硫酸钙-氧化镁复合材料作为抗感染植骨材料的性能

doi:10.12307/2026.207

中国组织工程研究 ›› 2026, Vol. 30 ›› Issue (32): 8309-8318.doi: 10.12307/2026.207

• 组织工程骨材料 tissue-engineered bone • 下一篇

硫酸钙-氧化镁复合材料作为抗感染植骨材料的性能

胡丽群1，肖东琴2，马晨曦3，李卓韩4，闫吉元1，李忠1，贺葵1，段可1

1西南医科大学附属医院骨与关节外科，四川省骨科置入器械研发及应用技术工程实验室，四川省泸州市 646000；2川北医学院第二临床学院，南充市中心医院组织工程与干细胞研究所，四川省南充市 637000；3泸县人民医院骨科，四川省泸州市 646100；4西南医科大学，四川省泸州市 646000

接受日期:2025-09-08 出版日期:2026-11-18 发布日期:2026-04-23
通讯作者: 段可，博士，教授，西南医科大学附属医院骨与关节外科，四川省骨科置入器械研发及应用技术工程实验室，四川省泸州市 646000
作者简介:胡丽群，女，1997年生，广东省河源市人，外科学硕士，主要从事骨科抗菌材料研究。
基金资助:
国家自然科学基金项目(82002289)，项目负责人：肖东琴；四川省科技计划项目(2022YFS0628-C1)，项目负责人：
贺葵；四川省自然科学基金项目(2023NSFSC1740)，项目负责人：肖东琴

Performance of calcium sulfate-magnesium oxide composites as anti-infective bone graft materials

Hu Liqun1, Xiao Dongqin2, Ma Chenxi3, Li Zhuohan4, Yan Jiyuan1, Li Zhong1, He Kui1, Duan Ke1

1Department of Orthopedics and Joint Surgery, Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Sichuan Orthopedic Implant Device R&D and Application Technology Engineering Laboratory, Luzhou 646000, Sichuan Province, China; 2Institute of Tissue Engineering and Stem Cells, Second Clinical College of North Sichuan Medical College, Nanchong Central Hospital, Nanchong 637000, Sichuan Province, China; 3Department of Orthopedics, Luxian People’s Hospital, Luzhou 646100, Sichuan Province, China; 4Southwest Medical University, Luzhou 646000, Sichuan Province, China

Accepted:2025-09-08 Online:2026-11-18 Published:2026-04-23
Contact: Duan Ke, MD, Professor, Department of Orthopedics and Joint Surgery, Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Sichuan Orthopedic Implant Device R&D and Application Technology Engineering Laboratory, Luzhou 646000, Sichuan Province, China
About author:Hu Liqun, MS, Department of Orthopedics and Joint Surgery, Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Sichuan Orthopedic Implant Device R&D and Application Technology Engineering Laboratory, Luzhou 646000, Sichuan Province, China
Supported by:
National Natural Science Foundation of China, No. 82002289 (to XDQ); Sichuan Provincial Science and Technology Plan, No. 2022YFS0628-C1 (to HK); Sichuan Provincial Natural Science Foundation, No. 2023NSFSC1740 (to XDQ)

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
α-半水硫酸钙：是一种医用植骨材料，具有快速的凝固性能、良好的生物相容性、骨引导性以及优异的可降解性。
氧化镁：是一种重要的无机化合物，具有优异的抗菌性能、生物相容性，可促进骨髓间充质干细胞的增殖和分化，从而加速骨组织的再生和修复。

背景：硫酸钙植骨材料具有良好的生物相容性，但缺乏抗菌性能，易引起植入物感染。氧化镁具有抗菌作用，并且能够促进骨再生和血管生成。
目的：开发具有抗菌性能和促进骨再生能力的硫酸钙-氧化镁新型骨移植材料，系统评估该材料的抗菌性能、细胞相容性以及促成骨分化和血管形成能力。
方法：①采用水热法合成α-半水硫酸钙，将α-半水硫酸钙与氧化镁混合，其中氧化镁占混合材料的质量比分别为2.5%，7.5%，15%，25%，加入蒸馏水后固化形成硫酸钙-氧化镁复合材料，分别记为CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO。表征α-半水硫酸钙、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO的表面形貌、抗压强度、体外降解情况以及浸泡于PBS中的H2O2产生情况。②将大肠埃希菌(或金黄色葡萄球菌)菌液分别与5组材料共培养，通过菌液琼脂平板涂布实验与抑菌圈实验评估材料的抗菌性能。③将MC3T3细胞分别与5组材料浸提液共培养，通过CCK-8检测与活死染色评估材料的细胞相容性。将MC3T3细胞分别与5组材料浸提液共培养，成骨诱导后，通过碱性磷酸酶染色与茜素红染色评估材料的成骨矿化诱导能力，Western Blot检测细胞中RUNX2和WNT3a蛋白表达。④将人脐静脉内皮细胞分别与5组材料浸提液共培养，通过基质胶小管形成实验评估材料的促血管形成能力，Western Blot检测细胞中内皮型一氧化氮合酶蛋白表达。⑤将携带金黄色葡萄球菌的α-半水硫酸钙、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO分别植入SD大鼠肌肉切口中，术后1，3，7 d取材，冲洗材料及邻近肌肉组织后收集冲洗液，通过琼脂平板涂布实验检测菌落形成，苏木精-伊红染色观察材料周围肌肉组织中炎症细胞浸润情况。
结果与结论：①扫描电镜下可见α-半水硫酸钙大部分呈短棒状晶体，有少量长条状晶体，表面光滑；硫酸钙-氧化镁复合材料中的氧化镁颗粒团聚体分布在晶体表面及晶体之间，并且颗粒密度随氧化镁比例的增加而上升。与α-半水硫酸钙相比，硫酸钙-氧化镁复合材料的抗压强度、降解速率呈降低趋势，浸泡于PBS中的H2O2产生呈升高趋势。菌液琼脂平板涂布实验与抑菌圈实验显示，硫酸钙-氧化镁复合材料具有优异的抗菌性能，并且随着氧化镁比例的增加抗菌性能呈升高趋势。CCK-8检测与活死染色显示，α-半水硫酸钙、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO具有良好的细胞相容性。碱性磷酸酶染色、茜素红染色与Western Blot检测显示，CS-2.5MgO组成骨矿化诱导能力增强。基质胶小管形成实验与Western Blot检测显示，CS-7.5MgO组血管形成能力最强。②冲洗液琼脂平板涂布实验显示，与α-半水硫酸钙相比，硫酸钙-氧化镁复合材料具有良好的体内抗菌性能，并且随着氧化镁比例的增加抗菌性能呈升高趋势。苏木精-伊红染色显示，与α-半水硫酸钙组相比，各硫酸钙-氧化镁复合材料组肌肉组织中炎症细胞浸润与渗出明显减少。③结果表明，硫酸钙-氧化镁复合材料具有良好的细胞相容性、抗菌性能，可有效促进成骨和成血管过程。
https://orcid.org/0009-0001-7026-906X(胡丽群)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

关键词: 硫酸钙, 氧化镁, 复合材料, 抗菌材料, 骨, 抗菌性能, 成骨矿化, 生物材料

Abstract: BACKGROUND: Calcium sulfate bone graft materials have good biocompatibility but lack antibacterial properties, potentially leading to infections. Magnesium oxide has antibacterial effects and can promote bone regeneration and angiogenesis.
OBJECTIVE: To develop novel calcium sulfate-magnesium oxide bone graft materials with antibacterial properties and the ability to promote bone regeneration, and to systematically evaluate its antibacterial capabilities, cytocompatibility, and osteogenic and angiogenic potential.
METHODS: (1) α-Calcium sulfate hemihydrate was synthesized by a hydrothermal method. α-Calcium sulfate hemihydrate was mixed with magnesium oxide at mass ratios of 2.5%, 7.5%, 15%, and 25%, respectively. Distilled water was added to the mixture and solidified to form calcium sulfate-magnesium oxide composites, designated CS-2.5MgO, CS-7.5MgO, CS-15MgO, and CS-25MgO, respectively. The surface morphology, compressive strength, in vitro degradation, and H2O2 production in PBS of α-calcium sulfate hemihydrate, CS-2.5MgO, CS-7.5MgO, CS-15MgO, and CS-25MgO were characterized. (2) Escherichia coli (or Staphylococcus aureus) cultures were co-cultured with the five composites. The antibacterial properties of the composites were evaluated by agar plate spread assay and inhibition zone assay. (3) MC3T3 cells were co-cultured with extracts from the five composites. The cytocompatibility of the composites was evaluated by CCK-8 assay and live-dead staining. MC3T3 cells were co-cultured with extracts from the five groups of materials. After osteogenic induction, the osteogenic mineralization-inducing ability of the materials was assessed by alkaline phosphatase and alizarin red staining. RUNX2 and WNT3a protein expression in the cells was detected by western blot assay. (4) Human umbilical vein endothelial cells were co-cultured with extracts from the five groups of materials. The angiogenesis-promoting ability of the materials was assessed by Matrigel tubule formation assay. Endothelial nitric oxide synthase protein expression in the cells was detected by western blot assay. (5) α-Calcium sulfate hemihydrate, CS-2.5MgO, CS-7.5MgO, CS-15MgO, and CS-25MgO containing Staphylococcus aureus were implanted into the muscle incision of SD rats. 1, 3, and 7 days after surgery, the materials and adjacent muscle tissue were rinsed, and the rinsate was collected. Colony formation was assessed by agar plate spread assay. Hematoxylin-eosin staining was performed to determine inflammatory cell infiltration in the muscle tissue surrounding the materials.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Scanning electron microscopy revealed that α-calcium sulfate hemihydrate was mostly short rod-shaped crystals, with a small number of elongated crystals and smooth surfaces. In the calcium sulfate-magnesium oxide composite, magnesium oxide particle aggregates were distributed on the crystal surfaces and between crystals, and the particle density increased with increasing magnesium oxide content. Compared with α-calcium sulfate hemihydrate, the compressive strength and degradation rate of the calcium sulfate-magnesium oxide composite decreased, while H₂O₂ production increased when immersed in PBS. Agar plate spread assays and inhibition zone assays demonstrated that the calcium sulfate-magnesium oxide composite exhibited excellent antibacterial properties, which increased with increasing magnesium oxide content. CCK-8 assay and live-dead staining demonstrated that α-calcium sulfate hemihydrate, CS-2.5MgO, and CS-7.5MgO exhibited good cytocompatibility. Alkaline phosphatase staining, Alizarin red staining, and western blot assay revealed that the CS-2.5MgO composite exhibited enhanced bone mineralization induction. Matrigel tubule formation assay and western blot assay showed that the CS-7.5MgO group exhibited the strongest angiogenesis ability. (2) Fluid agar plate spread assays revealed that the calcium sulfate-magnesium oxide composite material exhibited superior in vivo antibacterial properties compared with α-calcium sulfate hemihydrate, with this antibacterial activity increasing with increasing magnesium oxide content. Hematoxylin-eosin staining revealed significantly reduced inflammatory cell infiltration and exudation in muscle tissue in all calcium sulfate-magnesium oxide composite groups compared with the α-calcium sulfate hemihydrate group. (3) These results demonstrate that the calcium sulfate-magnesium oxide composite material exhibits excellent cytocompatibility and antibacterial properties, effectively promoting osteogenesis and angiogenesis.

Key words: calcium sulfate, magnesium oxide, composite material, antibacterial material, bone, antibacterial property, osteomineralization, biomaterial

中图分类号:

胡丽群, 肖东琴, 马晨曦, 李卓韩, 闫吉元, 李忠, 贺葵, 段可. 硫酸钙-氧化镁复合材料作为抗感染植骨材料的性能[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(32): 8309-8318.

Hu Liqun, Xiao Dongqin, Ma Chenxi, Li Zhuohan, Yan Jiyuan, Li Zhong, He Kui, Duan Ke. Performance of calcium sulfate-magnesium oxide composites as anti-infective bone graft materials[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2026, 30(32): 8309-8318.

图/表（结果） 11

2.1 材料表征结果扫描电镜观察显示，α-半水硫酸钙粉末大部分呈短棒状晶体，有少量长条状晶体(长度50-80 μm，直径20-40 μm)，表面光滑(图1A)；经过水合硬化后的样品排列紧密，并且除CS组外，CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO组均可见氧化镁颗粒团聚体分布在晶体表面及晶体之间，并且颗粒密度随氧化镁比例的增加而上升(图1B)。
X射线衍射图像显示，α-半水硫酸钙粉末的主要衍射峰与半水硫酸钙的典型衍射角相匹配(图1C)。随着材料中氧化镁比例的增加，材料的抗压强度呈降低趋势(图1D)；与CS组相比，CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组抗压强度分别降低17%，28%，55%和58%。
5组材料的初凝和终凝时间范围分别为5-7 min和10-13 min，相比CS组，CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组初凝时间分别缩短2%，8%，8%和13%，终凝时间分别缩短22%，25%，23%，23%(图2A，B)。
各组浸泡液pH值变化见图2C。相同时间点下，随着材料中氧化镁比例的增加，浸泡液pH值增加。CS组浸泡液pH值从7.3迅速下降，在12 h达到5.49，随后保持相对稳定至实验结束(336 h)；其他组均呈现pH值先下降再上升趋势，最后逐渐稳定。CS-2.5MgO组浸泡液pH值在24 h降至5.69，随后逐渐上升，于240 h稳定在6.39；CS-7.5MgO组、CS-15MgO组、CS-25MgO组浸泡液pH值分别在24 h或48 h降至最低值，随后逐渐上升，于240 h分别稳定在6.82，7.13和7.45。各组材料在PBS中基本以匀速降解，相同时间点下，材料降解率与氧化镁比例呈负相关，至336 h，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组材料降解率分别为60%，54%，51%，49%和45%(图2D)。

2.2 材料浸泡液中H2O2生成检测结果随材料中氧化镁比例的增加，浸泡液中H2O2与Amplex Red反应生成产物(resorufin)的浓度提高(图3A)，指示浸泡液中H2O2浓度随着氧化镁比例的增加而升高。相比阴性对照组，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组浸泡液吸光度值分别增加了29%，175%，252%，373%和957%(图3B)。

2.3 材料的体外抗菌性能检测结果各组大肠埃希菌(或金黄色葡萄球菌)菌液琼脂平板涂布实验结果，见图4A-C。随着氧化镁比例的增加，材料对两种细菌的抗菌率均呈上升趋势。CS组对大肠埃希菌、金黄色葡萄球菌的抑菌率分别为16%和12%，各硫酸钙-氧化镁复合材料组对大肠埃希菌的抗菌率在85%-98%之间，对金黄色葡萄球菌的抗菌率在88%-98%之间。
各组材料抑菌圈实验结果见图4D-F。CS组均未观察到抑菌圈形成，其他4组均形成抑菌圈，并且抑菌圈直径随氧化镁比例的增加而增大。但是，观察到硫酸钙-氧化镁复合材料周围有白色不透明圈，具体机制不明，可能是因为硫酸钙-氧化镁复合材料的样品吸水性更强，使周围琼脂水分减少从而不透明化，具体原因有待进一步研究。

2.4 材料的体外细胞相容性评估结果各组细胞CCK-8检测结果见图5。培养24，48，72 h，CS组、CS-2.5MgO组和CS-7.5MgO组细胞活力均> 77%，按照ISO10993-5标准判定该3组材料无细胞毒性。CS-15MgO组培养24，48 h的细胞活力> 72%，培养72 h的细胞活力下降至69%，表明该材料具有轻微细胞毒性。CS-25MgO组细胞活力活力一直保持在65%-69%之间，表明该组材料具有轻度细胞毒性。
各组细胞活死染色结果见图6。相同培养时间下，随着材料中氧化镁比例的增加，死细胞比例增加。培养24 h后，对照组、CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组死细胞比例分别为3%，4%，7%，9%，12%，15%；培养3 d后，对照组、CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组死细胞比例分别为2%，4%，5%，7%，8%，15%。

2.5 材料的成骨诱导分化检测结果各组细胞碱性磷酸酶染色结果见图7A，B。各组孔底均染为蓝色，染色最深的为CS-2.5MgO组，其次为CS-7.5MgO组、CS组。与对照组比，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组碱性磷酸酶活性分别增加26%，50%，41%，19%和16%。
各组细胞茜素红染色结果见图7C，D。各组钙结节均被茜素红染为红色，CS-2.5MgO组染色最深，其次为CS-7.5MgO组、CS组。与对照组相比，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组染色液吸光度值分别增加了115%，147%，113%，71%，43%。

2.6 材料的促成血管形成能力检测结果各组基质胶上的人脐静脉内皮细胞钙黄绿素染色后在荧光显微镜下呈绿色，细胞交织形成网(图8A)。定量分析结果显示，与对照组相比，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组成管分支数量分别增加33%，88%，98%，31%和31%(图8B)。
2.7 Western Blot检测成骨相关蛋白与成血管相关蛋白结果各组细胞中RUNX2、WNT3a、内皮型一氧化氮合酶蛋白表达检测结果，见图9。与对照组相比，CS组、CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组WNT3a蛋白表达分别增加18%，50%，27%，10%和11%，RUNX2蛋白表达分别增加了51%，84%，22%，17%和13%，内皮型一氧化氮合酶蛋白表达增加20%，49%，78%，28%和22%。

2.8 材料体内抗菌活性检测结果
2.8.1 实验动物数量分析 45只SD大鼠全部进入结果分析。
2.8.2 冲洗液琼脂平板涂布实验结果各组冲洗液琼脂平板涂布实验结果，见图10。术后相同时间下，与CS组相比，各硫酸钙-氧化镁复合材料组冲洗液中的菌落形成减少，并且随着材料中氧化镁比例的增加逐渐减少。
2.8.3 材料周围肌肉组织苏木精-伊红染色结果各组材料周围肌肉组织苏木精-伊红染色结果，见图11。 5组材料附近的肌肉细胞未出现坏死或崩解，与其他4组相比，CS组肌肉组织有更严重的炎症细胞聚集和炎性渗出。定量分析结果显示，术后1 d，与CS组相比，CS-2.5MgO组、CS-7.5MgO组、CS-15MgO组和CS-25MgO组术后1 d的白细胞计数分别降低33%，48%，53%和65%，术后3 d的白细胞计数分别降低26%，42%，43%和52%，术后7 d的白细胞计数比CS组分别降低12%，29%，38%和48%。

参考文献

[1] LI C, LV H, DU Y, et al. Biologically modified implantation as therapeutic bioabsorbable materials for bone defect repair. Regen Ther. 2021;19:9-23.
[2] KURIEN T, PEARSON RG, SCAMMELL BE. Bone graft substitutes currentlyavailable in orthopaedic practice: the evidence for their use. Bone Joint J. 2013;95(5): 583-597.
[3] 程玮璐,张译丹,刘英慧.骨填充材料的临床应用进展[J].中国医疗器械信息,2023,29(21):43-47.
[4] PUTRA NE, MIRZAALI MJ, APACHITEI I, et al. Multi-material additive manufacturing technologies for Ti-,Mg-,and Fe-based biomaterials for bone substitution. Acta Biomater. 2020;16(109):1-20.
[5] 谢广渊,潘伟城,谭志斌,等.硫酸钙人工骨在良性骨肿瘤刮除术后骨缺损填充中的愈合情况及其重建作用研究[J].生物骨科材料与临床研究,2017, 14(2):45-48.
[6] 杨国敬,林勉,张雷,等.骨损伤修复用硫酸钙及其无机复合材料的研究进展[J].无机材料学报,2013,28(8):795-803.
[7] CHAMANSARA A, BEHNAMGHADER A, ZAMANIAN A. Preparation and characterization of injectable gelatin/alginate/chondroitin sulfate/alphacalcium sulfate hemihydrate composite paste for bone repair application. J Biomater Appl. 2022;36(10):1758-1774.
[8] ZIRAN BH, SMITH WR, MORGAN SJ. Use of calcium-based demineralized bone matrix/allograft for nonunions and posttraumatic reconstruction of the appendicular skeleton: preliminary results and complications. J Trauma. 2007; 63(6):1324-1328.
[9] MORLEY R, ROTHWELL M, STEPHENSON J, et al. Complex foot infection treated with surgical debridement and antibiotic loaded calcium sulfate—a retrospective cohort study of 137 cases. J Foot Ankle Surg. 2022;61(2):239-247.
[10] LIU H, LI P, TANG Z, et al. Study on injectable silver-incorporated calcium phosphate composite with enhanced antibacterial and biomechanical properties for fighting bone cement-associated infections. Colloids Surf B Biointerfaces. 2023;227:113382.
[11] 倪方方,王博林,宋腾蛟,等.纳米银颗粒的毒性效应及作用机制研究进展[J].中国药理学通报,2016,32(5):593-597.
[12] WEI S, MA JX, XU L, et al. Biodegradable materials for bone defect repair. Mil Med Res. 2020;7:54.
[13] SAWAI J, IGARASHI H, HASHIMOTO A, et al. Evaluation of growth inhibitory effect of ceramics powder slurry on bacteria by conductance method. J Chem Eng Japan. 1995;28(3):288-293.
[14] SAWAI J, YOSHIKAWA T. Quantitative evaluation of antifungal activity of metallic oxide powders (MgO, CaO and ZnO) by an indirect conductimetric assay. J Appl Microbiol. 2004;96(4):803-809.
[15] WU X, JIAO Y, JIA C, et al. Joule heating-induced active Mg0 into nano-Mg composites for boosted oxidation and antiviral performance. ACS EST Eng. 2024;4(6):1302-1311.
[16] HAYAT S, MUZAMMIL S, RASOOL MH, et al. In vitro antibiofilm and anti‐adhesion effects of magnesium oxide nanoparticles against antibiotic resistant bacteria. Microbiol Immunol. 2018;62(4):211-220.
[17] SAWAI J, IGARASHI H, HASHIMOTO A, et al. Evaluation of growth inhibitory effect of ceramics powder slurry on bacteria by conductance method. J Chem Eng Japan. 1995;28(3):288-293.
[18] JIN T, HE Y. Antibacterial activities of magnesium oxide (MgO) nanoparticles against foodborne pathogens. J Nanopart Res. 2011;13:6877-6885.
[19] LI X, LIU H, HE Y, et al. Enhanced antibacterial effect with MgO nanoplates: Role of oxygen vacancy and alkalinity. Ceram Int. 2024;50(21):42877-42885.
[20] LEUNG YH, NG AMC, XU X, et al. Mechanisms of antibacterial activity of MgO: non‐ROS mediated toxicity of MgO nanoparticles towards Escherichia coli. Small. 2014;10(6):1171-1183.
[21] YIN Z, LI S, LI X, et al. Effect of pH on the microstructure and antibacterial properties of MgO nanoparticles by microwave-assisted solution combustion. J Alloys Compd. 2024;1009:176858.
[22] NIE X, ZHANG X, LEI B, et al. Regulation of magnesium matrix composites materials on bone immune microenvironment and osteogenic mechanism. Front Bioeng Biotechnol. 2022;10:842706.
[23] MONFOULET LE, BECQUART P, MARCHAT D, et al. The pH in the microenvironment of human mesenchymal stem cells is a critical factor for optimal osteogenesis in tissue-engineered constructs. Tissue Eng Part A. 2014;20(13-14):1827-1840.
[24] ZHANG Y, XU J, RUAN Y, et al. Implant-derived magnesium induces local neuronal production of CGRP to improve bone-fracture healing in rats. Nat Med. 2016;22:1160-1169.
[25] CHEN L, ZHU J, GE N, et al. A biodegradable magnesium alloy promotes subperiosteal osteogenesis via interleukin-10-dependent macrophage immunomodulation. Biomaterials. 2025;318:122992.
[26] SUN L, LI X, XU M, et al. In vitro immunomodulation of magnesium on monocytic cell toward anti-inflammatory macrophages. Regen Biomater. 2020;7(4):391-401.
[27] 中国居民膳食常量元素参考摄入量[C]//中国营养学会微量元素营养分会.中国营养学会微量元素营养第十二次学术会议暨第六届微量元素营养分会会员大会论文集,2014:164.
[28] 赵颖,曾利兰,梁涛.可降解镁基金属的生物相容性研究进展[J].金属学报, 2017,53(10):1181-1196.
[29] 张丹.Mg-ZnO-HA可降解镁合金生物材料的生物相容性研究[D].长沙:中南大学,2011.
[30] GANDOLFI MG, IACONO F, AGEE K, et al. Setting time and expansion in different soaking media of experimental accelerated calcium-silicate cements and ProRoot MTA. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2009;108(6):e39-e45.
[31] ZHANG X, WANG Y, GUO J, et al. Comparing two functions for optical density and cell numbers in bacterial exponential growth phase. J Pure Appl Microbiol. 2015;9(1):299-305.
[32] ISO 10993-12:2021. Biological evaluation of medical devices - Part 12: Sample preparation and reference materials. International Organization for Standardization, Geneva, Switzerland, 2021.
[33] YUAN K, CHAN YJ, KUNG KC, et al. Comparison of osseointegration on various implant surfaces after bacterial contamination and cleaning: a rabbit study. Int J Oral Maxillofac Implants. 2014;29(1):32-40.
[34] STRAUB J, SEWING A, WALTER N, et al. Calcium Sulfate Bone Substitutes in Clinical Use: History, Material Properties, Application, and Outlook for the Future. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2025;113(4):e35555.
[35] PETTAUER M, BALDERMANN A, EDER S, et al. Hydration of MgO: reaction kinetics and pH control on brucite crystal morphology. Crystal Growth Design. 2024;24(7):3085-3092.
[36] GALOW AM, REBL A, KOCZAN D, et al. Increased osteoblast viability at alkaline pH in vitro provides a new perspective on bone regeneration. Biochem Biophys Rep. 2017;10:17-25.
[37] HARADA M, UDAGAWA N, FUKASAWA K, et al. Inorganic pyrophosphatase activity of purified bovine pulp alkaline phosphatase at physiological pH. J Dent Res. 1986;65(2):125-127.
[38] 李政垚,刘洁颖,吴狄,等.高镁离子浓度对人骨髓间充质干细胞增殖与成骨分化的影响[J].中华骨与关节外科杂志,2020,13(5): 419-426.
[39] QIAO W, WONG KHM, SHEN J, et al. TRPM7 kinase-mediated immunomodulation in macrophage plays a central role in magnesium ion-induced bone regeneration. Nat Commun. 2021;12(1):2885.
[40] NYGREN H, CHAUDHRY M, GUSTAFSSON S, et al. Increase of compact bone thickness in rat tibia after implanting MgO into the bone marrow cavity. J Funct Biomater. 2014;5(3):158-166.
[41] MATHEW AA, PANONNUMMAL R. ‘Magnesium’-the master cation-as a drug—possibilities and evidences. Biometals. 2021;34(5):955-986.
[42] WANG J, MA XY, FENG YF, et al. Magnesium ions promote the biological behaviour of rat calvarial osteoblasts by activating the PI3K/Akt signalling pathway. Biol Trace Elem Res. 2017;179:284-293.
[43] RESNICK LM. Cellular calcium and magnesium metabolism in the pathophysiology and treatment of hypertension and related metabolic disorders. Am J Med. 1992;93(2):S11-S20.
[44] BURBRIDGE MF, WEST DC, ATASSI G, et al. The effect of extracellular pH on angiogenesis in vitro. Angiogenesis. 1999;3:281-288.
[45] LIU W, GUO S, TANG Z, et al. Magnesium promotes bone formation and angiogenesis by enhancing MC3T3-E1 secretion of PDGF-BB. Biochem Biophys Res Commun. 2020;528(4):664-670.
[46] SARIS NEL, MERVAALA E, KARPPANEN H, et al. Magnesium: an update on physiological, clinical and analytical aspects. Clin Chim Acta. 2000;294(1-2):1-26.
[47] HANG R, TIAN X, QU G, et al. Exosomes derived from magnesium ion—stimulated macrophages inhibit angiogenesis. Biomed Mater. 2022;17(4):045008.

引言

骨科手术(如创伤修复、肿瘤切除、关节翻修等)常需要进行骨移植[1]，目前临床应用的多种移植物(如自体骨、生物玻璃、生物陶瓷、金属材料)各有优缺点，例如，自体骨具有骨诱导性，但来源有限且需二次手术[2]；生物陶瓷骨修复材料(如磷酸钙、硫酸钙等)的生物相容性良好[3]，但力学性能不能满足负重要求；金属材料虽强度高但难以术中塑形，并且大多不可吸收[4]。而理想的植骨材料应该具有多种良好特性，以满足临床需求。
硫酸钙(CaSO4)是一种术中可塑形、可降解、生物相容且支持骨再生的植入材料[5]，从20世纪50年代起逐渐应用于临床[6-7]。但硫酸钙本身缺乏抗菌性，例如，ZIRAN等[8]用硫酸钙-脱钙骨基质复合物治疗44例骨折后骨不连，术后感染率为34%。许多研究将硫酸钙与抗生素、铜离子、银离子、抗菌肽等抗菌物质复合[9-10]，但抗生素易诱导耐药，铜、银等重金属元素具有显著的细胞毒性[11]，而抗菌肽不耐受灭菌；此外，硫酸钙降解速度快于新骨形成速率，不利于骨缺损修复[12]。因此，仍需研究新的促骨再生硫酸钙基植骨材料。
据报道，氧化镁具有强抗菌作用和生物相容性。SAWAI等[13-15]发现氧化镁纳米颗粒不仅能有效杀死细菌，还能杀灭真菌和病毒。HAYAT等[16]发现氧化镁不仅可减少细菌生物膜的形成，而且还可抑制成熟生物膜内的细菌活性。研究报道，氧化镁主要通过活性氧和机械损伤等机制杀灭细菌[17-21]。此外，氧化镁还可通过多种通路和改变骨微环境(如骨缺损区域pH值及Mg2+浓度)增强细胞的成骨分化和成血管分化能力[22-23]。ZHANG等[24-25]研究发现，Mg2+可以直接促进骨髓间充质干细胞的成骨分化，还可通过促进背根神经节神经元表达降钙素基因相关肽，进而刺激骨膜干细胞的成骨分化。SUN等[26]报道Mg2+可直接促进巨噬细胞向M2型极化，从而抑制炎症反应，有助于组织再生[27]。与其他重金属元素相比，镁是人体必需的常量元素，成年人体内含有约25 g镁，并且世界卫生组织推荐每日摄入镁330 mg，说明镁具有较良好的生物安全性[28-29]。
基于以上研究背景，此次研究制备硫酸钙-氧化镁复合材料，表征该材料的体内外抗菌性能、细胞相容性、成骨诱导能力以及促血管形成能力。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

材料方法

1.1 设计材料制备与表征，体外细胞学实验、抗菌性能实验，动物实验。
1.2 时间及地点实验于2024年3-10月在西南医科大学四川省骨科置入器械研发及应用技术工程实验室及西南医科大学公共平台完成。
1.3 材料
1.3.1 原料与菌种、细胞柠檬酸钠(Na3C6H5O7·2H2O，麦克林生化试剂)；半水硫酸钙(CaSO4·1/2H2O，科龙化学)；氧化镁(粒径50 nm，麦克林)；小鼠胚胎成骨细胞(MC3T3细胞，可生长并维持正常的分化和骨生成能力；赛百慷生物科技有限公司)；人脐静脉内皮细胞(能够在体外条件下形成管状结构，是研究血管生成的标准模型，浙江美森细胞科技有限公司)；大肠埃希菌(CMCC44102)和金黄色葡萄球菌(CMCC26003)(南京便诊生物科技)。
1.3.2 主要试剂辣根过氧化物酶、Amplex red(自上海碧云天生物科技)；α-MEM培养基、胎牛血清(美国Gibco)；青霉素-链霉素溶液(上海碧云天生物技术)；CCK-8试剂(重庆葆光生物)；活死染液(Calcein-AM/PI；武汉赛维尔生物科技)；地塞米松、β-甘油磷酸钠购自上海生工生物工程；抗坏血酸(美国Sigma)；多聚甲醛(上海麦克林生化科技)；碱性磷酸酶染色试剂、茜素红染色试剂购自上海碧云天生物科技；甲酸溶液(上海阿拉丁)；内皮细胞培养基、内皮细胞生长因子购自美国SciCell；基质胶(厦门基模生物科技)；钙黄绿素染色试剂(武汉塞维尔生物科技)；兔抗RUNX2 (AB_2837672)、WNT3a(AB_2838080)、内皮型一氧化氮合酶(AB_2833277)、GAPDH(AB_2839421)、二抗(AB_2839429)(美国Affinity Biosciences)；预染蛋白Maker(武汉塞维尔生物科技有限公司)；上样缓冲液(5×，白鲨生物)；PVDF膜(德国默克)；显影剂(超敏ECL化学发光底物，苏州四正柏生物)；戊巴比妥钠(德国默克)；苏木精-伊红染液(武汉赛维尔生物科技有限公司)。
1.3.3 主要仪器扫描电镜(Apreo 2C，赛默飞)；X射线衍射仪(TD-3500，通达科技)；万能试验机(美国Instron E3000)；酶标仪(Synergy™ H1，美国BioTek)；荧光显微镜(日本Olympus)；显影仪(SH-Compact 523；杭州申花科技有限公司)。
1.3.4 实验动物 45只雄性SD大鼠，体质量200-250 g，6月龄，购自西南医科大学实验动物中心，实验动物使用许可证号：SYXK(川)2023-0065，实验动物生产许可证号：SYXK(川)2023-0017。动物实验已通过西南医科大学实验动物伦理委员会批准(批准号：20240909-004)。
1.4 实验方法
1.4.1 α-半水硫酸钙的合成与复合材料制备将0.15 g柠檬酸钠、40 g半水硫酸加入100 mL去离子水中混合，放入水热灭菌锅中134 ℃加热120 min后转入100 ℃烘箱中。在烘箱中用沸水(> 95 ℃)反复洗涤沉淀，烘干(100 ℃，24 h)，用破壁机粉碎成为α-半水硫酸钙粉末。将氧化镁与α-半水硫酸钙粉末混合，使氧化镁/(氧化镁+α-半水硫酸钙)的质量比分别为0%，2.5%，7.5%，15%，25%，每10 g混合材料加入4 mL去离子水，浆料搅拌均匀后倒入模具(Φ5 mm×5 mm、Φ5 mm×10 mm、Φ10 mm×10 mm)中固化成柱状样品，所得材料分别记为CS、CS-2.5MgO、
CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO。
1.4.2 材料表征使用扫描电镜(15 kV)研究5组材料的表面形貌。使用X射线衍射仪(CuKα，20 kV，40 mA)分析CS的物相。采用Gillmore双针法确定5组材料的初始和最终凝固时间[30]，从材料与水混合开始，细金属针在浆体表面不再留下可见压痕的时间为初凝时间，粗针不留下可见压痕的时间为终凝时间。使用万能试验机以1 mm/min的速度测试5组材料(Φ10×10 mm)的抗压强度。
取5组材料称质量(m初始)，按固液比0.2 g∶1 mL分别浸泡在PBS(pH=7.40，37 ℃，180 r/min振荡水浴)中，于12 h、1 d、2 d、4 d、6 d、8 d、10 d、12 d、14 d后取出，彻底干燥(60 ℃，12 h)并称质量(mt)，以质量损失计算材料的体外降解率。另外，将5组材料按0.2 g∶1 mL的比例分别浸泡在8 mL PBS(pH=7.40，37 ℃，180 r/min振荡水浴)中，在1，2，4，6，12，24，48，72，96，120，144，168，192，216，240，264，288，312，336 h检测浸泡液pH值，确定样品体外降解过程中pH值变化趋势。
降解率=(m初始-mt)/m初始×100%
1.4.3 材料浸泡液中H2O2生成检测将5组材料按固液比0.2 g∶1 mL分别浸入PBS(pH=7.40，37 ℃，180 r/min振荡水浴)中，对照组不加入材料，置于37 ℃下孵育2 h，加入辣根过氧化物酶(200 mmol/L，500 μL)和Amplex Red(200 mmol/L，25 μL)避光孵育20 min，使用酶标仪检测浸泡液400-700 nm波长的光谱与570 nm波长处(最佳吸收波长)的吸光度值。
1.4.4 材料的体外抗菌实验
菌液琼脂平板涂布实验：将大肠埃希菌和金黄色葡萄球菌复苏后制备成105 CFU/mL(600 nm波长处吸光度值在0.1-0.3之间，细菌浓度为108 CFU/ml)菌液[31]。将5组材料(Φ5 mm×5 mm)分别置于96孔板中，每孔加入200 μL大肠埃希菌(或金黄色葡萄球菌)菌液共培养24 h，以仅含菌液的孔为阴性对照组，每组3个平行样。取出孔板，将材料表面细菌吹打至PBS中混匀，收集150 μL菌液，按1∶10逐级稀释106倍。取150 μL稀释后菌液均匀涂布在琼脂平板上孵育24 h(37 ℃)，利用Image J软件计数菌落形成，计算抗菌率。
抗菌率=(1-样品组菌落数/阴性对照组菌落数)×100%
抑菌圈实验：将1 mL大肠埃希菌(或金黄色葡萄球菌)菌液(108 CFU/mL)与15 mL琼脂液体混匀并倒入培养皿中，将5组(Φ5 mm×5 mm)材料分别埋入含菌液的琼脂中，琼脂冷却凝固后于37 ℃倒置孵育24 h，使用游标卡尺测量抑菌圈直径。每个抑菌圈测量3次，取平均值。
1.4.5 材料的细胞相容性评价
制备材料浸提液：将5组材料按固液比0.2 g∶1 mL分别浸入α-MEM培养基中，置于细胞培养箱(37 ℃、体积分数5%CO2)中静置72 h，用0.2 μm微孔滤膜过滤后加入体积分数10%胎牛血清和1%青霉素-链霉素得到材料浸提液[32]，用于后续实验。完全培养基为含体积分数10%胎牛血清和1%青霉素-链霉素的α-MEM培养基。
CCK-8检测：将MC3T3细胞重悬于各材料浸提液或完全培养基(对照组)中，调整细胞浓度为1×107 L-1，同时设置空白对照组(仅加入完全培养基，无细胞)。各组取200 μL细胞悬液加入96孔板中，孵育24，48，72 h后，每孔加入20 μL CCK-8试剂于37 ℃孵育1.5 h，使用酶标仪测定450 nm波长处吸光度，计算细胞活力。
细胞活力=(吸光度样品-吸光度对照)/(吸光度空白对照-吸光度对照)×100%
活死染色：将1 mL MC3T3细胞悬液接种于12孔板中，细胞浓度为1×108 L-1，孵育24 h使细胞贴壁，将培养基替换为各材料浸提液或完全培养基(对照组)，置于细胞培养箱(37 ℃、体积分数5%CO2)中孵育。孵育24，72 h后吸弃培养基，用PBS冲洗，每孔加入100 μL细胞活死染液避光孵育20 min，吸弃染液后用PBS冲洗，置于荧光显微镜下拍照，使用Image J计数活(绿色)、死细胞(红色)，计算死细胞比例。
死细胞比例=死细胞/(死细胞+活细胞)×100%
1.4.6 材料的成骨矿化诱导能力评价
碱性磷酸酶染色：将0.5 mL MC3T3细胞悬液接种于24孔板中，细胞浓度为1×108 L-1，孵育至细胞融合率达90%后分6组培养，将培养基分别替换为完全培养基(对照组)与CS、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO浸提液，同时加入成骨诱导液(15 μg/mL地塞米松、2.2 mg/mL β-甘油磷酸钠、10 μg/mL抗坏血酸)，置于细胞培养箱(37 ℃、体积分数5%CO2)中培养。培养7 d后吸弃培养基，用PBS冲洗孔板，多聚甲醛固定细胞15 min，吸弃多聚甲醛后再用PBS冲洗孔板，每孔加入100 μL 碱性磷酸酶染色试剂避光孵育6 h，置于显微镜下观察细胞碱性磷酸酶染色情况，利用Image J软件检测染色区域灰度值反映碱性磷酸酶活性。
茜素红染色：实验分组与处理同碱性磷酸酶染色。培养21 d后吸弃培养基，用PBS冲洗孔板后固定细胞，吸弃固定液并清洗孔板，加入茜素红染色试剂孵育15 min，置于显微镜下观察钙结节染色情况；同时吸弃染料并清洗孔板，向孔板加入1 mL 甲酸溶液(5%)释放钙结节中的茜素红染液，在560 nm波长处检测吸光度值。

Western Blot检测RUNX2和WNT3a蛋白表达：将MC3T3细胞悬液接种于10 cm细胞培养皿中，细胞密度为2×106/皿，孵育至细胞融合率达80%后按如上分组处理。培养3 d后提取细胞蛋白，将蛋白调整至质量浓度一致(2 µg/µL)，加入1/4蛋白体积量的上样缓冲液于100 ℃煮10 min；将煮好的蛋白加入蛋白上样孔(10 μm)，蛋白两边的上样孔加入5 μm预染蛋白Maker；梯度电压进行电泳(上层胶90 V，30 min；下层胶150 V，45 min，电泳完成后将目的蛋白转到PVDF膜上(恒流450 mA)，封闭PVDF膜，清洗后于4 ℃过夜振荡(70 r/min)孵育一抗RUNX2(1∶1 500)、WNT3a(1∶1 500)、GAPDH (1∶5 000)，清洗PVDF膜，室温振荡孵育(70 r/min)二抗(1∶5 000)1.5 h；清洗PVDF膜，浸入显影液室温避光孵育5 s，利用显影仪对蛋白印迹显影。

1.4.7 材料体外促血管形成评价将5组材料按固液比0.2 g∶1 mL浸泡于内皮细胞培养基中，置于细胞培养箱(37 ℃、体积分数5%CO2)中静置72 h，用0.2 μm微孔滤膜过滤后，添加体积分数1%内皮细胞生长因子、1%青霉素-链霉素和体积分数10%胎牛血清得到材料浸提液，用于后续实验。内皮细胞培养基添加体积分数1%内皮细胞生长因子、1%青霉素-链霉素和体积分数10%胎牛血清制备完全培养基。

基质胶成管实验：将人脐静脉内皮细胞悬液接种于6孔板中，细胞密度为3×105/孔，培养至细胞融合率达90%后分6组培养，将培养基分别替换为完全培养基(对照组)与CS、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO浸提液，置于细胞培养箱(37 ℃、体积分数5%CO2)中培养。培养3 d后，消化各组细胞后用内皮细胞培养基重悬，调整细胞浓度为5×107 L-1。将基质胶在4 ℃冰箱过夜解冻，与预冷的α-MEM培养基(α-MEM与基质胶的体积比为1/2)混匀后加至96孔板中，100 μL/孔(冰上操作)，置于37 ℃培养箱中，待孔中液体固化后加入150 μL 的各组人脐静脉内皮细胞悬液，孵育4 h后用PBS冲洗孔板，加入钙黄绿素染色试剂(20 μL/孔)避光孵育20 min，用PBS冲洗基质胶表面，置于荧光显微镜下观察成管分支形成，利用Image J软件统计分支数。
Western Blot检测内皮型一氧化氮合酶蛋白表达：将人脐静脉内皮细胞悬液接种于10 cm细胞培养皿中，细胞密度为2×106/皿，孵育至细胞融合率达80%后按基质胶成管实验分组处理。培养3 d后提取细胞蛋白，检测内皮型一氧化氮合酶蛋白表达(1∶1 500)，检测步骤同上。
1.4.8 材料的动物体内抗菌活性实验腹腔注射戊巴比妥钠35 mg/kg麻醉SD大鼠后俯卧位固定，双侧臀部剃毛、消毒后做1.5 cm皮肤切口，深入至肌肉，随机分5组处理，分别植入携带金黄色葡萄球菌的CS、CS-2.5MgO、CS-7.5MgO、CS-15MgO和CS-25MgO(Φ5×5 mm，将各组材料浸在浓度为105 CFU/mL的金黄色葡萄球菌液中1 min[33])，每组9只，分层缝合切口。术后1，3，7 d，每组每个时间点随机取3只大鼠，腹腔注射戊巴比妥钠35 mg/kg麻醉后处死，提取植入的材料及其周围邻近肌肉组织，用300 μL PBS冲洗后收集冲洗液，并涂布在琼脂平板上孵育24 h，利用Image J软件计数菌落形成；切取材料周围邻近肌肉组织，制作组织切片(片厚3-5 μm)，进行苏木精-伊红染色，显微镜下观察并拍照，利用Image J软件计数炎症细胞(中性粒细胞、淋巴细胞、嗜酸性粒细胞、嗜碱性粒细胞等)。
1.5 主要观察指标各组材料的体内外抗菌性能、细胞相容性、成骨诱导能力以及促血管形成能力。
1.6 统计学分析数据以x±s表示。采用单因素方差分析(One-Way ANOVA)进行组间比较，若存在显著差异，则进一步采用Tukey多重比较检验。所有统计分析均使用GraphPad Prism 8.02软件完成。显著性水平设定为P < 0.05(差异有显著性意义)和P < 0.01(差异有非常显著性意义)。该文统计学方法已经西南医科大学生物统计学专家审核。

讨论

此次研究采用水热法合成α-半水硫酸钙，并与氧化镁混合制备复合材料，使复合材料具有抗菌、促血管生成和促成骨分化能力，同时具备较好的的细胞相容性。体内植入实验证实硫酸钙-氧化镁复合材料具有体内抗菌和抑制炎症的能力，并且与材料氧化镁比例呈正相关，提示该复合材料是具有临床应用潜能、安全有效的抗感染植骨材料。
加入氧化镁后硫酸钙-氧化镁复合材料的固化时间缩短，可能是由于氧化镁颗粒(粒径50 nm)相比α-半水硫酸钙的比表面积更高，可吸附水分子，造成浆料自由水减少，从而流动性下降。加入氧化镁后硫酸钙-氧化镁复合材料的降解速率降低，这是由于氧化镁的溶解度(0.086 g/L)小于硫酸钙的溶解度(0.2 g/L)，这一差异可能有利于弥补硫酸钙降解速度快于骨修复的缺点[34]。此外，氧化镁可和水发生水合反应生成Mg(OH)2，该过程体积膨胀，填充孔隙，减小这些晶体与水接触的表面积，已被用于改善硅酸盐混凝土的耐水性，但该机制是否也作用于此次研究的硫酸钙-氧化镁复合材料需进一步研究[35]。
研究报道，氧化镁表面的氧空位催化水中的溶解氧产生超氧阴离子自由基(O2-)[11]，O2-具有强氧化性，可以通过破坏细菌胞壁蛋白肽链迅速杀死细菌。由于O2-半衰期很短，相对难以检测，所以此次研究检测了O2-的歧化产物之一H2O2(2O2−+2H+→H2O2+O2)生成情况，结果显示氧化镁在PBS中产生了可检测的过氧化氢。后续研究将深入研究活性氧产生及其转变、分解的动力学。
加入氧化镁后，硫酸钙-氧化镁复合材料体外降解中的降解液pH值上升。GALOW等[36]研究了MC3T3细胞在pH=7.2-9.0范围内的细胞活力，发现细胞活力在pH=8.4时达到最高。此次研究发现，当材料中氧化镁的比例从0%升至25%，降解液pH值逐步上升(在7.45以内)，但细胞活性却下降。HARADA等[37]研究发现，碱性磷酸酶活性在pH=6.0-8.5范围内逐渐增强，在pH=8.5达到最高值。此次研究发现，CS-2.5MgO组浸提液(pH=6.39)中培养的细胞成骨诱导(就碱性磷酸酶染色、矿化结节茜素红染色、RUNX2和WNT3a蛋白条带)水平最高，这一差异的原因可能与氧化镁产生活性氧影响细胞活性有关，需进一步研究。此次研究结果提示，低含量氧化镁利于成骨分化，但过高含量氧化镁的促成骨作用下降。李政垚等[38-40]研究发现，较低浓度的Mg2+有利于骨髓间充质干细胞的成骨矿化，而较高浓度Mg2+可减弱该作用，与此次研究结果一致，部分原因可能是过高浓度Mg2+与Ca2+存在竞争关系[41]。
另外，高镁环境可能减少Ca2+的可用性或影响Ca2+的沉积，并干扰钙感应受体的信号传导，影响细胞对钙和镁的感应和调
节[42-43]。
此次研究显示，CS-7.5MgO组(pH=6.94)人脐静脉内皮细胞成管分支数最多，同时蛋白质免疫印迹显示内皮型一氧化氮合酶蛋白表达最多。BURBRIDGE等[44]比较了大鼠微血管内皮细胞在pH=6.9，7.1，7.4下的生长速率(节点数量)，发现在pH=7.4下大鼠微血管内皮细胞生长最快，与此次研究报道的现象接近。LIU等[45]研究发现，较低浓度的镁离子在更有利于促进人脐静脉内皮细胞的血管生成，这与此次研结果一致。过高的Mg2+可能会干扰Ca2+负责的信号传导途径(如细胞增殖、迁移和分化)[46]，
从而影响成血管分化；此外，过高的Mg2+刺激巨噬细胞产生的外泌体介导内皮一氧化氮和血管内皮生长因子下调，抑制血管生成[47]。
氧化镁赋予复合材料强抗菌性能，并且各硫酸钙-氧化镁复合材料在大鼠体内均产生强抗菌性，抑制白细胞浸润和炎性渗出。此次研究将硫酸钙-氧化镁复合材料植入肌肉评估其体内抗菌效果，这是因为肌肉组织更易于操作、血供丰富，局部免疫反应明显，更有利于评估材料的抗菌效果与免疫反应。研究未细致分析周边组织对材料的反应(如各种免疫细胞的活动及其随时间的变化、细菌的吞噬和清除)，也没有进行骨组织抗菌与骨修复实验，具有进一步研究价值。
此次研究制备的硫酸钙-氧化镁复合材料具有良好的抗菌性能、细胞相容性、成骨诱导能力与促血管形成能力，短期动物体内植入证实该材料具有良好的体内抗菌能力，以上性能满足理想植骨材料的多项要求，是具有临床应用前景的抗感染植骨材料。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：生物材料；骨生物材料；口腔生物材料；纳米材料；缓释材料；材料相容性；组织工程

硫酸钙-氧化镁复合材料作为抗感染植骨材料的性能

Performance of calcium sulfate-magnesium oxide composites as anti-infective bone graft materials

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 11

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	宋沐泽, 刘楚怡, 唐庆娟, 代元坤, 宋文山, 李八方, 王园园. 聚乳酸/胶原蛋白静电纺双层引导组织再生膜的生物相容性评价[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6880-6891.
[2]	杨淇, 向蹊, 王涵, 邹圳, 张伦慈, 米热阿德力·阿布力米提, 廖悦, 李新志. 天然口服水凝胶在药物递送系统中的开发与应用[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6930-6936.
[3]	杨光, 印治涛, 许燕. 3D打印异烟肼脂质体光热支架及性能评价[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6701-6709.
[4]	赵张红, 金东升, 阮世强, 黄文良, 万喻, 田仁元, 邓江. 淫羊藿苷缓释微球三维支架的体外促成骨与抗炎性能[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6710-6718.
[5]	皮志龙, 李嘉源, 谭志超, 陆小梅, 张志强, 叶翔凌. 3D打印新补骨脂异黄酮涂层支架调节成骨/破骨细胞活性促进骨再生[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6736-6743.
[6]	周云圻, 刘旭, 肖东琴, 李兴平, 匙峰, 张波, 蒲超, 罗栩伟, 张成栋. 兼具抗菌与促成骨功能水凝胶的制备与表征[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6768-6778.
[7]	张静, 何丽萍, 温玉, 付航. 负载成纤维细胞外泌体的水凝胶促进内皮细胞功能恢复和糖尿病创面修复[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6798-6806.
[8]	陈刚, 葛彩军, 陈建澎, 王元斌, 王前亮. 载铁抑素1水凝胶治疗腰椎间盘突出症的机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6807-6813.
[9]	赵文博, 缪鑫, 王洋, 刘浩, 李胜发, 陶崎峰. 锶/比拉瑞塞共载生物活性玻璃调控骨微环境治疗骨质疏松症[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6814-6825.
[10]	周丽静, 王双, 向谨姣, 王会超, 柴雪姣 . 体外环境下C-Root BP材料根尖封闭性及抗力强度[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6868-6872.
[11]	余金烨, 蒋南, 赵一浔, 黄梦静, 杨洁, 孙瑞, 冯所兰, 蒋卉, 杨军. 用于细胞三维培养的即用型海藻酸钠@纸材料[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(26): 6873-6879.
[12]	陈颖, 孙盱衡, 刘青, 肖聪, 蒋虹婧, 林展翼. 促进组织工程血管移植物早期阶段形成的无血清培养基[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(20): 5093-5102.
[13]	周孝辉, 王思怡, 周启云, 何钊, 贾玉娟, 王元斌, 马建武, 陈刚, 郑峰, 褚耿磊. 纳米羟基磷灰石-聚醚碳酸酯脲静电纺丝膜促进骨缺损修复[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(20): 5134-5142.
[14]	刁有录, 高佳, 潘国庆. 生物募集组织修复材料：调控细胞和因子的迁移及改善组织整合的优势[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(20): 5270-5281.
[15]	徐亚伟, 孟世龙, 张徐, 汪成杰, 袁一峰, 史晓林, 王娇, 刘康. 中药有效成分结合水凝胶修复骨缺损：成功与挑战[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(20): 5295-5303.