低氧运动干预营养性肥胖模型大鼠骨骼肌能量代谢的变化

doi:10.12307/2022.881

中国组织工程研究 ›› 2022, Vol. 26 ›› Issue (29): 4598-4604.doi: 10.12307/2022.881

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低氧运动干预营养性肥胖模型大鼠骨骼肌能量代谢的变化

吴菊花1，杨亚南2，翁锡全3，赵芳芳4，徐国琴3，林文弢3，4

1广西科技大学体育学院，广西壮族自治区柳州市 545006；2广东省足球运动中心，广东省广州市 510500；3广州体育学院运动与健康系，广东省广州市 510500；4珠海科技学院，广东省珠海市 519000

收稿日期:2021-03-27 接受日期:2021-05-09 出版日期:2022-10-18 发布日期:2022-03-27
通讯作者: 林文弢，教授，广州体育学院运动与健康系，广东省广州市 510500；珠海科技学院，广东省珠海市 519000
作者简介:吴菊花，1985年生，2016年上海体育学院毕业，博士，副教授，主要从事运动与健康促进、低氧运动减肥方面的研究。
基金资助:
广西科技大学运动与健康实验室基金项目(GKDTYSY2003)，项目负责人：吴菊花；教育部人文社会科学研究青年基金西部和边疆项目(18XJCZH009)，项目负责人：吴菊花；广西高校中青年教师基础能力提升项目(2018KY0314)，项目负责人：吴菊花；广西科技大学博士基金(校科博17083)，项目负责人：吴菊花

Effects of hypoxic exercise on skeletal muscle energy metabolism of rats with alimentary obesity

Wu Juhua1, Yang Yanan2, Weng Xiquan3, Zhao Fangfang4, Xu Guoqin3, Lin Wentao3, 4

1School of Physical Education, Guangxi University of Science and Technology, Liuzhou 545006, Guangxi Zhuang Autonomous Region, China; 2Guangdong Provincial Football Center, Guangzhou 510500, Guangdong Province, China; 3Department of Sports and Health, Guangzhou Sport University, Guangzhou 510500, Guangdong Province, China; 4Zhuhai College of Science and Technology, Zhuhai 519000, Guangdong Province, China

Received:2021-03-27 Accepted:2021-05-09 Online:2022-10-18 Published:2022-03-27
Contact: Lin Wentao, Professor, Department of Sports and Health, Guangzhou Sport University, Guangzhou 510500, Guangdong Province, China; Zhuhai College of Science and Technology, Zhuhai 519000, Guangdong Province, China
About author:Wu Juhua, MD, Associate professor, School of Physical Education, Guangxi University of Science and Technology, Liuzhou 545006, Guangxi Zhuang Autonomous Region, China
Supported by:
the Sports and Health Laboratory Fund Project of Guangxi University of Science and Technology, No. GKDTYSY2003 (to WJH); Western and Frontier Project of Humanities and Social Science Research Fund for the Youth, Ministry of Education, No. 18XJCZH009 (to WJH); the Young and Middle-aged Teachers’ Capability Improvement Project in Guangxi Universities, No. 2018KY0314 (to WJH); Guangxi University of Science and Technology Doctoral Fund, No. 17083 (to WJH)

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
低氧运动：即低氧环境中进行运动锻炼，低氧运动可通过低氧和运动双重刺激，提高机体氧运输能力、氧利用能力、脂肪酸氧化代谢以及神经肌肉功能，促使机体组织产生一系列适应性变化，从而促进体质水平及整体健康。
过氧化物酶体增殖物激活受体α：作为核受体超家族的一员，其作用广泛，其调控通路主要涉及到脂肪酸氧化、抑制糖异生等，可通过调节骨骼肌脂肪酸氧化代谢来调节脂代谢动态平衡，在肥胖防治过程中起着重要调控作用。

背景：肥胖发生率逐渐攀升，易引起多种继发性疾病，对此，学者们提出众多减肥干预策略，其中运动干预或/和低氧暴露对肥胖防治具有较好的效果。
目的：探讨低氧运动对肥胖大鼠骨骼肌过氧化物酶体增殖物激活受体α(peroxisome proliferators-activated receptor α，PPARα)/过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活分子1α(peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator-1α，PGC-1α)/脂素1表达的影响。
方法：构建营养性肥胖大鼠模型，建模后随机分为常氧安静组和运动组、体积分数16.3%低氧安静组和运动组、13.3%低氧安静组和运动组，继续高脂饲养，运动组进行8周耐力运动，20 m/min，40 min/d，每周5 d。末次运动24 h后麻醉处死大鼠并采样，Western blot及免疫组化测定大鼠骨骼肌PGC-1α、PPARα以及脂素1蛋白表达水平。
结果与结论：①7周高脂膳食诱导营养性肥胖大鼠模型建立；②与常氧安静组相比，常氧运动组、16.3%低氧运动组及13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平均显著升高(P < 0.05-0.01)；与16.3%低氧安静组相比，16.3%低氧运动组大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平显著升高(P < 0.05)；与13.3%低氧运动组相比，常氧运动组、16.3%低氧安静组、13.3%低氧安静组大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平均显著降低(P < 0.05-0.01)；③与常氧安静组相比，常氧运动组、13.3%低氧安静组和运动组大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达水平显著升高(P < 0.05-0.01)；与13.3%低氧运动组相比，16.3%低氧安静组和运动组大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达水平显著降低(P < 0.05)；④与常氧安静组相比，其他5组大鼠骨骼肌脂素1蛋白表达水平均有所降低，其中13.3%低氧运动组降低最为显著(P < 0.05)；⑤提示低氧运动可引起肥胖大鼠骨骼肌PGC-1α、PPARα蛋白表达增加，下调脂素1蛋白表达，促进骨骼肌脂肪酸氧化代谢，从而有利于改善肥胖大鼠骨骼肌的能量代谢。
缩略语：过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活分子1α：peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator-1α，PGC-1α；过氧化物酶体增殖物激活受体α：peroxisome proliferators-activated receptor α，PPARα；脂素1：Lipin1

https://orcid.org/0000-0003-1926-3030 (吴菊花)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

关键词: 低氧运动, 肥胖, PGC-1α, PPARα, 脂素1, 骨骼肌, 大鼠

Abstract: BACKGROUND: The incidence of obesity is gradually increasing, which is prone to cause a variety of secondary diseases. Therefore, numerous weight-loss intervention strategies have been proposed, among which exercise intervention or/and hypoxic exposure have better effects on the prevention and treatment of obesity.
OBJECTIVE: To explore the effect of hypoxic exercise on the protein expression levels of peroxisome proliferators-activated receptor α (PPARα)/peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator-1α (PGC-1)/Lipin1 in the skeletal muscle of rats with alimentary obesity.
METHODS: Animal models of alimentary obesity were established in rats, and the rat models were then randomized into normoxic quiet group and exercise group, 16.3% hypoxic quiet group and exercise group, and 13.3% hypoxic quiet group and exercise group. The rats were fed with high fat, and all exercise groups received an endurance exercise, 20 m/min, 40 min/d, 5 days per week for 8 weeks. The rats were killed under anesthesia and sampled at 24 hours after the last exercise. The protein expression levels of PGC-1α, PPARα, and Lipin1 in the skeletal muscle of rats were then determined by western blot and immunohistochemistry.
RESULTS AND CONCLUSION: The rat model of alimentary obesity was induced by a 7-week high-fat diet. Compared with the normoxic quiet group, the expression of PGC-1α protein in the skeletal muscle of rats was significantly increased in the normoxic exercise group, 16.3% hypoxic exercise group, and 13.3% hypoxic exercise group (P < 0.05-0.01). Compared with the 16.3% hypoxic quiet group, the expression of PGC-1α protein in the skeletal muscle of rats was significantly increased in the 16.3% hypoxic exercise group (P < 0.05). Compared with the 13.3% hypoxic exercise group, the expression of PGC-1α protein in the skeletal muscle of rats was significantly reduced in the normoxic exercise group, 16.3% hypoxic quiet group, and 13.3% hypoxic quiet group (P < 0.05-0.01). Compared with the normoxic quiet group, the expression of PPARα protein in the skeletal muscle of rats was significantly increased in the normoxic exercise group, 13.3% hypoxic quiet and exercise groups (P < 0.05-0.01). Compared with the 13.3% hypoxic exercise group, the expression of PPARα protein in the skeletal muscle of rats was significantly reduced in the 16.3% hypoxic quiet and exercise groups (P < 0.05). Compared with the normoxic quiet group, the expression of Lipin1 protein in the skeletal muscle of rats was reduced in the other five groups, and reduced significantly in the 13.3% hypoxic exercise group (P < 0.05). To conclude, hypoxic exercise can increase the expression of PGC-1α and PPARα and reduce the expression of Lipin1 protein in the skeletal muscle of obese rats, and promote the oxidative metabolism of fatty acids in the skeletal muscle, which is beneficial to improving skeletal muscle energy metabolism of obese rats.

Key words: hypoxic exercise, obesity, PGC-1α, PPARα, Lipin1, skeletal muscle, rat

中图分类号:

吴菊花, 杨亚南, 翁锡全, 赵芳芳, 徐国琴, 林文弢. 低氧运动干预营养性肥胖模型大鼠骨骼肌能量代谢的变化[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(29): 4598-4604.

Wu Juhua, Yang Yanan, Weng Xiquan, Zhao Fangfang, Xu Guoqin, Lin Wenta. Effects of hypoxic exercise on skeletal muscle energy metabolism of rats with alimentary obesity[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2022, 26(29): 4598-4604.

图/表（结果） 9

2.1 实验动物数量分析干预结束后，剩余大鼠55只，其中常氧安静组和16.3%低氧安静组均为10只；常氧运动组、16.3%低氧运动组以及13.3%低氧安静组均为9只；13.3%低氧运动组为8只。实验中共脱失5只大鼠，其中常氧运动组1只、16.3%低氧运动组1只和13.3%低氧运动组2只均因运动时颈部折断而死亡，13.3%低氧安静组1只则因长有肿物而死亡。在进行蛋白测定时，根据G power软件进行样本量计算，得出每组n≥6即达到所需效应量。
2.2 高脂膳食诱导营养性肥胖大鼠模型建立[3] 7周高脂膳食饲养后，高脂膳食造模组大鼠的体质量、体长、体质量指数均高于普通膳食组[12]，差异有非常显著性意义(P < 0.01)，见表1。

高脂膳食造模组大鼠血糖、总胆固醇、低密度脂蛋白胆固醇水平均显著高于普通膳食组(P < 0.01)，三酰甘油水平高于普通膳食组(P < 0.05)，而高密度脂蛋白胆固醇水平则无显著变化，仅略有降低。7周内两组大鼠摄食量并未有显著差异，见表2。

综上，7周高脂膳食饲养后，高脂膳食造模组大鼠形态学变化表现为体质量、体质量指数、体长显著高于普通膳食组，且体质量增长高于普通膳食组大鼠20%；血液生化相关指标表现为血糖、总胆固醇、低密度脂蛋白胆固醇、三酰甘油水平显著高于普通膳食组，提示高脂膳食诱导营养性肥胖大鼠模型建立成功[11]。
2.3 低氧运动对营养性肥胖大鼠骨骼肌细胞PGC-1α蛋白表达的影响[3] 常氧安静组和常氧运动组、常氧安静组和16.3%低氧运动组、常氧运动组和13.3%低氧运动组、16.3%低氧安静组和16.3%低氧运动组、13.3%低氧安静组和13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平相比差异均有显著性意义(P < 0.05)；常氧安静组和13.3%低氧运动组、16.3%低氧安静组和13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平相比差异有非常显著性意义(P < 0.01)，见表3。

大鼠骨骼肌PGC-1α阳性染色分布，见图1。常氧安静组、16.3%低氧安静组和13.3%低氧安静组PGC-1α免疫阳性染色在骨骼肌细胞中呈棕褐色状零星分布于细胞质中；常氧运动组大鼠骨骼肌细胞PGC-1α免疫阳性反应略有增强，免疫阳性染色加深，呈团状分布于细胞中；16.3%低氧运动组和13.3%低氧运动组骨骼肌细胞PGC-1α免疫阳性染色均呈棕褐色，成团状分布于细胞质中，阳性区域显著增加。

2.4 低氧运动对营养性肥胖大鼠骨骼肌细胞PPARα蛋白表达的影响常氧安静组与13.3%低氧运动组的大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达水平相比差异有非常显著性意义(P < 0.01)；常氧安静组与常氧运动组、常氧安静组与13.3%低氧安静组、16.3%低氧安静组与13.3%低氧运动组、16.3%低氧运动组与13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达水平相比差异有显著性意义(P < 0.05)，见图2。

大鼠骨骼肌细胞PPARα的阳性染色分布，见图3。常氧安静组、常氧运动组、16.3%低氧安静组和16.3%低氧运动组PPARα免疫阳性染色在骨骼肌细胞中呈棕褐色状零星分布于细胞质中，且常氧运动组的免疫阳性染色区域和着色皆增加。13.3%低氧安静组和13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌细胞PPARα免疫阳性染色呈棕褐色，团状分布于细胞质中，其区域和着色均增强。

2.5 低氧运动对营养性肥胖大鼠骨骼肌细胞Lipin1蛋白表达的影响与常氧安静组相比，常氧运动组、16.3%低氧安静组、16.3%低氧运动组、13.3%低氧安静组、13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌Lipin1蛋白水平均有所降低，其中13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌Lipin1蛋白表达水平与常氧安静组相比差异有显著性意义(P < 0.05)，见图4。

大鼠骨骼肌细胞Lipin1的阳性染色分布，见图5。常氧安静组、常氧运动组、16.3%低氧安静组、16.3%低氧运动组、13.3%低氧安静组和13.3%低氧运动组免疫阳性染色均呈棕褐色零星分布于细胞质中，免疫阳性染色均较浅，其中13.3%低氧运动组大鼠骨骼肌细胞Lipin1免疫阳性染色呈棕褐色零星分布于细胞质中，阳性区域显著减少。

2.6 低氧运动干预后营养性肥胖大鼠骨骼肌PGC-1α、PPARα、Lipin1蛋白表达的双因素方差分析大鼠骨骼肌PPARα蛋白的校正模型Sig.值小于0.05，表明该检测指标组间差异有显著性意义。O2体积分数、运动对大鼠骨骼肌PPARα蛋白有显著性影响(P < 0.05)，表明低氧、运动均能有效提升大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达。而大鼠骨骼肌PGC-1α[3]、Lipin1蛋白表达校正模型Sig.值大于0.05，差异无显著性意义，见表4。

参考文献

[1] NAM GE, KIM YH, HAN K, et al. Obesity Fact Sheet in Korea, 2019: Prevalence of Obesity and Abdominal Obesity from 2009 to 2018 and Social Factors. J Obes Metab Syndr. 2020;29(2):124-132.
[2] CELIK O, YILDIZ BO. Obesity and physical exercise. Minerva Endocrinol (Torino). 2021; 46(2):131-144
[3] 吴菊花, 钟红梅, 杨亚南, 等. 低氧运动对营养性肥胖大鼠骨骼肌AMPK-PGC-1α的影响[J]. 中国运动医学杂志,2019,38(6):486-492.
[4] PARK HY, KIM J, PARK MY, et al. Exposure and Exercise Training in Hypoxic Conditions as a New Obesity Therapeutic Modality: A Mini Review. J Obes Metab Syndr. 2018;27(2):93-101.
[5] BENSAAD K, FAVARO E, LEWIS CA, et al. Fatty acid uptake and lipid storage induced by HIF-1α contribute to cell growth and survival after hypoxia-reoxygenation. Cell Rep. 2014;9(1):349-365.
[6] OU LC, LEITER JC. Effects of exposure to a simulated altitude of 5500 m on energy metabolic pathways in rats. Respir Physiol Neurobiol. 2004;141(1): 59-71.
[7] FINCK BN, KELLY DP. PGC-1 coactivators: inducible regulators of energy metabolism in health and disease. J Clin Invest. 2006;116(3):615-622.
[8] PARK JS, HOLLOSZY JO, KIM K, et al. Exercise Training-Induced PPARβ Increases PGC-1α Protein Stability and Improves Insulin-Induced Glucose Uptake in Rodent Muscles. Nutrients. 2020;12(3):652.
[9] SOORI R, ZADEH MM, GHRAM A, et al. Effects of Hypoxic and Normoxic Training in Altitude on HIF-1α and PGC-1α Levels in Elite Endurance Runners. J Exerc Sci Med. 2019;11(1):61-70.
[10] CHANDLER PC, VIANA JB, OSWALD KD, et al. Feeding response to melanocortin agonist predicts preference for and obesity from a high-fat diet. Physiol Behav. 2005;85(2):221-230.
[11] 汤锦花, 严海东. 营养性肥胖大鼠模型的建立及评价[J]. 同济大学学报(医学版),2010,31(1):32-34.
[12] ALTUNKAYNAK ME, OZBEK E, ALTUNKAYNAK BZ, et al. The effects of high-fat diet on the renal structure and morphometric parametric of kidneys in rats. J Anat. 2008;212(6):845-852.
[13] KELEHER MR, ZAIDI R, SHAH S, et al. Maternal high-fat diet associated with altered gene expression, DNA methylation, and obesity risk in mouse offspring. PLoS One. 2018;13(2):e0192606.
[14] ISLAM H, HOOD DA, GURD BJ. Looking beyond PGC-1α: emerging regulators of exercise-induced skeletal muscle mitochondrial biogenesis and their activation by dietary compounds. Appl Physiol Nutr Metab. 2020;45(1):11-23.
[15] WANG HT, ZHANG YC, XU MY, et al. Research progresses on PGC-1α, a key energy metabolic regulator. Sheng Li Xue Bao. 2020;72(6):804-816.
[16] HU G, XU L, MA Y, et al. Chronic exercise provides renal-protective effects with upregulation of fatty acid oxidation in the kidney of high fructose-fed rats. Am J Physiol Renal Physiol. 2020;318(3):F826-F834.
[17] WEI D, LIAO L, WANG H, et al. Canagliflozin ameliorates obesity by improving mitochondrial function and fatty acid oxidation via PPARα in vivo and in vitro. Life Sci. 2020;247:117414.
[18] CHUNG N, PARK J, LIM K. The effects of exercise and cold exposure on mitochondrial biogenesis in skeletal muscle and white adipose tissue. J Exerc Nutrition Biochem. 2017;21(2):39-47.
[19] DENG H, ZHANG W, RUAN D, et al. The Combination of Aerobic and Resistance Exercise Induces Weight Loss via the PGC-1α/Irisin/UCP-1 Pathway. J Biomater Tiss Eng. 2019;9(10):1388-1394.
[20] QI X, WANG J. Melatonin improves mitochondrial biogenesis through the AMPK/PGC1α pathway to attenuate ischemia/reperfusion-induced myocardial damage. Aging (Albany NY). 2020;12(8):7299-7312.
[21] 王慧婷, 张岩晨, 徐梦怡, 等. 能量代谢关键调控因子PGC-1α的研究进展[J]. 生理学报,2020,72(6):804-816.
[22] DIXON ED, NARDO AD, CLAUDEL T, et al. The Role of Lipid Sensing Nuclear Receptors (PPARs and LXR) and Metabolic Lipases in Obesity, Diabetes and NAFLD. Genes (Basel). 2021;12(5):645.
[23] NAJT CP, KHAN SA, HEDEN TD, et al. Lipid Droplet-Derived Monounsaturated Fatty Acids Traffic via PLIN5 to Allosterically Activate SIRT1. Mol Cell. 2020; 77(4):810-824.
[24] BARROSO E, RODRÍGUEZ-CALVO R, SERRANO-MARCO L, et al. The PPARβ/δ activator GW501516 prevents the down-regulation of AMPK caused by a high-fat diet in liver and amplifies the PGC-1α-Lipin 1-PPARα pathway leading to increased fatty acid oxidation. Endocrinology. 2011;152(5):1848-1859.
[25] 陈毅. 白藜芦醇通过激活AMPK-Lipin1信号通路改善酒精性脂肪肝[D].合肥:安徽医科大学,2015.
[26] ARAI T, TANAKA M, GODA N. HIF-1-dependent lipin1 induction prevents excessive lipid accumulation in choline-deficient diet-induced fatty liver. Sci Rep. 2018;8(1):14230.
[27] BOUGARNE N, WEYERS B, DESMET SJ, et al. Molecular Actions of PPARα in Lipid Metabolism and Inflammation. Endocr Rev. 2018;39(5):760-802.
[28] QI ZG, ZHAO X, ZHONG W, et al. Osthole improves glucose and lipid metabolism via modulation of PPARα/γ-mediated target gene expression in liver, adipose tissue, and skeletal muscle in fatty liver rats. Pharm Biol. 2016; 54(5):882-888.
[29] PHUA WWT, WONG MXY, LIAO Z, et al. An aPPARent Functional Consequence in Skeletal Muscle Physiology via Peroxisome Proliferator-Activated Receptors. Int J Mol Sci. 2018;19(5):1425.
[30] TAHRI-JOUTEY M, ANDREOLETTI P, SURAPUREDDI S, et al. Mechanisms Mediating the Regulation of Peroxisomal Fatty Acid Beta-Oxidation by PPARα. Int J Mol Sci. 2021;22(16):8969.
[31] RUSSELL AP, FEILCHENFELDT J, SCHREIBER S, et al. Endurance training in humans leads to fiber type-specific increases in levels of peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1 and peroxisome proliferator-activated receptor-alpha in skeletal muscle. Diabetes. 2003; 52(12):2874-2881.
[32] WANG TY, WANG XH. Effects of aerobic exercise on PPARα signaling in diabetes rats and its association with PPARγ. Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi. 2020;36(4):312-317.
[33] 路瑛丽, 谢敏豪, 冯连世, 等. 高住高练对肥胖大鼠腓肠肌脂肪酸氧化的影响[J]. 中国运动医学杂志,2014,33(11):1060-1068.
[34] 李格, 张缨. 低氧训练诱导AMPK对小鼠骨骼肌PPARα表达的影响[J]. 山东体育学院学报,2013,29(5):40-46.
[35] SHARMA S, TAEGTMEYER H, ADROGUE J, et al. Dynamic changes of gene expression in hypoxia-induced right ventricular hypertrophy. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2004;286(3):H1185-H1192.
[36] REUE K. The role of lipin 1 in adipogenesis and lipid metabolism. Novartis Found Symp. 2007;286:58-68.
[37] ISHIMOTO K. Lipin 1 in lipid metabolism. Yakugaku Zasshi. 2011;131(8): 1189-1194.
[38] HAUSMAN GJ, BASU U, DU M, et al. Intermuscular and intramuscular adipose tissues: Bad vs. good adipose tissues. Adipocyte. 2014; 3(4):242-255.
[39] FINCK BN, GROPLER MC, CHEN Z, et al. Lipin 1 is an inducible amplifier of the hepatic PGC-1alpha/PPARalpha regulatory pathway. Cell Metab. 2006; 4(3):199-210.
[40] PHAN J, REUE K. Lipin, a lipodystrophy and obesity gene. Cell Metab. 2005; 1(1):73-83.
[41] PHAN J, PÉTERFY M, REUE K. Lipin expression preceding peroxisome proliferator-activated receptor-gamma is critical for adipogenesis in vivo and in vitro. J Biol Chem. 2004;279(28):29558-29564.

引言

材料方法

1.1 设计随机对照动物实验，两组之间比较采用独立样本t检验及重复测量方差分析；采取运动与低氧干预时，以运动和O2体积分数作为影响因素，进行两因素(2×3)方差分析，分析每个因素的主效应以及两因素间的交互作用。
1.2 时间及地点实验于2014 年9月至2016年12月在广州体育学院运动生物化学重点实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 实验动物清洁级健康雄性大鼠SD大鼠100只，体质量170-220 g，由南方医科大学实验动物中心提供，许可证号：SCXK(粤)2011-0015。动物分笼饲养，5只/笼，自然光照节律，自由摄食、饮水，温度22-24 ℃，湿度40%-55%。实验方案经广州体育学院科学研究伦理委员会批准。实验过程遵循了国际兽医学编辑协会《关于动物伦理与福利的作者指南共识》和本地及国家法规。
1.3.2 实验药品及主要仪器
Western blot所用抗体：抗PGC-1α(ab54481，ABCAM公司)，抗PPARα(AB227074 ，美国ABCAM公司)，抗Lipin1(ab181389，ABCAM公司)，抗GAPDH(ab8245，ABCAM公司)，抗HRG-rabbit(7074s，cell signaling公司)。
免疫组化所用抗体：抗PGC-1α(ab54481，ABCAM公司)，抗PPARα(ab233078，美国ABCAM公司)，抗Lipin1(ab181389，ABCAM公司)，山羊抗兔IgG/HRP 聚合物(北京中杉)。
其他主要试剂：PMSF蛋白抑制酶(北京康为世纪生物科技有限公司)，Pierce ECL发光液(Thermo Scientific)，脱脂奶粉(BD公司)，血脂四项(南京建成生物工程研究所有限公司)，血糖试纸(京都血糖试纸)，剩余试剂均为分析纯(广州齐云生物技术有限公司)。
主要仪器：低氧分压系统(美国Hypoxico公司)，玻璃匀浆器(广州化学试剂厂)，高速低温离心机(上海安亭科学仪器厂)，半自动生化分析仪(美国Rayto公司)，便携式血糖仪(日本京都公司)，Bio-rad电泳仪(两块胶)及转膜仪(美国Bio-rad公司)，万分之一电子天平(梅特勒-托利多仪器(上海)有限公司)，Image J图像分析软件。
1.4 实验方法
1.4.1 动物建模普通膳食为国家标准啮齿类动物干燥饲料(南方医科大学动物实验中心提供)。高脂膳食：蔗糖20%，猪油15%，胆固醇1.2%，胆酸钠0.2%，酪蛋白10%，磷酸氢钙0.6%，石粉0.4%，预混料0.4%，基础饲料52.2%，由广东省医学实验动物中心提供，许可证号：SCXK(粤)2013-0002；高脂膳食供能比：蛋白质17.5%，脂肪37%，碳水化物45.5%。
100只大鼠按随机数字表法分为2组，普通膳食组20只，高脂膳食造模组80只。根据肥胖易感模型筛选规律，高脂膳食造模组大鼠体质量超过普通膳食组大鼠体质量的20%即为营养性肥胖大鼠。持续性喂养7周后，从普通膳食组和高脂膳食造模组随机挑选10只和18只，眼眶取血，测其血糖、血脂含量，结合大鼠体质量、体质量指数，进而评价造模效果，作者所在课题组的测量数据显示，高脂膳食造模组80%的大鼠成功诱导了营养性肥胖模型。

1.4.2 干预方案营养性肥胖大鼠模型建立成功后，低氧暴露(即低氧安静)或低氧结合耐力运动(即低氧运动)持续干预8周，并继续8周高脂膳食饲养，分为常氧安静组、常氧运动组、16.3%低氧安静组、16.3%低氧运动组、13.3%低氧安静组及13.3%低氧运动组。
运动方案：适应性1周后，常氧安静组即在常氧环境下，不进行任何耐力运动和其他干预；常氧运动组即在常氧环境下，20 m/min，40 min/d，5 d/周，跑台坡度为0%，进行耐力运动；低氧安静组即在低氧环境下，连续12 h低氧干预，不进行任何耐力运动和其他干预；低氧运动组即在低氧环境下连续12 h低氧干预过程中，均以20 m/min，40 min/d，5 d/周，跑台坡度为0%，进行耐力运动。各低氧组每天剩余12 h为常氧环境。
1.4.3 组织取材大鼠末次训练24 h后，使用25 mg/kg的戊巴比妥进行静脉注射麻醉。大鼠主动脉取血，3 000 r/min离心15 min，取血清；另取一侧腓肠肌置液氮速冻，均于-80 ℃超低温冰箱长期保存，待测。
1.5 主要观察指标
1.5.1 大鼠体质量、体长、体质量指数、血脂、血糖水平测定大鼠体质量测定：使用万分之一电子天平测定。
体质量指数=体质量/体长2[11]。
半自动生化仪测定血脂四项：总胆固醇(COD-PAP法)、高密度脂蛋白胆固醇(磷钨酸镁沉淀法)、低密度脂蛋白胆固醇(聚乙烯硫酸沉淀法)、三酰甘油(GPO-PAP法)。
血糖测定：京都血糖仪测定血糖水平(京都血糖试纸)。
1.5.2 Western blot及免疫组织化学方法测定大鼠骨骼肌PPARα、PGC-1α、Lipin1蛋白表达水平
Western blot：取100 mg腓肠肌，加入1 mL RIPA裂解液，以及相应比例蛋白酶，磷酸酶抑制剂，置于冰上，进行玻璃匀浆器研磨；4 ℃，12 000 r/min离心10 min，取上清，BCA法测定蛋白浓度，随后保存于-20 ℃冰箱，待用。取适量蛋白与SDS-PAGE蛋白上样缓冲液(2×)，1∶1混匀，沸水煮6-8 min，冷却后提取上清，保存于-20 ℃。采用5%浓缩胶、12%分离胶电泳，湿转法将其转至PVDF膜；5%脱脂奶粉封闭2 h，PPARα、PGC-1α、Lipin1一抗4 ℃孵育过夜(一抗比例均为1∶1 000；GAPDH：1∶3 000)；次日TBST缓冲液清洗，HRP标记二抗室温孵育2 h(山羊抗兔IgG/HRP：1∶3 000)。TBST清洗后，暗室ECL发光，X射线片显影定影，并进行扫描。
二步法免疫组化检测：切片常规脱蜡至水；体积分数3%H2O2室温孵育10min，0.01 mol/L pH 7.4 PBS洗涤2 min×3次；分别滴加PPARα、PGC-1α、Lipin1抗体(1∶100)，湿盒内4 ℃冰箱过夜，PBS洗涤3 min×3次；滴加IgG抗体-HRP多聚体(兔抗或山羊抗)，37 ℃恒温箱湿盒中孵育20 min，PBS洗涤3 min×3次；DAB显色，及时流水冲洗终止反应，蒸馏水洗涤3 min×3次；苏木精复染，充分洗涤，封固。
1.6 统计学分析文章统计学方法已经广西科技大学生物统计学专家审核。采用SPSS 17.0统计学软件包进行统计，结果用x±s表示。GraphPad Prism 5进行数理统计及图像生成，构建营养性肥胖大鼠模型时，普通膳食组与高脂膳食造模组(体质量、体质量指数、血糖、总胆固醇、三酰甘油、低密度脂蛋白胆固醇、高密度脂蛋白胆固醇)两组之间采用独立样本t检验，普通膳食组与高脂膳食造模组间的摄食量采用重复测量方差分析；采取运动与低氧干预时，以运动和O2体积分数作为影响因素，进行两因素(2×3)方差分析，分析每个因素的主效应以及两因素间的交互作用，以P < 0.05为差异有显著性意义，以P < 0.01为差异有非常显著性意义。

讨论

3.1 营养性肥胖大鼠建模[3] 随着物质丰富，饮食习惯高脂化，而研究显示高脂膳食会引起某些肥胖易感基因活化[13]，由此，采用构建高脂膳食所致的营养性肥胖模型作为研究对象，具有重要实际意义。此次研究中经7周高脂膳食饲养后，高脂膳食造模组大鼠体质量增长超过普通膳食组体质量的20%，符合CHANDLER等[10]的研究成果：高脂组体质量超过正常组20%；此外，两组间体质量指数差异有显著性意义[11]，血糖血脂均显著增加，提示营养性肥胖大鼠建模成功。
3.2 低氧运动对营养性肥胖大鼠骨骼肌PPARα/PGC-1α/Lipin1的影响 PGC-1α是人体能量代谢的重要调节因子之一，主要分布于能量需求较高的组织，如骨骼肌，可与多种核受体或非核受体结合，在调节肥胖、代谢综合征等代谢性疾病能量代谢中发挥重要作用[14]。研究发现PGC-1α在骨骼肌线粒体发生、脂肪酸氧化等能量代谢过程中均有重要调控作用[15]，其中PGC-1α在脂肪酸氧化方面，可增强脂肪酸氧化酶转录活性，促使脂肪酸β氧化速率加快，进而改善机体利用脂肪酸的能力[16]。PGC-1α可通过调节包括PPARγ、PPARα、核呼吸因子等细胞分子，进而影响线粒体生成及脂肪酸氧化[17]。常氧状态下，运动可显著增强PGC-1α蛋白表达[18-19]，此次研究结果与之相符。然而，关于低氧刺激与骨骼肌PGC-1α蛋白表达的研究则较少[9]，较多研究则集中于病理状态下PGC-1α在其他器官组织的表达[20]。此次研究结果显示，不同体积分数低氧运动干预后，大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达均有所上调，且13.3%低氧运动干预后大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白上调尤其显著，推测与13.3%低氧干预下缺氧诱导因子1活性相关，但其机制目前尚未明确阐释，仍需探讨。课题组前期研究发现，氧体积分数越低，PGC-1α蛋白表达越高，两者呈负相关，提示低氧可能通过活化PGC-1α进而增强机体脂肪酸氧化供能，可能是低氧促进机体能量代谢加快的机制之一[3]；此外，与低氧安静组相比，2种体积分数低氧运动干预后大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白表达水平显著升高，由此提示运动叠加环境对大鼠骨骼肌PGC-1α蛋白作用效果优于单纯性的环境干预。在对PGC-1α蛋白表达进行2×3多因素方差分析发现，并无运动、O2体积分数或O2体积分数×运动交互效应的主效应作用。
常氧环境下，PGC-1α还可通过调控其下游分子，进而调控骨骼肌脂肪酸氧化代谢[21]。研究发现PPARs调控脂代谢，PPARα影响骨骼肌脂肪酸氧化代谢[22]，而PGC-1α作为其转录共激活分子，可靶作用于PPARα，促进其调控骨骼肌脂肪酸氧化代谢[23]。Lpin1具有双向调控机体脂代谢功能，一方面可促进脂质合成增加，一方面则可协同其他核转录因子(PPARα)及转录共激活因子(PGC-1α)共同促进脂肪酸氧化[24-25]，对骨骼肌、脂肪等组织能量代谢稳态发挥重要调节作用[26]。
PPARα广泛分布于脂肪组织、骨骼肌等，在促进脂肪酸氧化、白色脂肪棕色化等方面起重要作用[27-30]。运动、环境、饮食等均会影响PPARα蛋白表达，例如耐力性运动可促进PPARα蛋白高表达于骨骼肌[31-32]。路瑛丽等[33]对大鼠进行4周低氧耐力运动(体积分数13.6%O2)干预，发现大鼠腓肠肌PPARα mRNA水平显著上升；而李格等[34]则发现低氧耐力运动(体积分数11%O2)干预后，大鼠骨骼肌PPARα mRNA水平变化不显著，然而其蛋白表达显著增加，由此提示，骨骼肌PPARα表达可能受到低氧和耐力运动双重因素调控。此外，还有研究显示低氧暴露7 d(体积分数11%O2)，心肌PPARα蛋白表达有所下降，然而延至14 d后，其表达则有所上升[35]，提示PPARα表达可能与低氧暴露时长相关。文献检索发现，低氧运动对骨骼肌PPARα作用影响的相关研究较少。此次研究发现，低氧安静组大鼠骨骼肌PPARα蛋白表达与低氧体积分数呈负相关，但O2体积分数并无主效应；在对PPARα蛋白表达进行2×3多因素方差分析发现：运动有主效应。此次研究还发现，16.3%低氧运动组PPARα蛋白表达略低于常氧运动组，差异无显著性意义；13.3%低氧运动组PPARα蛋白表达高于16.3%低氧运动组和常氧运动组，提示骨骼肌PPARα表达可能受低氧体积分数影响，这与李格
等[34]的研究一致。
Lipin1是调控机体脂代谢环节中重要一员，人体试验和动物实验均显示Lipin1可将脂质适当储存于脂肪组织中，进而潜在地减少脂质累积于骨骼肌和肝脏[36]，此外，Lipin1作为转录共激活因子，可直接与PPARα和PGC-1α共同作用，共同调控脂质代谢[37]。有学者发现，Lipin1缺乏会导致未成熟脂肪细胞发生脂代谢功能障碍；研究发现Lipin1可在基因水平作用于猪的骨骼肌，增加脂肪累积[38]，由此推测无论何种物种，Lipin1均可影响脂代谢。学者们发现Lipin1可选择性活化PGC-1α靶向信号通路，增强肝脏脂肪酸氧化代谢，抑制脂肪生成，同时通过活化PPARα(PGC-1α的靶标)进而促进脂肪酸氧化代谢，通过直接与PGC-1α和PPARα作用，进而增强PGC-1α和PPARα的靶向作用[39]。然而，PHAN等[40]发现脂肪组织或骨骼肌中，由于Lipin1影响脂肪组织的脂肪细胞储积，而在骨骼肌中，Lipin1则影响整体能量代谢和脂肪利用，因此Lipin1过表达则易导致肥胖增加，同时其研究发现普通膳食饲养时，骨骼肌Lipin1过表达小鼠呈轻度肥胖；而6周高脂膳食饲养后，骨骼肌Lipin1过表达小鼠则呈肥胖状态，表明Lipin1在不同组织具有特异性功能表达的特点。此次研究数据显示，低氧暴露时，低氧安静组肥胖大鼠骨骼肌Lipin1蛋白水平有所下降，与PHAN等[41]的研究一致，在对Lipin1蛋白表达进行2×3多因素方差分析发现，运动、O2体积分数及运动×O2体积分数交互效应的主效应不显著，但由于目前无论低氧或/和耐力运动对Lipin1影响作用的研究尚较少，因此两者单独干预或联合干预的效果尚无文献支持，通过此次研究数据推测：由于Lipin1具有双重调控作用，因此低氧运动干预对Lipin1蛋白表达可能存在阈值，仍需后续研究，进而探讨Lipin1在骨骼肌脂代谢中的具体作用及机制。
研究已知Lipin1作为转录共激活因子，可直接与PPARα和PGC-1α共同作用，共同调控脂质代谢[37]。而在此次研究中，通过8周低氧运动干预，大鼠骨骼肌PGC-1α和PPARα蛋白表达增加，Lipin1蛋白表达减少，与学者们的研究一致。由此提示：低氧运动干预可通过上调PGC-1α、PPARα蛋白表达增加，下调Lipin1蛋白表达，进而有效改善营养性肥胖大鼠的骨骼肌脂肪酸氧化代谢。
3.3 结论低氧运动可引起肥胖大鼠骨骼肌PGC-1α、PPARα蛋白表达增加，下调Lipin1蛋白表达，促进骨骼肌脂肪酸氧化代谢，从而有利于改善肥胖大鼠骨骼肌的能量代谢。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

低氧运动干预营养性肥胖模型大鼠骨骼肌能量代谢的变化

Effects of hypoxic exercise on skeletal muscle energy metabolism of rats with alimentary obesity

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[1]	项鑫健, 柳芳, 吴亮亮, 贾大平, 陶越, 赵政男, 赵宇. 高剂量维生素C促进大鼠自体脂肪移植成活[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(8): 1242-1246.
[2]	税晓平, 李春莹, 李顺昌, 孙君志, 苏全生. 有氧和抗阻运动干预2型糖尿病大鼠骨骼肌脑源性神经营养因子、核因子κB及炎症指标的表达[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 669-675.
[3]	范建超, 徐派的, 韩永丽, 文彩玉珠, 张红星, 潘小丽. 电针足三里对功能性消化不良模型大鼠内脏高敏感性的影响[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 663-668.
[4]	莫伟彬, 黄天昌, 曾智伟, 燕林博. 葛根总黄酮干预长时耐力运动后再力竭运动大鼠脑组织β-连环蛋白及糖原合成酶激酶3β的表达[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 736-741.
[5]	冯建波, 李陈诚, 刘金月, 王小敏, 彭笳宸. 金黄色葡萄球菌生物膜克氏针置入建立创伤性大鼠骨髓炎模型[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(5): 700-705.
[6]	丁雪, 贾莹, 刘纯, 杨世榕, 赖灵妍, 杨桦, 丁琪. 慢性氟中毒SD大鼠正畸牙移动的位移及速率变化[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(29): 4687-4692.
[7]	毛轲, 高誉华, 周松林, 赵彦芬, 张原源, 杜思龙, 李喜龙. MiR-204-5p减轻大鼠坐骨神经慢性缩窄损伤引起神经病理性疼痛的作用机制[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(29): 4680-4686.
[8]	赵俊果, 陈新, 蒋若涵, 郭影, 高波. 二甲双胍对先兆子痫模型大鼠认知功能受损的影响[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(29): 4651-4657.
[9]	刘珂, 范海霞, 王宏, 程焕芝, 耿海霞. 胶原纤维和基质金属蛋白酶9在大鼠正畸牙根吸收中的表达及意义[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(27): 4288-4292.
[10]	董丽萍, 罗佳, 李广意, 袁衡. 增龄对大鼠髂总动脉超微结构的影响[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(26): 4123-4126.
[11]	覃勤, 夏天, 李月发, 张铃羚, 秦海霞. 枢经热疗对神经病理性疼痛模型大鼠的镇痛作用及机制[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(26): 4199-4204.
[12]	曾裕威, 黄闯, 魏建国, 段东明, 王簕. 利用生物发光成像示踪大鼠颅骨缺损中移植的骨髓间充质干细胞[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(25): 3968-3973.
[13]	陈迟迟, 张雨, 何家辰, 施勤. 肥胖小鼠骨髓间充质干细胞的成骨分化[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(24): 3846-3851.
[14]	吴思怡, 吴琼. 脂肪干细胞移植对老年小鼠脂肪组织免疫微环境的影响[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(24): 3773-3778.
[15]	梁美富, 郭文霞, 赵宁宁, 潘磊. 最佳功率负荷下不同力量训练手段骨骼肌输出功率的确定及特征[J]. 中国组织工程研究, 2022, 26(23): 3638-3643.