离与鉴定   参照文献[26]利用超速离心法分离内皮祖细胞外泌体。收集培养48 h的内皮祖细胞培养液，4 ℃、2 000×g离心10 min，取上清，12 000×g离心10 min去除细胞碎片和杂质，取上清液经0.45 μm无菌滤器过滤；将滤过液在4 ℃、100 000×g离心90 min，弃上清，用PBS重悬沉淀后，-80 ℃低温冻存备用。
透射电镜观察内皮祖细胞外泌体的形态特征。将分离得到的外泌体悬浮于适量的PBS中，取10-20 µL样本滴加到铜网上，静置10 min，用1%磷钨酸(pH=6.8)染液进行负染色15 min，将铜网自然干燥后，置于透射电子显微镜下观察。
免疫印迹法检测外泌体特异性表面蛋白CD9 (1∶2 000)、CD63(1∶1 000)和TSG101(1∶1 000)表达，以β-tubulin(1∶5 000)为内参，以内皮祖细胞为对照。具体步骤详见1.4.9(4)。
1.4.6   实时荧光定量PCR检测外泌体miR-27a表达量[27]   Trizol试剂盒提取外泌体总RNA，通过NanoDrop分光光度计检测RNA的浓度和纯度(A260/A280比值)。利用反转录酶将提取的RNA反转录为cDNA，反应条件为：37 ℃反应60 min，随后95 ℃灭活5 min。采用实时荧光定量PCR(qPCR)法进行扩增。扩增条件：95 ℃预变性3 min，95 ℃变性15 s、60 ℃退火30 s、60 ℃延伸30 s，共循环40次。引物设计：miR-27a(正向引物：5’-UGG AGA AGG AGG UGA AGG-3’，反向引物：5’-GCG GCG GCG GCG GCG GCG-3’)，U6(正向引物：5’-GCT TCG GCA GCA CAT ATA CTA AAA T-3’，反向引物：5’- CGC TTC ACG AAT TTG CGT GTC AT-3’)。以U6作为内参基因，采用 2-ΔΔCt法计算miR-27a相对表达量。
1.4.7   Neuro-2a细胞培养   Neuro-2a细胞培养于含体积分数10%胎牛血清、1%青霉素和链霉素的高糖DMEM培养基中，于37 ℃、体积分数5% CO2培养箱中培养。细胞融合至80%-90%时按1∶3传代，取对数生长期细胞用于实验。
1.4.8   Neuro-2a细胞对内皮祖细胞外泌体的摄取   用荧光染料PKH26标记内皮祖细胞外泌体。取上述分离的内皮祖细胞外泌体沉淀，重悬于1 µL含PKH26的PBS中，室温孵育10 min，添加500 µL 1%BSA/PBS停止反应，室温放置10 min，4 ℃、100 000×g离心60 min，去除未结合的染料，收集PKH26标记的内皮祖细胞外泌体，调整外泌体浓度为1×109 particle/μL。将在24孔板中生长的Neuro-2a细胞(5×104/孔)与标记的外泌体(50 μL)共孵育24 h。孵育结束后，用胰酶消化收集Neuro-2a细胞，用PBS洗涤以去除未被摄取的外泌体，通过荧光显微镜观察12，24 h细胞内的荧光分布情况，计算外泌体的摄取率(以对照组12 h的荧光强度为100%)。
1.4.9   神经元损伤细胞模型制作与处理   利用血管紧张素Ⅱ和低氧刺激Neuro-2a细胞模拟神经元损伤，该模型能够有效模拟高血压缺血性脑卒中病理过程，已被广泛应用于相关研究[28]。血管紧张素Ⅱ可升高血压，缺氧是脑卒中的基本病理生理过程，因此两种刺激叠加可模拟高血压缺血性脑卒中。用含有血管紧张素Ⅱ(1 μmol/L)的无血清无糖DMEM培养基，于低氧细胞培养箱(体积分数2% O2、93% N2、5% CO2)中培养Neuro-2a细胞8 h，随后在标准CO2培养箱中复氧16 h。
复氧期间，将Neuro-2a细胞给予以下处理：与对照组内皮祖细胞外泌体共孵育、与运动组内皮祖细胞外泌体共孵育、与运动组内皮祖细胞外泌体以及miR-27a抑制剂(0.1 nmol/L)共孵育16 h。以常氧高糖DMEM培养基培养的Neuro-2a细胞为空白组。共孵育后收集细胞，随后进行以下实验。
(1) miR-27a抑制剂效率验证：在使用miR-27a抑制剂进行实验之前，首先验证其抑制效率。Neuro-2a细胞分为3组：空白组(未经任何处理)、抑制剂处理组(用0.1 nmol/L miR-27a抑制剂处理)和模拟物处理组(用0.1 nmol/L miR-27a模拟物处理)。各组细胞在37 ℃、体积分数5% CO₂培养箱中孵育24 h后利用实时荧光定量PCR检测miR-27a表达量(同1.4.6)。
(2)Neuro-2a细胞存活率检测：采用CCK-8法检测细胞存活率。收集培养细胞，每孔加入10 μL CCK-8工作液，轻轻振荡混匀，室温继续孵育2 h，利用酶标仪于450 nm处测定各孔吸光度值，计算细胞存活率。
细胞存活率=实验各组吸光度值/空白组吸光度值×100%。
(3)Neuro-2a细胞活性氧水平检测：利用超氧化物荧光阴离子探针2’，7’-二氯二氢荧光素二乙酸酯(2’，7’-dichlorodihydrofluorescein diacetate，DCFH-DA)检测Neuro-2a细胞活性氧水平。收集培养细胞，取100 μL细胞悬液与等体积DCFH-DA(10 μmol/L)于37 ℃
孵育90 min，荧光显微镜观察拍照，Image J软件测量荧光强度。
(4)Neuro-2a细胞蛋白相关表达检测：采用免疫印迹法检测Neuro-2a细胞中细胞色素C(1∶500)和NADPH氧化酶4(1∶1 000)蛋白表达量。提取Neuro-2a细胞总蛋白，BCA法进行蛋白定量，取10 μg蛋白样品，通过SDS-PAGE凝胶电泳并转移到PVDF膜上，在室温下用5%脱脂牛奶封闭膜1 h，加入一抗4 ℃孵育过夜，洗膜后加入辣根过氧化物酶偶联二抗(1∶10 000)，室温孵育1 h。用增强化学发光显影液显影，使用Image J软件对蛋白条带进行半定量分析。β-actin(1∶5 000)为内参蛋白。
1.5   主要观察指标   ①大鼠训练前后的收缩压和舒张压；②内皮祖细胞外泌体miR-27a表达量；③Neuro-2a细胞摄取外泌体情况；④血管紧张素Ⅱ和低氧处理后Neuro-2a细胞存活率；⑤血管紧张素Ⅱ和低氧处理后Neuro-2a细胞内活性氧水平；⑥血管紧张素Ⅱ和低氧处理后Neuro-2a细胞中细胞色素C和NADPH氧化酶4的蛋白表达量。
1.6   统计学分析   数据以x±s表示。组内干预前后比较使用配对t检验，两组间比较使用独立样本t检验；3组以上比较使用单因素方差分析，多重比较采用LSD检验。P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法已经通过广西中医药大学生物统计学专家审核。

该研究旨在探讨高强度间歇运动对高血压状态下内皮祖细胞外泌体功能的影响及可能机制，结果发现：①6周运动干预增加内皮祖细胞外泌体中miR-27a表达量以及外泌体干预后Neuro-2a细胞中miR-27a表达量；②运动诱导的内皮祖细胞外泌体提高Neuro-2a细胞存活能力，降低活性氧水平，下调细胞色素C和NADPH氧化酶4表达水平，上述作用在给予miR-27a抑制剂后被削弱。上述结果提示，运动诱导的内祖细胞外泌体通过改善氧化应激对神经元起保护作用，其潜在机制与外泌体携带的miR-27a有关。
细胞之间通过直接接触、受体、内分泌、离子通道等方式进行的物质交换和信息传递称为细胞间通讯，这也是维持大脑内环境稳态和正常功能的基础[29]。作为新型细胞间通讯因子，细胞外囊泡可将生物材料(如miRNA、长链非编码RNA、蛋白质等)转移至受体细胞[30]。外泌体是细胞外囊泡的一个特定亚群，参与多种生理和病理过程，如免疫调节、肿瘤发生发展、组织修复等[14]。高血压时内皮祖细胞外泌体与脑微血管内皮细胞间的通讯受损[15]，这可能是高血压脑卒中患者预后较差的潜在机制。针对缺血性脑卒中的研究发现，骨髓来源内皮祖细胞与神经元之间的通讯有助于神经功能恢复[31]。运动能够刺激诸多组织细胞分泌外泌体，其中富含多种生物活性分子，进而介导组织间的相互作用[18-22]。
WANG等[32]报道，中等强度有氧运动能够促进C57BL/6小鼠骨髓内皮祖细胞外泌体释放并减轻缺血性脑卒中损伤。值得注意的是，训练的降压效果呈现运动强度依赖性[12]。该研究采用高强度间歇训练模式，结果发现短期(6周)干预后，自发性高血压大鼠尾动脉血压水平显著下降，这在多项研究中均得到证实[23，33-36]。
在外泌体的众多生物活性分子中，miRNA被认为是外泌体功能的主要执行者[37]。先前的研究表明，运动可引起细胞外囊泡蛋白组或miRNA谱的变化[38-39]。
在众多miRNA中，miR-27a具有强大的神经血管保护作用[40-42]。miR-27a可能是防治缺血性损伤的可能靶点。此外，miR-27a可介导运动对主动脉的保护作用[42]，证实miR-27a参与了运动健康效应的生理过程。在该研究中，运动干预能够显著上调miR-27a表达水平，与前期的多项研究结果一致[42]，然而这一过程的具体机制需要进一步研究。
研究表明，高血压时内皮祖细胞与脑内皮细胞之间的外泌体通讯受损[15]，这可能导致高血压脑卒中患者预后不良。Neuro-2a具有神经干细胞特征，在神经分化、轴突生长及神经信号通路等方面应用广泛，常作为神经细胞的代用细胞用于研究神经系统疾病[43]。该研究利用Neuro-2a细胞与内皮祖细胞外泌体共培养发现，Neuro-2a细胞对运动组大鼠内皮祖细胞外泌体摄取率显著提高，表明运动能够改变外泌体的掺入效率，与WANG等[32]针对有氧运动的研究结果相似。不同类型细胞对外泌体的摄取涉及多种机制，包括融合、受体介导的内吞作用、微胞饮和吞噬作用[14]，然而神经元对内皮祖细胞外泌体的摄取机制尚未揭示。
研究发现，间充质干细胞外泌体在神经系统和循环系统疾病治疗中表现出强大的抗氧化能力[44]。氧化应激是以活性氧过量累积为特征的病理生理过程，而神经元极易受氧化应激的影响[45]。该研究制作高血压和缺氧神经元损伤细胞模型，结果发现损伤的Neuro-2a细胞存活率下降，活性氧产生明显增加，而添加运动组内皮祖细胞外泌体则提高细胞存活并减轻氧化应激，表明运动干预可以增强内皮祖细胞外泌体对抗氧化应激的能力。鉴于miR-27a对缺血性脑损伤的作用[40]，推测可能与miR-27a有关。该研究使用特异性抑制剂阻断miR-27a功能，结果发现运动组内皮祖细胞外泌体对Neuro-2a细胞的上述有益效应被削弱，提示miR-27a是内皮祖细胞外泌体功能的重要“调节器”。据此推断，运动干预促进miR-27a装入内皮祖细胞外泌体，而在细胞共培养过程中，外泌体又将其携带的miR-27a转移至Neuro-2a细胞中，进而发挥抗氧化效应。
NADPH氧化酶4是NADPH氧化酶家族的一员，通过催化NADPH氧化生成超氧阴离子，后者攻击线粒体膜，导致线粒体膜电位下降，线粒体通透性转换孔开放(即膜通透性增加)，从而允许离子和小分子通过线粒体膜，由此产生的离子平衡导致呼吸链解偶联，促进细胞色素C释放至细胞浆，启动细胞凋亡途径[46]。此外，细胞色素C还可导致氧化还原稳态失衡，从而进一步增强NADPH氧化酶4活性，加重细胞氧化损伤[47]。在该研究中，血管紧张素Ⅱ联合缺氧刺激显著上调Neuro-2a细胞中NADPH氧化酶4和细胞色素C蛋白水平，这与活性氧过量产生以及细胞活力降低相一致。内皮祖细胞外泌体通过下调NADPH氧化酶4和细胞色素C表达降低活性氧含量，从而拯救Neuro-2a细胞，其中运动组的作用更为明显，且这一效应被miR-27a抑制剂所阻断。据报道，miR-27a能够对抗低氧诱导的神经细胞氧化应激和凋亡[40-41]，因此推测运动诱导的内皮祖细胞外泌体通过miR-27a途径抑制Neuro-2a细胞氧化应激，减轻高血压和缺氧所致的神经损伤，进而对神经元发挥保护效应。
然而，此研究仍存在一些潜在的局限性：第一，缺乏长期随访，此研究仅在运动干预6周后评估了内皮祖细胞外泌体的功能变化及其对神经元的保护作用，缺乏长期随访数据评估运动干预效果的持续性。第二，运动方案的多样性不足，此研究仅采用了高强度间歇训练作为运动干预方式，而未探讨其他运动方案(如有氧运动、抗阻训练等)对内皮祖细胞外泌体功能的影响。因此，未来的研究应考虑多种运动方案的比较，以评估其对内皮祖细胞外泌体功能的长期影响。第三，氧化应激标志物的局限性，尽管此研究检测了活性氧水平和相关蛋白表达，但缺乏对其他氧化应激标志物(如超氧化物歧化酶、丙二醛等)的检测。这些标志物能够提供更全面的氧化损伤评估，有助于进一步理解运动干预的抗氧化机制。第四，临床转化的挑战，尽管动物实验为运动干预的潜在机制提供了重要线索，但临床转化仍面临挑战。未来的研究需要在临床人群中验证运动干预对内皮祖细胞外泌体功能的影响，并探索其在脑卒中预防中的具体应用。
结论：高强度间歇训练的自发性高血压大鼠内皮祖细胞外泌体通过miR-27a途径减轻受损神经元氧化应激，研究结果为理解高强度间歇训练改善高血压相关血管功能障碍的作用机制提供了崭新视角，并为开发基于内皮祖细胞外泌体的防治策略提供了理论依据。运动作为一种非药物干预手段，具有安全、易行、成本低等优点，尤其适合长期应用于高血压患者的康复治疗。
此外，内皮祖细胞外泌体携带的miRNA可能作为一种新型生物标志物或治疗靶点，具有重要的临床应用潜力。未来研究应进一步探索运动干预的长期效果、不同运动方案的作用机制，以及外泌体在临床治疗中的应用，推动运动干预从基础研究向临床应用的转化，为高血压及脑卒中的防治提供更有力的科学依据。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

近年来，内皮祖细胞在心血管疾病和脑血管疾病中的作用成为研究热点。内皮祖细胞不仅参与血管新生和修复，还通过分泌外泌体等细胞外囊泡调节细胞间通讯，对缺血性损伤具有显著的保护作用。研究表明，内皮祖细胞的功能状态与高血压、动脉粥样硬化及脑卒中的发生发展密切相关，其数量和功能的改变被认为是心血管疾病的重要生物标志物。运动干预作为一种非药物治疗手段，已被证实能够显著改善内皮祖细胞的功能。该研究证实，高强度间歇训练通过上调内皮祖细胞外泌体中的miR-27a等关键分子，增强了其抗氧化和抗凋亡能力，为防治高血压脑卒中提供了新的机制见解。未来的研究将聚焦于进一步解析运动诱导的内皮祖细胞外泌体在细胞间通讯中的具体分子机制，并探索其在临床治疗中的应用潜力。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

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