两种脱细胞方法制备组织工程气管基质的比较

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2016.51.006

中国组织工程研究 ›› 2016, Vol. 20 ›› Issue (51): 7642-7647.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2016.51.006

• 组织构建细胞学实验 cytology experiments in tissue construction • 上一篇下一篇

两种脱细胞方法制备组织工程气管基质的比较

蒋媛，徐艳飞，张思泉，史宏灿

扬州大学医学院胸外科，江苏省扬州市 225001

收稿日期:2016-09-16 出版日期:2016-12-09 发布日期:2016-12-09
通讯作者: 史宏灿，主任医师，教授，博士生导师，扬州大学医学院，江苏省扬州市 225001
作者简介:蒋媛，女，1995年生，湖南省郴州市人，汉族，扬州大学本科在读。
基金资助:
国家自然科学基金面上项目(81170014，81370118)；江苏省大学生实践创新训练计划(201511117033Z)；扬州大学“高端人才支持计划”项目(201431)

Chemical extraction method versus detergent-enzymatic method for the preparation of tissue-engineered trachea matrix

Jiang Yuan, Xu Yan-fei, Zhang Si-quan, Shi Hong-can

Department of Thoracic Surgery, Medical College of Yangzhou University, Yangzhou 225001, Jiangsu Province, China

Received:2016-09-16 Online:2016-12-09 Published:2016-12-09
Contact: Shi Hong-can, Chief physician, Professor, Doctoral supervisor, Department of Thoracic Surgery, Medical College of Yangzhou University, Yangzhou 225001, Jiangsu Province, China
About author:Jiang Yuan, Department of Thoracic Surgery, Medical College of Yangzhou University, Yangzhou 225001, Jiangsu Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 81170014, 81370118; the College Student Innovation Program of Jiangsu Province, No. 201511117033Z; the Talent Program of Yangzhou University, No. 201431

摘要/Abstract

摘要：

文章快速阅读：

文题释义：
脱细胞方法：包括物理、化学和酶学方法等。物理法可以破坏细胞膜，但无法完全去除细胞，必须联合酶学及化学方法。化学方法主要是用化学试剂，如离子洗涤剂、非离子洗涤剂等处理组织或器官，酶学方法主要是用核酸酶、胰蛋白酶等处理原生组织及器官。
去污剂联合酶法制备脱细胞气管基质：采用脱氧胆酸钠联合脱氧核糖核酸酶I进行脱细胞处理，处理后气管在基质结构方面均与原生气管相似，除纤毛上皮细胞成分被完全除去，纤毛上皮细胞成分是介导宿主免疫排斥反应的主要抗原物质，其他成分均能较好保留。

摘要
背景：完整的新鲜气管脱细胞处理后，能够获取与原生组织结构和生物学性能相似的组织工程基质，寻找有效的脱细胞方法是目前组织工程研究的重点之一。
目的：比较化学萃取法、去污剂联合酶法制备兔组织工程气管基质的差异，遴选出较理想的脱细胞方法。
方法：切取30只新西兰兔气管，随机分3组处理，对照组不进行任何处理，化学萃取法组采用2%TritonX-100联合脱氧核糖核酸酶Ⅰ和核糖核酸酶进行脱细胞处理，去污剂联合酶法组采用脱氧胆酸钠联合脱氧核糖核酸酶Ⅰ进行脱细胞处理。将3组样本进行苏木精-伊红染色、Masson三色染色、番红O染色及DAPI染色及扫描电镜观察。
结果与结论：①苏木精-伊红染色：与对照组相比，化学萃取法组、去污剂联合酶法组气管脱细胞处理后黏膜上皮细胞成分基本被除去，残留部分软骨细胞；②Masson三色染色：与对照组相比，化学萃取法组、去污剂联合酶法组黏膜层核物质被完全除去，仅在软骨区残留部分软骨细胞；③番红O染色：与对照组相比，化学萃取法组、去污剂联合酶法组糖胺聚糖含量有轻微下降，化学萃取法组下降更为明显；④DAPI染色：化学萃取法组、去污剂联合酶法组仅在致密软骨层及腔隙中残留少量软骨细胞；⑤扫描电镜：去污剂联合酶法组上皮细胞被完全去除，基底膜结构相对较完整；化学萃取法组上皮细胞也被完全去除，但基底膜结构相对不完整；⑥结果表明：去污剂联合酶法脱细胞效果较佳，对基质破坏小。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程
ORCID: 0000-0001-6718-5247(史宏灿)

关键词: 组织构建, 组织工程, 脱细胞, 细胞外基质, 兔, 气管, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Acellular tracheal matrix is similar to the native trachea with structure and biological performance preserved after decellularization, and it is an important aim in tissue engineering to find an effective method of decellularization.
OBJECTIVE: To select the optimal decellularization method through comparing chemical extraction method with detergent-enzymatic method for preparing rabbit tissue engineering trachea matrix.
METHODS: Thirty tracheas from New Zealand white rabbits were randomly divide into three groups. Twenty of rabbit tracheas were subjected to decellularization using 2% TritonX-100 combined with deoxyribonuclease I and ribonuclease (chemical extraction method group), and sodium deoxycholate combined with deoxyribonuclease I (detergent-enzymatic group), respectively. The other ten were given no intervention as controls. Samples were collected and observed by hematoxylin-eosin staining, Masson-trichrome staining, safranin O staining, DAPI staining and scanning electronic microscope.
RESULTS AND CONCLUSION: Hematoxylin-eosin staining demonstrated that compared with the control group, almost all cellular components of the mucosal epithelium were removed in the detergent-enzymatic and chemical extraction groups, and there were few remnant chondrocytes. Masson-trichrome staining indicated that compared with the control group, components of the mucosal layer chondrocytes in the chemical extraction and detergent-enzymatic groups were completely removed, with only part of remained chondrocytes in the cartilage zone. Glycosaminoglycan was slightly decreased both in the chemical extraction and detergent-enzymatic groups shown by Safranin O staining, but more reduction was found in the chemical extraction group. DAPI staining reveled that only a small amount of cartilage cells remained in the dense layer of cartilage and lacuna both in this two methods. Scanning electronic microscope showed that using the detergent-enzymatic method there were the hierarchical structures of native trachea, but slight disruption using the chemical extraction method. In conclusion, decellularized rabbit trachea matrix obtained by detergent-enzymatic method is better, with little disruption to the matrix.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

Key words: Extracellular Matrix, Trachea, Tissue Engineering

中图分类号:

R318

蒋媛，徐艳飞，张思泉，史宏灿. 两种脱细胞方法制备组织工程气管基质的比较[J]. 中国组织工程研究, 2016, 20(51): 7642-7647.

Jiang Yuan, Xu Yan-fei, Zhang Si-quan, Shi Hong-can. Chemical extraction method versus detergent-enzymatic method for the preparation of tissue-engineered trachea matrix[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2016, 20(51): 7642-7647.

图/表（结果） 1

参考文献

[1] Sukumaran R,Nair RA,Jacob PM,et al.Extramedullary Plasmacytoma of the Trachea.Head Neck Pathol. 2014; 8(2):220-224.

[2] Angelelini GD,Penny WJ,el-Ghamary F,et al.The incidence and significance of early pericardial effusion after open heart surgery.Eur J Cardiothorac Surg. 1978; 1:165-168.

[3] Kojima K,Vacanti CA.Tissue engineering in the trachea.Anat Rec (Hoboken). 2014;297(1):44-50.

[4] Ott LM,Weatherly RA,Detamore MS.Overview of tracheal tissue engineering :Clinical need drives the laboratory approach.Ann Biomed Eng. 2011,39:2091-2113.

[5] Gonfiotti A,Jaus MO,Barale D,et al.The first tissue-engineered airway transplantation: 5-year follow-up results.Lancet.2014;383(9913):238-244.

[6] Haykal S,Salna M,Waddell TK,et al.dvances in Tracheal Reconstruction.Plast Reconstr Surg Glob Open.2014;2(7):e178.

[7] Góra A,Pliszka D,Mukherjee S,Ramakrishna S.Tubular Tissues and Organs of Human Body--Challenges in Regenerative Medicine.J Nanosci Nanotechnol. 2016; 16(1):19-39.

[8] Langer R,Vacanti JP.Tissue engineering. Science, 1993;260: 920-926.

[9] Roosens A,Somers P,De Somer F,et al.Impact of Detergent-Based Decellularization Methods on Porcine Tissues for Heart Valve Engineering.Ann Biomed Eng. 2016;44(9):2827-2839.

[10] Dong J,Mo X,Li Y,et al.Recent research progress of decellularization of native tissues.Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi.2012;29(5):1007-1013.

[11] 章方彪,史宏灿,张卫东,等.兔脱细胞同种异体气管基质衍生材料的形态特征及其生物力学分析[J].中华实验外科杂志,2014,31(3):573-576.

[12] Sun F,Pan S,Shi HC,et al.Structural integrity, immunogenicity and biomechanical evaluation of rabbit decelluarized tracheal matrix.J Biomed Mater Res A.2015;103(4):1509-1519.

[13] Yang H,Tan Q,Zhao H.Progress in various crosslinking modification for acellular matrix.Chin Med J (Engl). 2014; 127(17):3156-3164.

[14] Tomizawa Y.Late spontaneous nonanastomotic transgraft hemorrhage from biological material-impregnated fabric vascular graft may be due to autologous tissue detachment: a clinical hypothesis. Artif Organs.2014;38(12):1058-1060.

[15] Pimenta FR,Ferreira MD,Gir E,et al.Care and specialized clinical follow-up of nursing professionals who have been victims of accidents with biological material. Rev Esc Enferm USP.2013;47(1):198-204.

[16] Crapo PM,Gilbert TW,Badylak SF.An overview of tissue and whole organ decellularization processes.Biomaterials.2011;32(12):3233-3243.

[17] Rice RD,Ayubi FS,Shaub ZJ,et al.Comparison of Surgisis, AlloDerm, and Vicryl Woven Mesh grafts for abdominal wall defect repair in an animal model.Aesthetic Plast Surg. 2010;34(3):290-296.

[18] Scarritt ME,Pashos NC,Bunnell BA.A review of cellularization strategies for tissue engineering of whole organs.Front Bioeng Biotechnol.2015;3:43.

[19] Faulk DM,Johnson SA,Zhang L,et al.Role of the extracellular matrix in whole organ engineering.J Cell Physiol.2014;229(8):984-989.

[20] Zhou J,Fritze O,Schleicher M,et al.Impact of heart valve decellularization on 3-D ultrastructure, immunogenicity and thrombogenicity. Biomaterials. 010;31(9): 2549-2554.

[21] Annunziata C,Alessandra C,Attila T,et al.Inflammation in tissue engineering: the Janus between engraftment and rejection.Eur J Immunol.2015;45(12):3222-3236.

[22] Keane TJ,Swinehart IT,Badylak SF.Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance.Methods.2015;84:25-34.

[23] Crapo PM,Gilbert TW,Badylak SF.An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials.2011;32(12):3233-3243.

[24] Maghsoudlou P,Totonelli G,Loukogeorgakis SP,et al.A decellularization methodology for the production of a natural acellular intestinal matrix.J Vis Exp. 2013;(80): e50658.

[25] Perea-Gil I,Uriarte JJ,Prat-Vidal C,et al.In vitro comparative study of two decellularization protocols in search of an optimal myocardial scaffold for recellularization.Am J Transl Res.2015;7(3):558-573.

[26] Shupe T,Williams M,Brown A,et al.Method for the decellularization of intact rat liver.Organogenesis. 2010;6(2):134-136.

[27] Cebotari S,Tudorache I,Jaekel T,et al.Detergent decellularization of heart valves for tissue engineering: toxicological effects of residual detergents on human endothelial cells.Artif Organs.2010;34(3):206-210.

[28] Xu H,Xu B,Yang Q,et al.Comparison of decellularization protocols for preparing a decellularized porcine annulus fibrosus scaffold.PLoS One.2014;9(1):e86723.

[29] Badylak SF.The extracellular matrix as a biologic scaffold material. Biomaterials. 2007;28:3587-3593.

[30] Uriel S,Labay E,Francis-Sedlak M,et al.Extraction and assembly of tissue-derived gels for cell culture and tissue engineering.Tissue Eng Part C Methods. 2009; 15:309-321.

[31] Farag A,Vaquette C,Theodoropoulos C,et al.Decellularized periodontal ligament cell sheets with recellularization potential.J Dent Res. 2014;93(12):1313-1319.

[32] Jungebluth P,Go T,Asnaghi A,et al.Structural and morphologic evaluation of a novel detergent-enzymatic tissue-engineered tracheal tubular matrix.J Thorac Cardiovasc Surg. 2009;138(3):586-593.

[33] Illien-Jünger S,Sedaghatpour DD,Laudier DM,et al.Development of a bovine decellularized extracellular matrix-biomaterial for nucleus pulposus regeneration.J Orthop Res.2016;34(5):876-888.

[34] Yu BT,Li WT,Song BQ,et al.Comparative study of the Triton X-100-sodium deoxycholate method and detergent-enzymatic digestion method for decellularization of porcine aortic valves.Eur Rev Med Pharmacol Sci.2013;17(16):2179-2184.

引言

材料方法

1.1 设计对比观察性实验。

1.2 时间及地点实验于2015年6月至2016年6月在扬州大学医学院完成。

1.3 材料

实验动物：选取30只成年健康新西兰兔，体质量2.5-3.5 kg，雌雄不拘，购自扬州大学比较医学中心，许可证号：SYXK(苏)2012-0029，采用随机数表法分为3组，分别为对照组、去污剂联合酶法组与化学萃取法组，每组10只。

主要试剂及仪器：Triton X-100、核糖核酸酶、脱氧核糖核酸酶Ⅰ、脱氧胆酸钠(美国Sigma公司)；氯化钠(美国Instron公司)；乙酰胺(国药集团化学试剂有限公司)；苏木精-伊红染液、4’，6-二脒基-2-苯基吲哚二盐酸盐(DAPI)染液(南京凯基公司)；Masson三色染液(北京雷根生物技术有限公司)；番红O染液(北京索莱宝公司)；PBS、青霉素、链霉素、两性霉素B溶液(美国Hyclone公司)；超净工作台(上海上净公司)；RM2235型石蜡切片机、CM1950型冰冻切片机(德国Leica公司)；正置光学显微镜、正置荧光显微镜(日本Nikon公司)；S4800场发射扫描电子显微镜(日本Hitachi公司)。

1.4 实验方法

新鲜气管的制备：将3组新西兰兔耳缘静脉注射空气栓塞致死，无菌操作下取出气管，迅速剥离气管外表面疏松结缔组织，获取新鲜气管。随后将其置于4 ℃含1%抗生素与抗真菌药物的PBS中，留待检测。

去污剂联合酶法组脱细胞气管基质的制备：获取新鲜气管，用含1%抗生素与抗真菌药物的PBS冲洗3次。随后将其置于4 ℃蒸馏水中溶解渗透48 h，在4%脱氧胆酸钠溶液中浸泡孵育4 h并连续摇动；用蒸馏水冲洗3遍除去细胞碎屑，每次10 min，随后将气管置于含2 000 kU/L脱氧核糖核酸酶Ⅰ的1 mol/L NaCl溶液中，连续晃动 3 h，最后用蒸馏水冲洗3遍，每次10 min。最后将其置于PBS中过夜，次日行下一循环。重复7个周期，最后将气管置于4 ℃含1%抗生素与抗真菌药物的PBS中备用。

化学萃取法组脱细胞气管基质的制备：新鲜气管的获取方法同上，将新鲜气管用含1%抗生素与抗真菌药物的PBS冲洗3次，每次10 min，随后将气管浸入4 ℃无菌蒸馏水的玻璃瓶内，于恒温震荡培养箱中震荡48 h，转速40 r/min。随后将其浸入37 ℃含2%Triton X-100溶液的玻璃瓶内，恒温震荡培养12 h，转速40 r/min，无菌蒸馏水冲洗气管3次。然后将气管浸入含2 000 kU脱氧核糖核酸酶1和1 mg核糖核酸酶的37 ℃、1 mol/L NaCl溶液中，于摇床上震荡4 h，转速40 r/min。再用无菌蒸馏水冲洗气管3次。将脱细胞后的气管放入无菌PBS中待测。

1.5 主要观察指标

组织学染色：将3组气管样本在室温下于pH=7.4的体积分数10%中性甲醛固定24 h，蒸馏水冲洗，梯度乙醇脱水，石蜡包埋，并制成4 µm切片，脱蜡后分别进行苏木精-伊红染色、Masson三色染色及番红O染色，光镜观察气管形态学变化。

DAPI染色：DAPI可与双链DNA的小槽结合，结合后可发出较强的蓝色荧光，因此可用来观察脱细胞气管中细胞核成份的去除情况。将3组气管样本制取5 µm厚的冰冻切片，37 ℃下DAPI工作液覆盖样品15 min，甲醇冲洗后加入甘油或Buffer A缓冲液，于荧光显微镜下拍照观察。

扫描电镜观察：将3组气管样本在2.5%戊二醛固定24 h以上，双蒸水清洗3次，每次15 min，梯度乙醇脱水，乙酸戊酯∶乙醇(1∶1)浸泡30 min，纯戊酯溶液浸泡30 min，二氧化碳临界点干燥，固定、喷金，电镜观察拍照。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

讨论

组织工程修复损伤气管具有极大的潜能^[13]，目前也已被成功应用于临床前动物研究和临床试验^[14-15]，为组织和器官替代提供了广泛的空间^[16]，而脱细胞基质的制备是组织工程极为关键的一步^[17-18]。原生组织或器官脱细胞处理后便可以得到细胞外基质，后者是结构蛋白及功能蛋白的复杂混合物，其对细胞增殖、迁移、分化及血管再生具有重要作用^[19]。同种异体抗原或异种抗原会引起机体的免疫排斥反应，严重将导致移植失败，而细胞外基质具有良好的组织相容性，即使来自异种或异体组织，也可被宿主接受。残余细胞成分对移植宿主的有害影响，也已逐渐被人们意识到^[20]，如介导免疫反应，导致移植排斥^[21-22]。脱细胞效率的高低决定其移植的成败，寻找有效的脱细胞方法是目前组织工程研究的重点之一。常用的脱细胞方法包括物理、化学和酶学方法等^[23-24]。物理法可以破坏细胞膜，但无法完全去除细胞，必须联合酶学及化学方法。化学方法主要是用化学试剂，如离子洗涤剂、非离子洗涤剂等处理组织或器官，酶学方法主要是用核酸酶、胰蛋白酶等处理原生组织及器官。

实验采用2%Triton X-100联合脱氧核糖核酸酶Ⅰ和核糖核酸酶处理原生气管，脱细胞效果显著。Triton X-100作为一种常用的非离子型洗涤剂，主要是破坏脂质-蛋白质及脂质之间的相互作用，对蛋白之间相互作用影响微小，但因其毒性极强，可能会对细胞外基质产生较大的破坏作用，扫描电镜下可以看到细胞外基质的结构受到轻微破坏。Triton X-100很少单独使用，常与其他试剂合用增强脱细胞效果，如十二烷基硫酸钠^[25]。Triton X-100对胞壁和胞质的清除能力强于胞核^[26]，循环少、时间短，但浓度高容易对细胞外基质基底膜造成破坏。其对脂肪组织的清除能力也强于离子洗涤剂，如脱氧胆酸钠^[27]。Xu等^[28]分别用Triton X-100、十二烷基硫酸钠及胰蛋白酶制备猪纤维环支架，结果显示Triton X-100处理组能够在保持纤维环基质结构及力学性能的基础上，有效去除细胞成分。Triton X-100的脱细胞效果富有争议，受Triton X-100处理过的腱^[29]、血管仍可观察到大量的核物质，说明其脱细胞效果与组织的结构密切相关^[30]。实验为了增加DNA和RNA的去除效果，在Triton X-100溶解上皮细胞之后，加用脱氧核糖核酸酶Ⅰ和核糖核酸酶有效溶解残留核酸^[31]，结果表明此方法脱细胞效果显著，但基质基底膜仍有轻微破坏。

去污剂联合酶法组脱细胞效果较化学萃取法好，这也是目前惟一应用于临床的脱细胞气管基质制备方法^[32]。脱氧胆酸钠是一种常用的离子洗涤剂，能有效溶解细胞和核膜，脱氧胆酸钠脱细胞后需借助相关酶清除残留核酸物质，增强脱细胞效果。不过近来也有单独使用脱氧胆酸钠取得良好脱细胞效果的报道^[33]。去污剂联合酶法处理的气管在基质结构方面均与原生气管相似，除纤毛上皮细胞成分被完全除去，纤毛上皮细胞成分是介导宿主免疫排斥反应的主要抗原物质，其他成分均能较好保留。去污剂联合酶脱细胞法已被广泛运用于组织工程各领域，如喉、血管等。实验结果表明，去污剂联合酶法能在保持细胞外基质完整性的基础上，可有效去除细胞成分。可以认为，去污剂联合酶法法是目前构建组织工程脱细胞基质最为理想的方法。但去污剂联合酶法整个处理过程中周期较长，污染的可能性大于化学萃取法组，如何有效地防止污染也是一个亟待解决的问题。

支架的制备是组织工程极为关键的一步，寻找有效的脱细胞方法是许多学者研究的重点。通过对比不同的脱细胞方法，比较其优劣，遴选出较佳的脱细胞方法，提高组织工程移植成功率。脱细胞试剂单独使用效果不佳，且毒副作用大，部分学者联用Triton X-100和脱氧胆酸钠进行脱细胞，结果显示该方法能够保持细胞外基质结构及功能完整性的基础上，有效去除细胞成分。Yu等^[34]实验结果表明，相比于联合应用Triton X-100和脱氧胆酸钠，洗涤剂和酶联合运用的方法脱细胞效果更佳，对支架影响更小，运用前景更为广泛。

综上所述，去污剂联合酶法法能够在保持细胞外基质完整性的基础上，充分去除细胞成分，脱细胞效果较佳，化学萃取法虽对细胞外基质结构有轻微破坏，但也能完全去除黏膜上皮细胞。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

两种脱细胞方法制备组织工程气管基质的比较

Chemical extraction method versus detergent-enzymatic method for the preparation of tissue-engineered trachea matrix

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 1

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	张同同, 王中华, 文杰, 宋玉鑫, 刘林. 3D打印模型在颈椎肿瘤手术切除与重建中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(9): 1335-1339.
[2]	吴训, 孟娟红, 张建运, 王亮. 浓缩生长因子修复兔髁突全层软骨损伤[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1166-1171.
[3]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[4]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.
[5]	邹刚, 徐志, 刘子铭, 李豫皖, 杨继滨, 金瑛, 张骏, 葛振, 刘毅. 人脱细胞羊膜支架促进Scleraxis修饰人羊膜间充质干细胞体外成韧带分化[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1037-1044.
[6]	徐东紫, 张婷, 欧阳昭连. 心脏组织工程领域全球专利竞争态势分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(5): 807-812.
[7]	吴子健, 胡昭端, 谢有琼, 王峰, 李佳, 李柏村, 蔡国伟, 彭锐. 3D打印技术与骨组织工程研究文献计量及研究热点可视化分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 564-569.
[8]	常文辽, 赵杰, 孙晓亮, 王锟, 吴国锋, 周剑, 李树祥, 孙晗. 人工骨膜的材料选择、理论设计及生物仿生功能[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 600-606.
[9]	刘旒, 周箐竹, 龚桌, 刘博言, 杨斌, 赵娴. 胶原/无机材料构建组织工程骨的特点及制造技术[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 607-613.
[10]	刘飞, 崔宇韬, 刘贺. 局部抗生素递送系统治疗骨髓炎的优势与问题[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 614-620.
[11]	李晓壮, 段浩, 王伟舟, 唐志宏, 王旸昊, 何飞. 骨组织工程材料治疗骨缺损疾病在体内实验中的应用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 626-631.
[12]	张振坤, 李喆, 李亚, 王莹莹, 王亚苹, 周馨魁, 马珊珊, 关方霞. 海藻酸盐基水凝胶/敷料在创面愈合中的应用：持续、动态与顺序释放[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 638-643.
[13]	陈佳娜, 邱燕玲, 聂敏海, 刘旭倩. 组织工程支架材料修复口腔颌面部软组织缺损[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(4): 644-650.
[14]	邢浩, 张永红, 王栋. 长骨大段骨缺损修复方法的优势与不足[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(3): 426-430.
[15]	高坤, 陈大宇, 张勇, 刘伟东, 孙淑芬, 赖文强, 马笃军, 吴益宏, 林展鹏, 蒋鹰鹭, 余伟吉. 牛膝醇提物调控滑膜成纤维细胞外泌体抑制软骨细胞外基质降解[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(23): 3636-3640.