ADAMTS8对增生性瘢痕成纤维细胞增殖和凋亡的调控作用

doi:10.12307/2026.811

中国组织工程研究 ›› 2026, Vol. 30 ›› Issue (28): 7260-7266.doi: 10.12307/2026.811

• 软骨组织构建 cartilage tissue construction • 上一篇下一篇

ADAMTS8对增生性瘢痕成纤维细胞增殖和凋亡的调控作用

张静宜1，2，马芳2，3，刘虹麟2，4，王建军1，2，夏童童2，杨佳琪2，王雅菁2，沈江涌5，姜怡邓2

1宁夏医科大学第一临床医学院，宁夏回族自治区银川市 750004；2国家卫生健康委员会代谢性心血管疾病研究重点实验室，宁夏回族自治区银川市 750004；宁夏医科大学，3基础医学院，4检验学院，宁夏回族自治区银川市 750004；5宁夏医科大学总医院烧伤科，宁夏回族自治区银川市 750004

收稿日期:2025-09-17 修回日期:2025-12-19 出版日期:2026-10-08 发布日期:2026-02-09
通讯作者: 沈江涌，博士，主任医师，宁夏医科大学总医院烧伤科，宁夏回族自治区银川市 750004
作者简介:张静宜，女，1999年生，宁夏回族自治区固原市人，汉族，宁夏医科大学在读硕士，主要从事增生性瘢痕形成的机制研究。
基金资助:
国家自然科学基金项目(82360628)，项目负责人：沈江涌

Regulatory role of ADAMTS8 in proliferation and apoptosis of hypertrophic scar fibroblasts

Zhang Jingyi1, 2, Ma Fang2, 3, Liu Honglin2, 4, Wang Jianjun1, 2, Xia Tongtong2, Yang Jiaqi2, Wang Yajing2, Shen Jiangyong5, Jiang Yideng2#br#

#br#

1First Clinical Medical College of Ningxia Medical University, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China; 2Key Laboratory of Metabolic and Cardiovascular Diseases, National Health Commission, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China; 3School of Basic Medical Sciences, 4College of Laboratory Medicine, Ningxia Medical University, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China; 5Department of Burns, General Hospital of Ningxia Medical University, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China

Received:2025-09-17 Revised:2025-12-19 Online:2026-10-08 Published:2026-02-09
Contact: Shen Jiangyong, MD, Chief physician, Department of Burns, General Hospital of Ningxia Medical University, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China
About author:Zhang Jingyi, MS candidate, First Clinical Medical College of Ningxia Medical University, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China; Key Laboratory of Metabolic and Cardiovascular Diseases, National Health Commission, Yinchuan 750004, Ningxia Hui Autonomous Region, China
Supported by:
National Natural Science Foundation of China, No. 82360628 (to SJY)

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：
增生性瘢痕：是由创伤、烧伤、手术等引起深部皮肤损伤后可能出现的纤维增生性疾病，临床表现有发红、色素沉积、灼痛、瘙痒等症状。现阶段增生性瘢痕的临床治疗方法很多，包括手术、药物、激素、压力、激光、放射等，但治疗效果不一、不良反应明显、缺乏安全性且复发率较高。
含血小板反应蛋白模体的金属蛋白酶与整合素前体(ADAMTS)：属于锌依赖性金属蛋白酶超家族，参与多种病理状态，包括癌症转移、炎症性疾病、呼吸系统疾病和心血管疾病。研究表明，ADAMTS通过调节细胞增殖、凋亡、迁移和细胞外基质重塑促进各种疾病中组织重塑的发展。

背景：研究证实，含血小板反应蛋白模体的金属蛋白酶与整合素前体8(A disintegrin and metalloproteinase with thrombospondin motifs 8，ADAMTS8)对纤维化具有一定的调控作用，因此，深入探讨ADAMTS8对增生性瘢痕的作用机制具有重要临床意义。
目的：探讨ADAMTS8对增生性瘢痕的调控作用。
方法：①免疫组化染色检测人体正常皮肤组织与增生性瘢痕组织中 Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白及ADAMTS8的表达。Western blot检测人体正常皮肤组织与增生性瘢痕组织中ADAMTS8蛋白表达，以增生性瘢痕为阳性样本，正常皮肤为阴性样本，绘制受试者工作特征曲线，分析ADAMTS8预测区分正常皮肤与增生性瘢痕的能力。②通过STRING 12.0平台对ADAMTS8构建蛋白质-蛋白质相互作用网络，对获取的靶点进行GO功能富集和KEGG通路富集分析。③分离培养人增生性瘢痕组织成纤维细胞，将第3-6代成纤维细胞分3组处理：对照组常规培养，Ad-NC组转染空载体腺病毒，Ad-ADAMTS8组转染含ADAMTS8过表达的腺病毒，CCK-8法、EdU染色检测细胞增殖活力，流式细胞术、TUNEL染色检测细胞凋亡情况。
结果与结论：①免疫组化染色显示，增生性瘢痕中Ⅰ型胶原、 Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白表达高于正常皮肤(P < 0.001)，ADAMTS8表达低于正常皮肤(P < 0.001)。Western blot检测显示，增生性瘢痕中ADAMTS8蛋白表达低于正常皮肤(P < 0.001)。受试者工作特征曲线显示，ADAMTS8预测发生增生性瘢痕的曲线下面积为0.86，说明ADAMTS8具有良好区分增生性瘢痕和正常皮肤的能力。②通过STRING数据库筛选出排名前41的基因，KEGG富集显示ADAMTS8主要参与细胞外基质受体相互作用、磷脂酰肌醇-3-激酶-蛋白激酶B信号通路及胞葬作用等生物学过程和关键机制；GO富集显示ADAMTS8参与凋亡相关的通路富集，包括成纤维细胞生长因子受体信号通路的负向调控、成纤维细胞生长因子的结合、细胞凋亡的负向调控和细胞凋亡过程。③CCK-8法、EdU染色显示，过表达ADAMTS8可抑制增生性瘢痕成纤维细胞增殖；流式细胞术、TUNEL染色显示，过表达ADAMTS8可促进增生性瘢痕成纤维细胞凋亡。④结果表明，ADAMTS8在人增生性瘢中表达降低，ADAMTS8过表达可抑制增生性瘢痕成纤维细胞增殖、促进增生性瘢痕成纤维细胞凋亡。

https://orcid.org/0009-0005-0327-874X(张静宜)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 增生性瘢痕, ADAMTS8, 纤维化, 成纤维细胞, 增殖, 凋亡, 组织构建

Abstract: BACKGROUND: Studies have confirmed that A disintegrin and metalloproteinase with thrombospondin motifs 8 (ADAMTS8) plays a regulatory role in fibrosis. Therefore, elucidating the mechanism of ADAMTS8 in hypertrophic scar formation holds considerable clinical significance.
OBJECTIVE: To investigate the regulatory role of ADAMTS8 in scar fibroblasts.
METHODS: (1) Immunohistochemical staining was used to detect the expression of type I collagen, type III collagen, α-smooth muscle actin, and ADAMTS8 in normal human skin tissue and hypertrophic scar tissue. The protein expression level of ADAMTS8 was detected by western blot assay in normal human skin tissue and hypertrophic scar tissue. Hypertrophic scar tissue was taken as positive sample and normal human skin tissue was taken as negative sample. Receiver operating characteristic curve was drawn to analyze the ability of ADAMTS8 to predict the difference between normal human skin and hypertrophic scar. (2) A protein-protein interaction network of ADAMTS8 was constructed using the STRING 12.0 platform, and Gene Ontology function enrichment and Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes pathway enrichment analyses were conducted on the obtained targets. (3) Human hypertrophic scar tissue fibroblasts were isolated and cultured. The 3rd to 6th generation fibroblasts were selected and divided into three groups: the control group was cultured routinely; empty vector group (Ad-NC) transfected with empty vector adenovirus, and overexpressing ADAMTS8 group (Ad-ADAMTS8) was transfected with ADAMTS8 overexpressing adenovirus. The cell proliferation activity was detected by CCK8 assay and EDU staining. Cell apoptosis was detected by flow cytometry and TUNEL staining.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Immunohistochemical staining demonstrated significantly higher protein expression of type I collagen, type III collagen, and α-smooth muscle actin in hypertrophic scars compared with normal skin (P < 0.001). In contrast, ADAMTS8 expression was significantly lower in hypertrophic scars (P < 0.001). Western blot assay showed that ADAMTS8 protein expression was significantly lower in hypertrophic scar tissue than in normal skin (P < 0.001). Receiver operating characteristic curve analysis indicated that the area under the curve for ADAMTS8 in predicting the development of hypertrophic scars was 0.86, indicating its good ability to discriminate between hypertrophic scar and normal skin. (2) The top 41 genes were screened using STRING database. Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes enrichment showed that ADAMTS8 was mainly involved in the biological processes and key mechanisms such as extracellular matrix receptor interaction, phosphatidylinositol-3-kinase-protein kinase B signaling pathway and efferocytosis. Gene ontology enrichment showed that ADAMTS8 was involved in apoptosis-related pathway enrichment, including negative regulation of fibroblast growth factor receptor signaling pathway, binding of fibroblast growth factor, negative regulation of apoptosis and apoptosis process. (3) CCK-8 assay and EdU staining showed that of ADAMTS8 overexpression could inhibit the proliferation of hypertrophic scar fibroblasts. Flow cytometry and TUNEL staining showed that ADAMTS8 overexpression could promote the apoptosis of hypertrophic scar fibroblasts. (4) These results indicate that ADAMTS8 expression is significantly decreased in human hypertrophic scars, and ADAMTS8 overexpression can inhibit proliferation of hypertrophic scar fibroblasts and promote apoptosis of hypertrophic scar fibroblasts.

Key words: hypertrophic scar, ADAMTS8, fibrosis, fibroblast, proliferation, apoptosis, tissue construction

中图分类号:

张静宜, 马芳, 刘虹麟, 王建军, 夏童童, 杨佳琪, 王雅菁, 沈江涌, 姜怡邓. ADAMTS8对增生性瘢痕成纤维细胞增殖和凋亡的调控作用[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(28): 7260-7266.

Zhang Jingyi, Ma Fang, Liu Honglin, Wang Jianjun, Xia Tongtong, Yang Jiaqi, Wang Yajing, Shen Jiangyong, Jiang Yideng. Regulatory role of ADAMTS8 in proliferation and apoptosis of hypertrophic scar fibroblasts[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2026, 30(28): 7260-7266.

图/表（结果） 5

2.1 人正常皮肤和增生性瘢痕中Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白、ADAMTS8表达分析结果免疫组化实验染色结果显示，增生性瘢痕中Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白表达明显高于正常皮肤(P < 0.001)，ADAMTS8表达低于正常皮肤(P < 0.001)，见图1。提示ADAMTS8表达水平与增生性瘢痕相关。
2.2 ADAMTS8在人正常皮肤和增生性瘢痕中的蛋白表达及受试者工作特征曲线分析结果 Western blot检测显示，增生性瘢痕中ADAMTS8蛋白表达低于正常皮肤(P < 0.001)，见图2A，B。以增生性瘢痕为阳性样本，正常皮肤为阴性样本，绘制受试者工作特征曲线，分析结果显示：ADAMTS8预测发生增生性瘢痕的AUC为0.86，见图2C，由此可见，ADAMTS8具有良好区分正常皮肤和增生性瘢痕的能力。
2.3 ADAMTS8相关基因及信号通路富集分析通过STRING数据库对ADAMTS8进行蛋白质-蛋白质相互作用分析，选择密切相关且自由度值排名前41的基因(图3A)。对这41个基因进行

EGG富集分析和GO富集分析(图3B，C)，KEGG富集气泡图显示ADAMTS8主要参与了细胞外基质受体相互作用、磷脂酰肌醇-3-激酶-蛋白激酶B信号通路及胞葬作用等生物学过程和关键机制；GO富集气泡图显示ADAMTS8参与凋亡相关的通路富集，包括成纤维细胞生长因子受体信号通路的负向调控、成纤维细胞生长因子的结合、细胞凋亡的负向调控和细胞凋亡过

程，这提示ADAMTS8可能通过调控成纤维细胞凋亡参与增生性瘢痕的发展。
2.4 人增生性瘢痕成纤维细胞中ADAMTS8过表达验证结果 Western blot检测显示，Ad-ADAMTS8组ADAMTS8蛋白表达高于Ad-NC组(P < 0.01)，见图4，说明ADAMTS8过表达构建成功，可用于后续实验。

2.5 ADAMTS8过表达对人增生性瘢痕成纤维细胞增殖与凋亡的影响 CCK-8检测显示，Ad-ADAMTS8组细胞吸光度值低于Ad-NC组(P < 0.001)，见图5A。
EdU染色结果显示，与Ad-NC组相比，Ad-ADAMTS8组EdU荧光强度减弱，即ADAMTS8过表达抑制增生性瘢痕成纤维细胞的增殖，见图5B。
流式细胞术检测显示，对照组、Ad-NC组、Ad-ADAMTS8组细胞凋亡率分别为(8.53±0.69)%，(8.10±0.62)%，(12.38±0.95)%，与Ad-NC组相比，Ad-ADAMTS8组细胞凋亡率显著增加，见图5C。
TUNEL染色结果显示，与Ad-NC组相比，Ad-ADAMTS8组TUNEL荧光强度增强，见图5D。
因此，ADAMTS8过表达后可以抑制增生性瘢痕成纤维细胞增殖、促进增生性瘢痕成纤维细胞凋亡。

参考文献

[1] 蔡景龙. 瘢痕防治的历史与现状[J].中华损伤与修复杂志(电子版) ,2017, 12(4):241-246.
[2] 武文博, 郭丽丽, 欧阳军. 病理性瘢痕的治疗研究进展及展望[J].中华灾害救援医学,2019,7(5):295-300.
[3] HUANG C, OGAWA R. Keloidal pathophysiology: Current notions. Scars Burn Heal. 2021;7:2059513120980320.
[4] JESCHKE MG, WOOD FM, MIDDELKOOP E, et al. Scars. Nat Rev Dis Primers. 2023;9(1):64.
[5] SLEMP AE, KIRSCHNER RE. Keloids and scars: a review of keloids and scars, their pathogenesis, risk factors, and management. Curr Opin Pediatr. 2006;18(4):396-402.
[6] RANDALL LJ, BAJAN S, TRAN TD, et al. Propolis compound inhibits profibrotic TGF-β1/SMAD signalling in human fibroblasts. Sci Rep. 2025;15(1):27260.
[7] FRECH FS, HERNANDEZ L, URBONAS R, et al. Hypertrophic Scars and Keloids: Advances in Treatment and Review of Established Therapies. Am J Clin Dermatol. 2023;24(2):225-245.
[8] LI Y, HAN Q, CHEN S, et al. Effect of intraarticular human umbilical cord mesenchymal stem cells transplantation on cartilage degradation and matrix metalloproteinases in OA rat model. BMC Musculoskelet Disord. 2025;26(1):538.
[9] YANG S, CHENG M, ZHANG S, et al. DNMT3A facilitates breast cancer progression via regulating ADAMTS8 mediated EGFR-MEK-ERK activation. PLoS One. 2025; 20(5):e0321889.
[10] GOTO S, GOTO S. Physical and Mechanobiological Basis of Biological Functions of Platelets. Thromb Haemost. 2025. doi: 10.1055/a-2676-4451.
[11] ROCKS N, PAULISSEN G, EL HOUR M, et al. Emerging roles of ADAM and ADAMTS metalloproteinases in cancer. Biochimie. 2008;90(2):369-379.
[12] WANG Z, LI W, CHEN S, et al. Role of ADAM and ADAMTS proteases in pathological tissue remodeling. Cell Death Discov. 2023;9(1):447.
[13] YAO Y, HU C, SONG Q, et al. ADAMTS16 activates latent TGF-β, accentuating fibrosis and dysfunction of the pressure-overloaded heart. Cardiovasc Res. 2020; 116(5):956-969.
[14] BADSHAH, II, BROWN S, WEIBEL L, et al. Differential expression of secreted factors SOSTDC1 and ADAMTS8 cause profibrotic changes in linear morphoea fibroblasts. Br J Dermatol. 2019;180(5):1135-1149.
[15] ZHA Y, LI Y, GE Z, et al. ADAMTS8 Promotes Cardiac Fibrosis Partly Through Activating EGFR Dependent Pathway. Front Cardiovasc Med. 2022;9:797137.
[16] 唐玉婷,贺茜,万瑀,等.紫草素调控MicroRNA-382-5p抑制人增生性瘢痕成纤维细胞纤维化[J]. 中国组织工程研究,2023,27(35):5642-5648.
[17] GAUGLITZ GG, KORTING HC, PAVICIC T, et al. Hypertrophic scarring and keloids: pathomechanisms and current and emerging treatment strategies. Mol Med. 2011;17(1-2): 113-125.
[18] MONY MP, HARMON KA, HESS R, et al. An Updated Review of Hypertrophic Scarring. Cells. 2023;12(5):678.
[19] ARTZI O, KOREN A, NIV R, et al. A new approach in the treatment of pediatric hypertrophic burn scars: Tixel-associated topical triamcinolone acetonide and 5-fluorouracil delivery. J Cosmet Dermatol. 2020;19(1):131-134.
[20] KUBIAK R, LANGE B. Percutaneous collagen induction as an additive treatment for scar formation following thermal injuries: Preliminary experience in 47 children. Burns. 2017;43(5):1097-1102.
[21] HONDA A, KOIKE H, DOHI T, et al. CD206+ macrophages facilitate wound healing through interactions with Gpnmb(hi) fibroblasts. EMBO Rep. 2025;26(14):3679-3704.
[22] FLECKNER M, DÖHMEN NK, SALZ K, et al. Exposure of Primary Human Skin Fibroblasts to Carbon Dioxide-Containing Solution Significantly Reduces TGF-β-Induced Myofibroblast Differentiation In Vitro. Int J Mol Sci. 2024;25(23):13013.
[23] KIM WS, PARK BS, SUNG JH, et al. Wound healing effect of adipose-derived stem cells: a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts. J Dermatol Sci. 2007;48(1):15-24.
[24] KOHLHAUSER M, MAYRHOFER M, KAMOLZ LP, et al. An Update on Molecular Mechanisms of Scarring-A Narrative Review. Int J Mol Sci. 2024;25(21):11579.
[25] KO DS, BAEK SE, HA M, et al. Osteopontin is a key regulator of vascular smooth muscle cell proliferation in the outflow vein of arteriovenous fistulas. Microvasc Res. 2023;149:104570.
[26] SANTAMARIA S, MARTIN DR, DONG X, et al. Post-translational regulation and proteolytic activity of the metalloproteinase ADAMTS8. J Biol Chem. 2021; 297(5):101323.
[27] KEMBERI M, SALMASI Y, SANTAMARIA S. The Role of ADAMTS Proteoglycanases in Thoracic Aortic Disease. Int J Mol Sci. 2023;24(15):12135.
[28] WANG W, ZHANG H, HOU C, et al. Internal modulation of proteolysis in vascular extracellular matrix remodeling: role of ADAM metallopeptidase with thrombospondin type 1 motif 5 in the development of intracranial aneurysm rupture. Aging (Albany N Y). 2021;13(9):12800-12816.
[29] TANG BL. ADAMTS: a novel family of extracellular matrix proteases. Int J Biochem Cell Biol. 2001;33(1):33-44.
[30] BURKHARD T, MINNS AF, SANTAMARIA S. Expression and Purification of Recombinant ADAMTS8. Methods Mol Biol. 2024;2747:55-66.
[31] DRILON A, SUGITA H, SIMA CS, et al. A prospective study of tumor suppressor gene methylation as a prognostic biomarker in surgically resected stage I to IIIA non-small-cell lung cancers. J Thorac Oncol. 2014;9(9):1272-1277.
[32] LEE HC, CHANG CY, WU KL, et al. The Therapeutic Potential of ADAMTS8 in Lung Adenocarcinoma without Targetable Therapy. J Pers Med. 2022;12(6);902.
[33] DUNN JR, REED JE, DU PLESSIS DG, et al. Expression of ADAMTS-8, a secreted protease with antiangiogenic properties, is downregulated in brain tumours. Br J Cancer. 2006;94(8):1186-1193.
[34] WU Z, SHI Y, REN S, et al. ADAMTS8 Inhibits Progression of Esophageal Squamous Cell Carcinoma. DNA Cell Biol. 2020. doi: 10.1089/dna.2020.6053.
[35] ZHANG K, TIAN R, WANG G, et al. ADAMTS8 Inhibits Cell Proliferation and Invasion, and Induces Apoptosis in Breast Cancer. Onco Targets Ther. 2020;13: 8373-8382.
[36] ZHAO X, YANG C, WU J, et al. ADAMTS8 targets ERK to suppress cell proliferation, invasion, and metastasis of hepatocellular carcinoma. Onco Targets Ther. 2018; 11:7569-7578.
[37] KOŽIK B, ČORBO T, POJSKIĆ N, et al. Identifying Molecular Modulators of the Vascular Invasion in Rectal Carcinoma: Role of ADAMTS8 and Its Co-Dependent Genes. Int J Mol Sci. 2025;26(13):6261.
[38] YEO HJ, HA M, SHIN DH, et al. Development of a Novel Biomarker for the Progression of Idiopathic Pulmonary Fibrosis. Int J Mol Sci. 2024;25(1):599.
[39] ZHANG Y, HU K, QU Z, et al. ADAMTS8 inhibited lung cancer progression through suppressing VEGFA. Biochem Biophys Res Commun. 2022;598:1-8.
[40] OMURA J, SATOH K, KIKUCHI N, et al. ADAMTS8 Promotes the Development of Pulmonary Arterial Hypertension and Right Ventricular Failure: A Possible Novel Therapeutic Target. Circ Res. 2019;125(10):884-906.

引言

瘢痕是皮肤在受到较严重损伤后组织修复愈合的最终结
果[1]。瘢痕组织在修复过程中依据是否由与原来损伤组织结构相同的细胞和组织来修复分为生理性瘢痕和病理性瘢痕[2]。病理性瘢痕又分为通常不会超出原始伤口边界的增生性瘢痕和具有侵袭性、能够超过原始伤口界限的瘢痕疙瘩[3]。增生性瘢痕的组织学特点为真皮组织异常过度增生、平行于表皮表面的胶原蛋白、肌成纤维细胞及多种成纤维细胞蛋白的过量生成[4]、含有丰富的酸性黏多糖等[5]，病理机制涉及Ⅰ型胶原蛋白和Ⅲ型胶原蛋白的过度沉积[6]。目前针对增生性瘢痕的治疗方法有很多，包括手术、物理和药物方法[7]，但效果有限且不良反应较多，已成为困扰临床治疗日益突出的问题。
含血小板反应蛋白模体的金属蛋白酶与整合素前体(A disintegrin and metalloproteinase with thrombospondin motifs，ADAMTS)家族蛋白是一种具有血小板反应蛋白Ⅰ型基序的分泌型细胞外蛋白酶[8-9]，参与前胶原和血管性血友病因子的成熟以及蛋白质水解、细胞黏附、细胞外基质重塑等多个过程[10-11]。人ADAMTS家族包括19种蛋白[12]，不同ADAMTS具有不同的生物学功能。例如，在横主动脉缩窄模型中，ADAMTS16表达水平升高，并且ADAMTS16过表达在体外可激活成纤维细胞[13]；BADSHAH等[14]发现转染ADAMTS8过表达质粒的正常成纤维细胞分化为肌成纤维细胞；ZHA等 [15]研究发现，ADAMTS8通过激活表皮生长因子受体-丝裂原活化蛋白激酶/蛋白激酶B-Yes相关蛋白信号通路来调节心脏纤维化过程，可见ADAMTS8对纤维化有一定的调控作用。因此，此次研究旨在通过分析ADAMTS8在增生性瘢痕中的差异表达，进而探究ADAMTS8对增生性瘢痕的调控作用，有望为增生性瘢痕的诊断和治疗提供新的靶点。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

材料方法

1.1 设计体外人体组织观察实验，体外细胞学实验。
1.2 时间及地点实验于2024年6月至2025年5月在宁夏医科大学国家卫生健康委员会代谢性心血管疾病研究重点实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 临床标本临床标本来自2022-2023年宁夏医科大学总医院烧伤整形外科提供的增生性瘢痕和瘢痕边缘2.0-3.0 cm正常皮肤组织各18份。患者及其家属对实验知情同意，并签署了知情同意书。研究已通过宁夏医科大学伦理委员会审批，伦理编号：KYLL-2023-0167，实验操作严格遵守该委员会相关规定。
纳入标准：患者无糖尿病、高血压、肝硬化等其他疾病；瘢痕处于增生活跃期(瘢痕高于皮面1.0 cm以上)，病程4-12个月；瘢痕处和瘢痕周围无感染和破损；患者半年内未接受激素类药物、抗肿瘤药物以及放射治疗；所有标本均经临床和病理检查确诊。
排除标准：严格区分其他类型的瘢痕，例如瘢痕疙瘩、萎缩性瘢痕、浅表性瘢痕等。
1.3.2 主要试剂与仪器 DMEM-F12培养基购自美国HyClone公司，胎牛血清购自浙江天杭生物科技股份有限公司，青链霉素混合液和0.25%胰蛋白酶消化液购自武汉赛维尔生物科技有限公司，含ADAMTS8基因腺病毒转染试剂盒购自上海吉凯基因科技有限公司，小鼠源性Ⅰ型胶原蛋白单克隆抗体和兔源性Ⅲ型胶原蛋白多克隆抗体均购自美国Abcam公司，小鼠源性α-平滑肌肌动蛋白单克隆抗体购自美国Proteintech公司，小鼠源性ADAMTS8单克隆抗体购自美国Santa Cruz公司，GAPDH单克隆抗体购自北京博奥森生物技术有限公司，全蛋白提取试剂盒购自江苏凯基生物技术股份有限公司，细胞凋亡试剂盒购自美国BD公司，TUNEL染色试剂盒购自瑞士Roche公司，CCK-8试剂盒购自江苏新赛美生物科技有限公司，EdU标记/检测试剂盒购自广州锐博生物技术有限公司，细胞恒温培养箱购自德国Heraeus公司，BiotekEpoch酶标仪购自北京德泉兴业商贸有限公司，5415D微型离心机购自德国Eppendorf公司，激光共聚焦显微镜购自德国ZEISS公司。
1.4 实验方法
1.4.1 免疫组化染色观察增生性瘢痕与正常皮肤中ADAMTS8表达切取所需的增生性瘢痕(n=8)与正常皮肤(n=8)，生理盐水洗后立即浸入40 g/L多聚甲醛中固定6 h，用PBS洗3次，每次5 min；将组织放入梯度乙醇中依次脱水，依次为：体积分数70%乙醇1 h，体积分数80%乙醇1 h，体积分数90%乙醇1 h，体积分数95%乙醇1 h，无水乙醇Ⅰ 30 min，无水乙醇Ⅱ 30 min；二甲苯脱水后进行透明化处理，石蜡包埋后切片，经脱蜡水化、抗原修复、灭活、封闭等步骤后，孵育抗体，其中一抗为小鼠抗人Ⅰ型胶原蛋白单克隆抗体、兔抗人Ⅲ型胶原蛋白多克隆抗体、小鼠抗人α-平滑肌肌动蛋白单克隆抗体、小鼠抗人ADAMTS8单克隆抗体(1∶100)，二抗为HRP标记的山羊抗兔 IgG单克隆抗体和HRP标记的山羊抗小鼠IgG单克隆抗体(1∶500)，DAB显色，置于显微镜下观察Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白、ADAMTS8表达情况并拍照。采用 Image J 软件分别计算增生性瘢痕和正常皮肤中Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白、ADAMTS8阳性面积百分比(阳性面积/镜下总面积×100%)。
1.4.2 Western blot检测增生性瘢痕和正常皮肤中ADAMTS8蛋白表达切取所需的增生性瘢痕(n=18)与正常皮肤(n=18)，分别置于高通量组织研磨器研磨后提取总蛋白后定量；上样蛋白经SDS-PAGE凝胶电泳(160 V， 40 min)，0.3 A、75 min半干转转移至PVDF膜，含5%脱脂奶粉的PBST封闭4 h，PBST洗膜10 min×3次；加入对应的ADAMTS8(1∶1 000)、GAPDH(1∶10 000)一抗于4 ℃摇床孵育过夜；次日PBST洗膜10 min×3次，加入HRP标记的兔二抗(1∶2 000)于室温摇床孵育2 h，PBST洗膜10 min×3次后曝光。使用Image J软件分析条带灰度值，以GAPDH为内参照，计算ADAMTS8与内参照的灰度比值，用来表示 ADAMTS8蛋白表达。
1.4.3 蛋白质-蛋白质相互作用网络分析在STRING 12.0平台(https://cn.string-db.org/)的搜索框中输入ADAMTS8，选择种属为“Homo sapiens”，点击“more”显示更多相关蛋白，根据节点的自由度值、介度中心性、紧密度中心性，保留同时大于三者中位数的交集靶点，构建蛋白质-蛋白质相互作用网络。
1.4.4 GO功能富集和KEGG通路富集分析将预测到的核心靶点导入DAVID 2021、DAVID Knowlegebase(https://david.ncifcrf.gov/)进行基因本体(Gene Ontology，GO)与京都基因与基因组百科全书(Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes，KEGG)通路富集分析。种属设定为“Homo sapiens”，以P < 0.05为筛选条件，将P值从小到大排列。分别选取GO功能注释中的生物过程、分子功能、细胞组分及选取KEGG通路富集中的通路进行可视化分析。
1.4.5 细胞实验
成纤维细胞的原代分离和培养：在无菌条件下，将在手术台上切下的增生性瘢痕组织(n=10)放入含有1%青链霉素混合液的50 mL无酶离心管中，置于冰盒内快速运回实验室。在超净台内操作，将增生性瘢痕组织置于冰上用PBS清洗1遍冲去血液，去除皮下多余脂肪组织，仅保留真皮组织部分，剪切成约0.2 mm×0.2 mm×0.2 mm大小的组织块，放入含青链霉素和庆大霉素的PBS中清洗3遍，放入含0.9 mmol/L EDTA的0.25%胰蛋白酶消化液，置于4 ℃摇床过夜；次日将组织剪碎成肉糜样，放入含DMEM培养基(含Ⅰ型胶原蛋白)的培养皿中，置于37 ℃培养箱过夜；过夜后将组织吹打混匀并过200目筛网，收集过筛后的悬液，离心后弃上清，加入含0.5%青链霉素和体积分数10%胎牛血清的DMEM培养基(完全培养基)4 mL并转入T25培养瓶中[16]。置于37 ℃、体积分数5% CO2培养箱中培养，在显微镜下观察生长状况及细胞形态，定期换液，待贴壁细胞融合生长达80%-90%时按1∶2传代，取第3-6代成纤维细胞用于后续实验。
成纤维细胞内ADAMTS8基因过表达与鉴定：按照INVI DNA RNA转染试剂操作说明书和腺病毒载体使用手册步骤操作，取成纤维细胞，消化后接种于6孔板中，细胞密度为5.5×105/孔，待细胞融合度达60%时分3组培养：对照组常规培养，Ad-NC组转染空载体腺病毒，Ad-ADAMTS8组转染含ADAMTS8过表达的腺病毒，转染8 h后更换为完全培养基。完全培养基培养24 h后，显微镜下观察荧光表达情况，其中携带绿色荧光蛋白且状态良好的细胞为成功转染腺病毒的细胞。收集细胞，使用蛋白提取试剂盒提取总蛋白后定量，上样蛋白经SDS-PAGE凝胶电泳(160 V、40 min)，0.3 A、75 min半干转移至PVDF膜，含5%脱脂奶粉的PBST封闭4 h，PBST洗膜10 min×3次；加入对应的ADAMTS8(1∶1 000)、GAPDH(1∶10 000)一抗于4 ℃摇床孵育过夜；次日PBST洗膜10 min×3次，加入HRP标记的兔二抗(1∶2 000)于室温摇床孵育2 h，PBST洗膜10 min×3次后曝光。使用Image J软件分析条带灰度值，以GAPDH 为内参，计算 ADAMTS8与内参的灰度比值，用来表示 ADAMTS8的蛋白表达。实验样本数为6。
CCK-8、EdU染色检测细胞增殖：①CCK-8检测：完全培养基培养24 h后，将3组细胞分别以3×103/孔的密度接种于96孔板，培养24 h后每孔加入10 μL CCK-8试剂，置于培养箱内孵育2 h，用酶标仪测定在450 nm波长处的吸光度值。该实验样本数为6。②EdU染色：完全培养基培养24 h后，将3组细胞分别接种于共聚焦皿，加入200 μL稀释液A，在细胞培养箱中孵育2 h，用PBS洗涤细胞，40 g/L多聚甲醛固定30 min，室温下用200 μL甘氨酸(2 mg/mL)在摇床上脱色5 min；每孔加入0.5% Triton X-100溶液200 μL。PBS洗涤1次后，每孔用200 μL 1×Apollo染色液黑暗孵育30 min，每孔加0.5% Triton X-100孵育10 min，每孔用200 μL F稀释液染色，PBS洗涤2次，在激光共聚焦显微镜下观察细胞。实验样本数为6。
流式细胞术、TUNEL染色检测细胞凋亡：①流式细胞术检测：完全培养基培养24 h后，将3组细胞分别重悬于300 μL缓冲液中，按照7-氨基放线菌素/碘化丙烯细胞凋亡试剂盒说明书步骤进行染色，使用流式细胞仪分析细胞凋亡情况；②TUNEL染色：完全培养基培养24 h后，将3组细胞用40 g/L多聚甲醛固定30 min，加入TUNEL试剂在37 ℃下避光孵育1 h，用DAPI对细胞核进行染色，清洗后，使用激光共聚焦显微镜观察分析细胞凋亡情况。实验样本数为6。
1.5 主要观察指标人体正常皮肤组织与增生性瘢痕组织中 Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白及ADAMTS8的表达，ADAMTS8相关基因及信号通路富集分析，ADAMTS8过表达对增生性瘢痕成纤维细胞增殖与凋亡的影响。
1.6 统计学分析采用Prism 6.0统计软件进行数据处理，结果以x±s表示，组间比较采用两样本均数t检验，多组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用Tukey检验。使用OmicShare软件绘制受试者工作特征曲线，获取曲线下面积(area under curve，AUC)，评估ADAMTS8区分正常皮肤和增生性瘢痕的能力，P < 0.05表示差异有显著性意义。一般0.5 < AUC < 0.7表示诊断价值较低，0.7≤AUC < 0.9表示诊断价值中等，AUC≥0.9表示诊断价值较高。其中，横坐标为假阳性率(即负样本中被错误预测为正类的比例)，纵坐标为真阳性率(即正样本中被正确预测为正类的比例)，对角红色虚线表示随机猜测结果。所有实验均重复3次。该文统计学方法已经宁夏医科大学生物统计学专家审核。

讨论

近年来，增生性瘢痕的发病率呈上升趋势，手术、穿孔、痤疮、纹身、昆虫叮咬、烧伤、撕裂、擦伤、疫苗接种等任何导致皮肤炎症的过程都有可能形成增生性瘢痕[17]。在发达国家，每年有超过一亿人受到增生性瘢痕的影响，该病常伴发深层皮肤伤口[18]，临床通常表现为突出、坚硬、发痒、疼痛和红斑病变等[19]，增生性瘢痕并发症会导致患者长期不适、功能缺陷、生活质量下降等[20]。瘢痕是一种很难预测的疾病，尽管现在已经有大量的体内和体外研究，但关于增生性瘢痕形成的确切原因与机制依然不清楚，研究的局限性可能是用于研究的瘢痕组织通常已形成几个月，因此可能会错过决定增生性瘢痕发展伤口修复机制的早期改变[17]。
皮肤损伤后，成纤维细胞被激活导致其活性、增殖和分化失调[21]，皮肤在愈合过程中可能被病理性纤维化组织取代，进而形成增生性瘢痕[22]，增生性瘢痕的特征是胶原蛋白过度沉积和异常的细胞外基质重塑[23]。增生性瘢痕组织内的成纤维细胞表现出表型变化，包括增殖增加、胶原合成和分化为肌成纤维细胞，从而使纤维化表型永久化。了解成纤维细胞和微环境之间复杂的相互作用，对于阐明驱动增生性瘢痕形成的潜在机制和识别潜在的治疗靶点至关重要[24]，通过揭示成纤维细胞的复杂作用可以为更有效治疗和干预措施提供依据。
研究证明，ADAMTS在很多生理过程中起着作用，例如细胞增殖[25-26]、凋亡[27]、迁移、侵袭、血管生成、基质重塑和细胞外基质降解[28-29]。ADAMTS8是一种分泌型锌依赖性金属蛋白酶[30]，也称为METH-2，表达于正常组织中，但在大多数肿瘤组织中表达下调[31]，对肺癌[32]、脑肿瘤[33]、食管鳞状细胞癌[34]、乳腺癌[35]、肝癌[36]、直肠癌等有一定的治疗潜力[37]。一项关于肺纤维化生物标志物的研究通过基因验证ADAMTS8下调显著[38]，还有研究显示ADAMTS8过度表达诱导肌成纤维细胞标记物[14]，
然而，ADAMTS8在增生性瘢痕中的表达机制尚不清楚。此次研究通过免疫组化染色将ADAMTS8与3种纤维化相关的指标 Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、α-平滑肌肌动蛋白进行相关分析，明确ADAMTS8表达水平与增生性瘢痕相关；通过Western blot和受试者工作特征曲线分析发现，ADAMTS8具有良好区分增生性瘢痕和正常皮肤的能力，由此可见，ADAMTS8具有诊断增生性瘢痕的能力。
有研究表明，ADAMTS通过其蛋白酶活性降解细胞外基质成分并释放生长因子和细胞因子，从而调控细胞的增殖和凋亡[11]。ZHANG等[39]发现在非小细胞肺癌细胞中，ADAMTS8上调抑制细胞增殖、促进细胞凋亡，ADAMTS8下调促进细胞增殖、抑制细胞凋亡。ZHANG等[35]发现ADAMTS8表达增加可以抑制乳腺癌细胞的增殖、侵袭，促进乳腺癌细胞凋亡，进而影响乳腺癌的进展。OMURA等[40]发现ADAMTS8缺失通过上调腺苷酸活化蛋白激酶降低了肺动脉平滑肌细胞的增殖，减少了体内和体外缺氧下的线粒体碎片化，并且ADAMTS8以自分泌或旁分泌的方式促进了细胞外基质重塑和内皮功能障碍。鉴于ADAMTS8通过调控细胞增殖、凋亡、细胞外基质合成等生理过程影响多种疾病的进展，并且ADAMTS8与纤维化有一定的关系，因此，此次研究通过蛋白质-蛋白质相互作用网络、KEGG富集分析、GO富集分析推测ADAMTS8可能通过调控成纤维细胞凋亡参与增生性瘢痕的发展；进而开展细胞实验，培养人增生性瘢痕成纤维细胞，设置常规培养的对照组、转染空载体腺病毒的空载体组(Ad-NC组)、转染含ADAMTS8过表达腺病毒的过表达ADAMTS8组(Ad-ADAMTS8组)，CCK-8和EdU染色结果表明Ad-ADAMTS8组细胞增殖减弱，流式细胞术和TUNEL染色结果表明Ad-ADAMTS8组细胞凋亡增强。
综上所述，ADAMTS8可以抑制增生性瘢痕成纤维细胞增殖、促进增生性瘢痕成纤维细胞凋亡，为增生性瘢痕的前瞻性预防和治疗提供了新方向，但具体机制尚未明确。此次研究在细胞水平开展实验，课题组下一步计划进行动物实验，待条件成熟后开展临床试验，对机制的深入研究有待后续探讨。
中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

ADAMTS8对增生性瘢痕成纤维细胞增殖和凋亡的调控作用

Regulatory role of ADAMTS8 in proliferation and apoptosis of hypertrophic scar fibroblasts

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 5

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	刘宏杰, 牟秋菊, 申玉雪, 梁飞, 祝丽丽. 金属有机框架/羧甲基壳聚糖-氧化海藻酸钠/富血小板血浆水凝胶促糖尿病感染创面愈合[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1929-1939.
[2]	王奇飒, 卢雨征, 韩秀峰, 赵文玲, 石海涛, 徐哲. 3D打印甲基丙烯酰化透明质酸/脱细胞皮肤水凝胶支架的细胞相容性[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1912-1920.
[3]	孙蕾, 张琦, 张宇. 绿原酸蛋白微球/聚己内酯静电纺丝膜的促成骨效应[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1877-1884.
[4]	刘安婷, 陆江涛, 张文杰, 贺玲, 唐宗生, 陈晓玲. 血小板裂解物调控腺苷酸活化蛋白激酶抑制镉诱导的神经细胞凋亡[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1800-1807.
[5]	袁小霜, 杨姁, 杨波, 陈晓旭, 田婷, 王飞清, 李艳菊, 刘洋, 杨文秀. 弥漫性大B细胞淋巴瘤细胞条件培养液对人骨髓间充质干细胞增殖、凋亡的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1632-1640.
[6]	金东升, 赵张红, 朱子银, 张森, 孙祖延, 邓江. 淫羊藿苷缓释微球三维支架对兔骨髓间充质干细胞成骨分化的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1658-1668.
[7]	何家乐, 黄茜, 董鸿斐, 陈朗, 钟方宇, 李先慧. 脱细胞真皮基质联合脂肪干细胞外泌体促进烧伤创面愈合[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1699-1710.
[8]	叶倩倩, 潘杭, 田川, 朱向情, 叶丽, 赵晓娟, 舒莉萍, 潘兴华. 高活性脐带间充质干细胞对衰老树鼩胸腺结构和功能的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1720-1729.
[9]	李林臻, 焦泓焯, 陈伟南, 张铭哲, 王建龙, 张君涛. 淫羊藿苷含药血清对脂多糖诱导人软骨细胞炎症损伤的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1368-1374.
[10]	陈驹, 郑锦畅, 梁振, 黄成硕, 林颢, 曾莉. β-石竹烯对小鼠膝骨关节炎的作用及机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1341-1347.
[11]	温广伟, 甄颖豪, 郑泰铿, 周淑怡, 莫国业, 周腾鹏, 李海山, 赖以毅. 异银杏素对破骨细胞分化的影响和机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1348-1358.
[12]	潘鸿飞, 庄圳冰, 徐白云, 杨章阳, 林恺瑞, 詹冰晴, 蓝靖涵, 高恒, 张南波, 林家煜. 不同浓度金诺芬抑制M1型巨噬细胞功能及修复糖尿病小鼠伤口的价值[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1390-1397.
[13]	彭志伟, 陈雷, 佟磊. 木犀草素促进糖尿病小鼠创面愈合的作用与机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1398-1406.
[14]	朱奎成, 杜春燕, 章金涛. 无毛基因突变促进无毛小鼠白色脂肪组织褐变的作用机制[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1424-1430.
[15]	贾金文, 艾日法特·艾尼瓦尔, 张娟. EP300对过敏性鼻炎大鼠相关自噬和凋亡的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(6): 1439-1449.