亚砷酸钠对人正常肝细胞脂质代谢及因子调控的作用

doi:10.12307/2025.509

中国组织工程研究 ›› 2025, Vol. 29 ›› Issue (23): 4956-4964.doi: 10.12307/2025.509

• 干细胞因子及调控因子 stem cell factors and regulatory factors • 上一篇下一篇

亚砷酸钠对人正常肝细胞脂质代谢及因子调控的作用

田侦丽1，张小旭1，方兴艳2，谢婷婷1

1贵州医科大学附属医院临床检验中心，贵州医科大学医学检验学院，贵州省贵阳市 550004；2贵州茅台医院，贵州省仁怀市 564501

收稿日期:2024-03-21 接受日期:2024-06-27 出版日期:2025-08-18 发布日期:2024-09-29
通讯作者: 谢婷婷，博士，副教授，副主任技师，贵州医科大学附属医院临床检验中心，贵州医科大学医学检验学院，贵州省贵阳市 550004
作者简介:田侦丽，女，1998年生，贵州省毕节市人，布依族，贵州医科大学在读硕士，初级技师，主要从事砷中毒机制研究。
基金资助:
国家自然科学基金项目(81560514)，项目负责人：谢婷婷；贵州医科大学附属医院2022年博士科研启动基金项目(gyfybsky-2022-33)，项目负责人：谢婷婷

Effects of sodium arsenite on lipid metabolism in human hepatocytes and regulatory factors

Tian Zhenli1, Zhang Xiaoxu1, Fang Xingyan2, Xie Tingting1

1Center for Clinical Laboratory, Affiliated Hospital of Guizhou Medical University, School of Clinical Laboratory Science of Guizhou Medical University, Guiyang 550004, Guizhou Province, China; 2Guizhou Maotai Hospital, Renhuai 564501, Guizhou Province, China

Received:2024-03-21 Accepted:2024-06-27 Online:2025-08-18 Published:2024-09-29
Contact: Xie Tingting, MD, Associate professor, Associate chief technician, Center for Clinical Laboratory, Affiliated Hospital of Guizhou Medical University, School of Clinical Laboratory Science of Guizhou Medical University, Guiyang 550004, Guizhou Province, China
About author:Tian Zhenli, Master candidate, Junior technician, Center for Clinical Laboratory, Affiliated Hospital of Guizhou Medical University, School of Clinical Laboratory Science of Guizhou Medical University, Guiyang 550004, Guizhou Province, China
Supported by:
National Natural Science Foundation of China, No. 81560514 (to XTT); 2022 Doctoral Research Initiation Fund Project of Affiliated Hospital of Guizhou Medical University, No. gyfybsky-2022-33 (to XTT)

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：

肝脂肪变性：肝脏肝细胞胞浆内出现脂肪滴。脂质主要是中性脂肪，常见于缺氧、缺血、中毒、感染等因素影响肝细胞脂肪代谢平衡，出现脂质在细胞内堆积。
肝细胞核因子4α：是核受体超家族中高度保守的配体依赖性转录因子之一，对肝脏生长发育、肝细胞成熟分化和肝细胞功能维持均发挥重要作用，其表达下调与慢性肝病的发生与发展、肝细胞恶性转变等密切相关，已成为多种肝脏疾病的治疗靶点。

摘要
背景：肝脏作为砷毒作用的主要靶器官，成为砷毒性作用机制相关研究的焦点。
目的：探讨亚砷酸钠对人正常肝细胞脂质代谢、细胞增殖、细胞凋亡及相关调控因子表达的影响。
方法：MIHA正常人肝细胞株暴露于0，10，20，30 µmol/L 亚砷酸钠 48 h，光学显微镜观察细胞形态变化，CCK-8法检测细胞活性，单试剂COD-PAP法、单试剂GPO-PAP法及酶微板法检测细胞上清总胆固醇、三酰甘油及总胆汁酸水平，油红O染色法检测细胞内脂质含量，Edu-488渗入法检测细胞增殖，PI染色法及Annexin V-FITC/PI双标记法结合流式细胞术分别检测细胞周期和细胞凋亡，实时荧光定量PCR和Western blot检测肝细胞核因子4α、胆固醇7α-羟化酶及法尼醇X受体的mRNA及蛋白表达水平。
结果与结论：①与对照组(0 µmol/L亚砷酸钠)相比，随着亚砷酸钠浓度的增加：MIHA细胞活性逐渐降低；细胞上清中总胆固醇、三酰甘油水平逐渐增高，总胆汁酸水平逐渐降低；细胞内脂质含量逐渐增多；细胞停滞于S期及G2/M期细胞比例逐渐增多；细胞凋亡率逐渐升高；肝细胞核因子4α mRNA表达水平未见明显变化，胆固醇7α-羟化酶与法尼醇X受体 mRNA表达水平下降；肝细胞核因子4α、胆固醇7α-羟化酶、法尼醇X受体蛋白表达水平逐渐下降；②亚砷酸钠具有细胞毒性，显著降低MIHA细胞活性，诱导细胞脂肪变性，阻滞细胞增殖，诱发细胞凋亡等损伤；亚砷酸钠可下调肝细胞核因子4α蛋白表达以及胆固醇7α-羟化酶、法尼醇X受体的转录和蛋白表达，进一步引起肝细胞的脂质代谢紊乱。

https://orcid.org/0009-0002-3551-3490 (田侦丽)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 亚砷酸钠, MIHA细胞, 胆固醇7α-羟化酶, 法尼醇X受体, 细胞周期, 细胞凋亡, 油红O染色, 脂质代谢

Abstract: BACKGROUND: The liver, as the main target organ for arsenic toxicity, has become the focus of studies related to the mechanism of action of arsenic toxicity.
OBJECTIVE: To investigate the effects of sodium arsenite (NaAsO2) on lipid metabolism, cell proliferation, apoptosis, and expression of related regulatory factors in human normal hepatocytes.
METHODS: MIHA normal human hepatocyte cell lines were exposed to 0, 10, 20, and 30 µmol/L NaAsO2 for 48 hours. Cell morphology changes were observed by light microscopy. Cell viability was detected by CCK-8 assay. The cell serum total cholesterol, triacylglycerol, and total bile acids were detected by single-agent COD-PAP assay, single-agent GPO-PAP assay, and enzyme microplate assay. The intracellular lipid content was detected by oil red O staining. Cell proliferation was detected by Edu-488 infiltration. Cell cycle and apoptosis were detected by PI staining and Annexin V-FITC/PI dual-labeling combined with flow cytometry. The mRNA and protein expression levels of hepatocyte nuclear factor 4 alpha, cholesterol 7α-hydroxylase, and farnesoid X receptor were detected by real-time fluorescence quantitative PCR and western blot assay, respectively.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Compared with the control group (0 µmol/L NaAsO2), with the increase of NaAsO2 concentration: MIHA cell viability decreased gradually. The content of total cholesterol and triacylglycerol in cell supernatant increased gradually, while the contents of total bile acids decreased gradually. The content of intracellular lipid increased gradually. The proportion of cells stagnating in S phase and G2/M phase gradually increased, and the apoptosis rate gradually increased. The expression level of hepatocyte nuclear factor 4 alpha mRNA did not show significant changes, while cholesterol 7α-hydroxylase and farnesoid X receptor mRNA expression levels decreased. The protein expression levels of hepatocyte nuclear factor 4 alpha, cholesterol 7α-hydroxylase, and farnesoid X receptor decreased gradually. (2) NaAsO2 has cytotoxicity, significantly reduces MIHA cell viability, induces cell steatosis, inhibits cell proliferation, and induces cell apoptosis. NaAsO2 down-regulates hepatocyte nuclear factor 4 alpha protein expression and the transcription and expression of cholesterol 7α-hydroxylase and farnesoid X receptor, which further induces lipid metabolism disorders in hepatocytes.

Key words: sodium arsenite, MIHA cell, cholesterol 7α-hydroxylase, farnesol X receptor, cell cycle, cell apoptosis, oil red O staining, lipid metabolism

中图分类号:

田侦丽, 张小旭, 方兴艳, 谢婷婷. 亚砷酸钠对人正常肝细胞脂质代谢及因子调控的作用[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(23): 4956-4964.

Tian Zhenli, Zhang Xiaoxu, Fang Xingyan, Xie Tingting. Effects of sodium arsenite on lipid metabolism in human hepatocytes and regulatory factors[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2025, 29(23): 4956-4964.

图/表（结果） 2

2.1 NaAsO2抑制MIHA细胞活性且呈浓度依赖性 根据CCK-8结果计算IC50值，确定NaAsO2处理时间为48 h，见图1A。与对照组(0 μmol/L NaAsO2)相比，10-30 μmol/L NaAsO2组细胞活性均显著降低(P < 0.05)，且随着NaAsO2浓度的增加，MIHA细胞活性逐渐降低，见图1B，呈剂量-效应关系。
2.2 NaAsO2导致MIHA细胞形态改变 倒置显微镜观察显示，对照组(0 μmol/L NaAsO2)细胞状态良好，胞膜光滑完整，胞质丰富饱满，呈多边形以铺路石样排列紧密，见图1C。与对照组相比，实验组随着NaAsO2浓度的增加，胞膜逐渐模糊不清，细胞逐渐失去正常形态，胞质减少，空泡逐渐增多；细胞融合率逐渐降低，间隙增宽，破碎裂解及脱落漂浮的细胞越来越多。
2.3 NaAsO2引起MIHA细胞脂质代谢紊乱 与对照组(0 μmol/LNaAsO2)比较，10-30 μmol/L NaAsO2组细胞上清总胆固醇、三酰甘油水平显著增高(P < 0.05)，见图2A，B，且呈剂量-效应关系。与之相反，10-30 μmol/L NaAsO2组细胞上清总胆汁酸水平显著降低(P < 0.05)，见图2C，呈剂量-效应关系。
2.4 NaAsO2引起MIHA细胞脂肪变性 油红O染色检测各组MIHA细胞内脂质含量及分布，结果显示，对照组(0 μmol/L NaAsO2)细胞结构正常，胞内无脂滴形成，见图2D。与对照组相比，10-30 μmol/L NaAsO2组细胞肿胀，多数细胞胞浆内脂肪空泡形成，脂滴大量形成；细胞结构明显异常。
2.5 NaAsO2阻滞细胞增殖 0，10，20，30 μmol/L NaAsO2组细胞增殖率分别为(35.71±0.39)%，(30.84±0.57)%，(24.90±0.26)%，(19.73±0.77)%，与对照组(0 μmol/L NaAsO2)相比，10，20，30 μmol/L NaAsO2组细胞增殖率显著降低(P < 0.05)，见图3，且随着NaAsO2浓度的增加，细胞增殖抑制愈加明显，呈剂量-效应关系。
2.6 NaAsO2诱导细胞周期停滞 0，10，20，30 μmol/L NaAsO2组细胞S期细胞比例分别为(15.21±0.36)%，(19.19±0.18)%，(25.21±1.03)%，(28.63±0.87)%，G2/M期细胞比例分别为(6.08±0.30)%，(11.02±0.29)%，(13.21±0.40)%，(16.81±0.72)%，与对照组(0 μmol/L NaAsO2)相比，10，20，30 μmol/L NaAsO2组周期被阻滞在S期及G2/M期的细胞比例显著增加(P < 0.05)，且随着NaAsO2浓度的增加，细胞S期及G2/M期阻滞引起细胞增殖抑制愈加明显，呈剂量-效应关系，见图4。

2.7 NaAsO2诱导细胞凋亡 0，10，20，30 μmol/L NaAsO2组细胞凋亡率分别为(15.14±0.57)%，(21.56±0.31)%，(24.34±0.68)%，(28.23±0.23)%，与对照组(0 μmol/L NaAsO2)相比，10，20，30 μmol/L NaAsO2组细胞凋亡率显著增加(P < 0.05)，且随着 NaAsO2浓度的增加，细胞凋亡率增加愈明显，呈剂量-效应关系，见图5。
2.8 NaAsO2导致MIHA细胞HNF4α mRNA水平无变化、蛋白水平明显降低 RT-qPCR结果显示，各组间HNF4α mRNA相对表达量均无统计学差异(P > 0.05)，见图6A。
Western blot结果显示，与对照组相比，10-30 μmol/L NaAsO2组HNF4α蛋白相对表达量明显降低，且随着NaAsO2浓度的增加，HNF4α蛋白相对表达量逐渐降低，呈剂量-效应关系，见图6B，C。
2.9 NaAsO2诱导MIHA细胞CYP7A1、FXR mRNA及蛋白水平显著降低 随着NaAsO2浓度逐渐增加，CYP7A1、FXR mRNA及蛋白相对表达量逐渐降低。RT-qPCR结果显示，与对照组相比，10-30 μmol/L NaAsO2组CYP7A1、FXR mRNA相对表达量明显降低，见图7A，差异有显著性意义(P < 0.05)；Western blot结果显示，与对照组相比，20，30 μmol/L NaAsO2组CYP7A1及FXR蛋白相对表达量明显降低，见图7B，C，差异有显著性意义(P < 0.05)。

参考文献

1] PASCAL M, BEAUDEAU P, MEDINA S, et al. Global Change: a Public Health Researcher’s Ethical Responsibility. Curr Environ Health Rep. 2019;6(3):160-166.
[2] COHEN SM, ARNOLD LL, BECK BD, et al. Evaluation of the carcinogenicity of inorganic arsenic. Crit Rev Toxicol. 2013;43(9):711-752.
[3] CANTONI O, ZITO E, GUIDARELLI A, et al. Mitochondrial ROS, ER Stress, and Nrf2 Crosstalk in the Regulation of Mitochondrial Apoptosis Induced by Arsenite. Antioxidants (Basel). 2022;11(5):1034.
[4] GUIDELINES FOR DRINKING-WATER QUALITY. Fourth edition incorporating the first and second addenda [Internet]. Geneva: World Health Organization, 2022.
[5] RO SH, BAE J, JANG Y, et al. Arsenic Toxicity on Metabolism and Autophagy in Adipose and Muscle Tissues. Antioxidants (Basel). 2022; 11(4):689.
[6] GANIE SY, JAVAID D, HAJAM YA, et al. Arsenic toxicity: sources, pathophysiology and mechanism. Toxicol Res (Camb). 2023;13(1): tfad111.
[7] SUN J, WU L, WU M, et al. Non-coding RNA therapeutics: Towards a new candidate for arsenic-induced liver disease. Chem Biol Interact. 2023;382:110626.
[8] LIANG J, LI L, LI L, et al. Lipid metabolism reprogramming in head and neck cancer. Front Oncol. 2023;13:1271505.
[9] XU K, XIA P, GONGYE X, et al. A novel lncRNA RP11-386G11.10 reprograms lipid metabolism to promote hepatocellular carcinoma progression. Mol Metab. 2022;63:101540.
[10] YOUNOSSI ZM, GOLABI P, PRICE JK, et al. The Global Epidemiology of Nonalcoholic Fatty Liver Disease and Nonalcoholic Steatohepatitis Among Patients With Type 2 Diabetes. Clin Gastroenterol Hepatol. 2024:S1542-3565(24)00287-8. doi: 10.1016/j.cgh.2024.03.006.
[11] MEDDA N, DE SK, MAITI S. Different mechanisms of arsenic related signaling in cellular proliferation, apoptosis and neo-plastic transformation. Ecotoxicol Environ Saf. 2021;208:111752.
[12] RENU K, CHAKRABORTY R, MYAKALA H, et al. Molecular mechanism of heavy metals (Lead, Chromium, Arsenic, Mercury, Nickel and Cadmium) - induced hepatotoxicity - A review. Chemosphere. 2021;271:129735.
[13] RADI SH, VEMURI K, MARTINEZ-LOMELI J, et al. HNF4α isoforms: the fraternal twin master regulators of liver function. Front Endocrinol (Lausanne). 2023;14:1226173.
[14] CHIANG JYL, FERRELL JM. Discovery of farnesoid X receptor and its role in bile acid metabolism. Mol Cell Endocrinol. 2022;548:111618.
[15] CHAMBERS KF, DAY PE, ABOUFARRAG HT, et al. Polyphenol Effects on Cholesterol Metabolism via Bile Acid Biosynthesis, CYP7A1: A Review. Nutrients. 2019;11(11):2588.
[16] KIR S, ZHANG Y, GERARD RD, et al. Nuclear receptors HNF4α and LRH-1 cooperate in regulating Cyp7a1 in vivo. J Biol Chem. 2012;287(49): 41334-41341.
[17] 王甜,赵哲仪,穆银贵,等.亚砷酸钠所致L-02人肝细胞损伤与p14ARF表达下调及MDM2、p53表达增加有关[J].细胞与分子免疫学杂志,2020,36(6):507-512.
[18] THYMIAKOU E, OTHMAN A, HORNEMANN T, et al. Defects in High Density Lipoprotein metabolism and hepatic steatosis in mice with liver-specific ablation of Hepatocyte Nuclear Factor 4A. Metabolism. 2020;110:154307.
[19] GIRISA S, HENAMAYEE S, PARAMA D, et al. Targeting Farnesoid X receptor (FXR) for developing novel therapeutics against cancer. Mol Biomed. 2021;2(1):21.
[20] SCHROEDER F, JOLLY CA, CHO TH, et al. Fatty acid binding protein isoforms: structure and function. Chem Phys Lipids. 1998;92(1):1-25.
[21] AFOLABI OK, WUSU AD, OGUNRINOLA OO, et al. Arsenic-induced dyslipidemia in male albino rats: comparison between trivalent and pentavalent inorganic arsenic in drinking water. BMC Pharmacol Toxicol. 2015;16:15.
[22] KUO CC, SU PH, SUN CW, et al. Early-life arsenic exposure promotes atherogenic lipid metabolism in adolescence: A 15-year birth cohort follow-up study in central Taiwan. Environ Int. 2018;118:97-105.
[23] GARCIAFIGUEROA DY, KLEI LR, AMBROSIO F, et al. Arsenic-stimulated lipolysis and adipose remodeling is mediated by G-protein-coupled receptors. Toxicol Sci. 2013;134(2):335-344.
[24] EVANS RM, MANGELSDORF DJ. Nuclear Receptors, RXR, and the Big Bang. Cell. 2014;157(1):255-266.
[25] HERRERA-PULIDO JA, BOISVERT FM, Boudreau F. Hepatocyte nuclear factor 4α multiple isoforms, their functions, and their interactomes. Proteomics. 2023;23(13-14):e2200372.
[26] HUCK I, MORRIS EM, THYFAULT J, et al. Hepatocyte-Specific Hepatocyte Nuclear Factor 4 Alpha (HNF4) Deletion Decreases Resting Energy Expenditure by Disrupting Lipid and Carbohydrate Homeostasis. Gene Expr. 2021;20(3):157-168.
[27] XU Y, ZHOU Z, KANG X, et al. Mettl3-mediated mRNA m6A modification controls postnatal liver development by modulating the transcription factor Hnf4a. Nat Commun. 2022;13(1):4555.
[28] ZHU C, DONG B, SUN L, et al. Cell Sources and Influencing Factors of Liver Regeneration: A Review. Med Sci Monit. 2020;26:e929129.
[29] HAIDAR Z, FATEMA K, SHOILY SS, et al. Disease-associated metabolic pathways affected by heavy metals and metalloid. Toxicol Rep. 2023; 10:554-570.
[30] KHAN AN, SINGH R, BHATTACHARYA A, et al. Glucogallin Attenuates RAW 264.7 Cells from Arsenic Trioxide Induced Toxicity via the NF-ҡB/NLRP3 Pathway. Molecules. 2022;27(16):5263.
[31] NING BF, DING J, LIU J, et al. Hepatocyte nuclear factor 4α-nuclear factor-κB feedback circuit modulates liver cancer progression. Hepatology. 2014;60(5):1607-1619.
[32] RENU K, SARAVANAN A, ELANGOVAN A, et al. An appraisal on molecular and biochemical signalling cascades during arsenic-induced hepatotoxicity. Life Sci. 2020;260:118438.
[33] PASTORET A, MARCOS R, SAMPAYO-REYES A, et al. Inhibition of hepatocyte nuclear factor 1 and 4 alpha (HNF1α and HNF4α) as a mechanism of arsenic carcinogenesis. Arch Toxicol. 2013;87(6): 1001-1012.
[34] 赵哲仪,王正蓉,方兴艳,等.亚砷酸钠对AML12肝细胞氧化应激、凋亡损伤及Hippo信号通路的影响[J].中国组织工程研究, 2022,26(26):4186-4191.
[35] CAI WY, LIN LY, HAO H, et al. Yes-associated protein/TEA domain family member and hepatocyte nuclear factor 4-alpha (HNF4α) repress reciprocally to regulate hepatocarcinogenesis in rats and mice. Hepatology. 2017;65(4):1206-1221.
[36] BIAGIONI F, CROCI O, SBERNA S, et al. Decoding YAP dependent transcription in the liver. Nucleic Acids Res. 2022;50(14):7959-7971.
[37] TVETER KM, MEZHIBOVSKY E, WU Y, et al. Bile acid metabolism and signaling: Emerging pharmacological targets of dietary polyphenols. Pharmacol Ther. 2023;248:108457.
[38] FAROOQUI N, ELHENCE A, SHALIMAR. A Current Understanding of Bile Acids in Chronic Liver Disease. J Clin Exp Hepatol. 2022;12(1):155-173.
[39] 徐懂,尹美君,王钰铭,等.FXR-CYP7A1轴在胆汁淤积性肝病中的调控研究进展[J].中西医结合肝病杂志,2021,31(5):470-473.
[40] GUTHRIE G, VONDEROHE C, BURRIN D. Fibroblast growth factor 15/19 expression, regulation, and function: An overview. Mol Cell Endocrinol. 2022;548:111617.
[41] SONG Y, XU C, SHAO S, et al. Thyroid-stimulating hormone regulates hepatic bile acid homeostasis via SREBP-2/HNF-4α/CYP7A1 axis. J Hepatol. 2015;62(5):1171-1179.
[42] JIN B, LI H, ZHANG H, et al. Effects of carnosic acid on arsenic-induced liver injury in mice: A comparative transcriptomics analysis. J Trace Elem Med Biol. 2022;71:126953.
[43] LI J, GUO C, LIU Y, et al. Chronic arsenic exposure-provoked biotoxicity involved in liver-microbiota-gut axis disruption in chickens based on multi-omics technologies. J Adv Res. 2024:S2090-1232(24)00032-8. doi: 10.1016/j.jare.2024.01.019.
[44] YANG Y, CHI L, LIU CW, et al. Chronic Arsenic Exposure Perturbs Gut Microbiota and Bile Acid Homeostasis in Mice. Chem Res Toxicol. 2023;36(7):1037-1043.
[45] YANG Y, HSIAO YC, LIU CW, et al. The Role of the Nuclear Receptor FXR in Arsenic-Induced Glucose Intolerance in Mice. Toxics. 2023; 11(10):833.
[46] RIBAS GS, VARGAS CR. Evidence that Oxidative Disbalance and Mitochondrial Dysfunction are Involved in the Pathophysiology of Fatty Acid Oxidation Disorders. Cell Mol Neurobiol. 2022;42(3):521-532.
[47] HAGA S, YIMIN, OZAKI M. Relevance of FXR-p62/SQSTM1 pathway for survival and protection of mouse hepatocytes and liver, especially with steatosis. BMC Gastroenterol. 2017;17(1):9.
[48] LV R, ZHU M, CHEN K, et al. Z-Guggulsterone Induces Apoptosis in Gastric Cancer Cells through the Intrinsic Mitochondria-Dependent Pathway. ScientificWorldJournal. 2021;2021:3152304.
[49] KIM DH, PARK JS, CHOI HI, et al. The critical role of FXR is associated with the regulation of autophagy and apoptosis in the progression of AKI to CKD. Cell Death Dis. 2021;12(4):320.
[50] FUJINO T, MARUKO-OHTAKE A, OHTAKE Y, et al. Farnesoid X receptor knockdown provides significant growth inhibition in hepatocellular carcinoma cells while it does not interfere with the proliferation of primary human hepatocyte-derived cells. J Toxicol Sci. 2015;40(4): 501-508.
[51] QIAO P, LI S, ZHANG H, et al. Farnesoid X receptor inhibits proliferation of human colorectal cancer cells via the miR‑135A1/CCNG2 signaling pathway. Oncol Rep. 2018;40(4):2067-2078.
[52] 赵哲仪,王正蓉,方兴艳,等.亚砷酸钠对小鼠肝细胞AML12损伤的作用机制[J].贵州医科大学学报,2022,47(1):1-6.

引言

砷是一种普遍存在的类金属，天然存在于地壳中，约占地壳的0.000 15%[1]，除了岩石、矿石的自然腐蚀和风化外，来自农业和医疗用途等人类活动也加强了环境中砷的存在。砷在环境中以不同的无机或有机化合物形式存在，主要形式以三价砷和五价砷为代表，其中前者的毒性明显高于后者[2]，生活中三氧化二砷、亚砷酸钠(sodium arsenite，NaAsO2)和三氯化砷是最常见的无机三价化合物[3]。在全球范围内，约有2亿人暴露于潜在毒性水平的砷，对地球数亿人造成重大公共卫生问题[4-5]。砷能够通过其代谢过程对人体的多个器官造成损害[6]，其中肝脏作为砷类化合物储存和代谢的主要场所，可被诱导一系列肝脏病理，从肝细胞损伤、脂肪变性、肝纤维化到肝癌，是受砷毒作用危害较大的靶器官之一[7]。砷致肝损伤机制一直是国内外公共卫生领域研究的焦点，但至今尚未阐明。
脂质作为机体能量的重要来源，其代谢的任何紊乱都将严重影响细胞行为，包括细胞增殖、存活及癌细胞侵袭等多方面[8-9]。当机体脂代谢紊乱时，脂毒性脂质的积累将激发体内的氧化应激、内质网应激、炎性小体活化和细胞凋亡等细胞活动，导致炎症和纤维化[10]。脂代谢紊乱在肝脏损伤中起着重要作用，多名研究学者发现，砷可引起脂质代谢紊乱，进一步诱导肝细胞发生脂肪变性等多个方面的肝损伤，但其具体机制尚未阐明[5， 11-12]。
在肝脏中，肝细胞核因子4α(hepatocyte nuclear factor 4 alpha，HNF4α)被认为是多个基因表达的关键核转录因子，不仅参与调节脂质代谢、肝细胞增殖以及分化，还参与调节肝脏功能性基因如胆固醇7α-羟化酶(cholesterol 7α-hydroxylase，CYP7A1)、法尼醇X受体(farnesoid X receptor，FXR)等的表达[13-14]。CYP7A1是经典途径中催化游离胆固醇生物转化为胆汁酸的限速酶[15]，FXR又称为胆汁酸受体，胆汁酸堆积时FXR可与胆汁酸结合进一步负反馈调控CYP7A1的表达，在维持胆固醇稳态和胆汁酸合成中发挥重要作用[16]。课题组前期研究发现，NaAsO2可激活鼠双微粒体基因2-p53信号通路导致细胞发生凋亡[17]，而该通路也可能参与调控HNF4α的表达，进一步介导肝细胞脂质代谢紊乱的发生发展。尽管已有大量研究表明，HNF4α、CYP7A1、FXR与砷毒性作用相关的核转录因子κB、p53-活性氧、丝裂原活化蛋白激酶等多个信号通路存在相互作用关系[18-19]，但目前HNF4α、CYP7A1、FXR在砷致肝损伤中的作用尚未阐明。
基于课题组前期研究基础，推测HNF4α、CYP7A1、FXR可能在砷致肝损伤中发挥重要作用。此次研究以MIHA正常人肝细胞株为实验对象，NaAsO2为处理因素，通过检测细胞上清内总胆固醇、三酰甘油、总胆汁酸及细胞内脂质含量，探讨砷对肝细胞脂肪代谢的影响，同时检测处理后的细胞周期、细胞增殖、细胞凋亡情况及主要调控因子HNF4α、CYP7A1、FXR的mRNA及蛋白表达，为进一步阐明砷致肝损伤机制，寻找新的治疗靶点提供实验依据。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

材料方法

1.1 设计 体外细胞实验。
1.2 时间及地点 实验于2023年6月至2024年2月在贵州医科大学临床检验诊断实验教学示范中心完成。
1.3 材料
1.3.1 细胞 MIHA正常人肝细胞购自泽叶生物公司。
1.3.2 试剂 NaAsO2购自Merck公司；胎牛血清(FB25015)购自Clark公司；二甲基亚砜(D8370)、蛋白提取试剂盒(R0010)、BCA法蛋白浓度测定试剂盒(PC0020)、含EDTA(T1300)或不含EDTA(T1350)的0.25%胰蛋白酶溶液、SDS-PAGE凝胶制备试剂盒(P1200)、青链霉素混合液(P1400)、油红O染色试剂盒(G1262)购自索莱宝公司；DMEM/F-12培养基(C11330500BT)购自Gibco公司；反转录试剂盒(RR037A)购自TakaRa公司；CCK-8试剂盒(MA0218)购自美伦生物公司；Annexin Ⅴ -FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒(A005-2)、细胞周期与凋亡检测试剂盒(C001-200)购自七海生物公司；总胆固醇(TCH/T-CHO)测定试剂盒(A111-1-1)、三酰甘油测定试剂盒(A110-1-1)、总胆汁酸测定试剂盒(E003-2-1)购自南京建成生物工程研究所；Edu-488细胞增殖检测试剂盒(C0071S)购自碧云天公司；兔抗HNF4α抗体(AB199431)购自Abcam公司；兔抗CYP7A1抗体(A01601)购自Boster公司；兔抗FXR/NR1H4抗体购自Novus公司；兔抗GAPDH抗体(AF7021)、山羊抗兔IgG(S0001)购自Affinity公司。
1.4 方法
1.4.1 MIHA细胞培养及传代 MIHA细胞用含体积分数为10%胎牛血清及1%双抗的DMEM/F-12完全培养基，于37 ℃、体积分数5% CO2培养箱中培养，按1∶3比例传代，实验采用第2-5代细胞。细胞于96孔板、24孔板、6孔板、60 mm小皿的接种密度分别为3×104个/孔、1.5×105个/孔、7×105个/孔、1.5×106个/孔(以下实验的接种密度均按此标准)。
1.4.2 实验分组及NaAsO2染毒 取对数生长期MIHA细胞接种于96孔板，过夜贴壁后分别暴露于含(0，10，20，30 μmol/L) NaAsO2的培养液24，48 h，通过CCK-8实验检测细胞存活率，确定NaAsO2处理时间为48 h。其中0 µmol/L组为对照组，10，20，30 µmol/L NaAsO2处理组为实验组。
1.4.3 CCK-8法检测MIHA细胞活性 取对数生长期MIHA细胞接种于96孔板，贴壁后经0，10，20，30 μmol/L NaAsO2处理48 h，各孔更换含10%CCK-8培养液100 µL避光孵育2 h，检测450 nm波长处的吸光度(A)值并计算细胞活性。每组设置5个复孔，实验重复3次。细胞活性(%)=[(A处理组-A空白组)/(A对照组-A空白组)]×100%。
1.4.4 单试剂GPO-PAP法及单试剂COD-PAP法检测细胞上清三酰甘油与总胆固醇水平 取对数生长期MIHA细胞接种于6孔板，贴壁后经0，10，20，30 μmol/L NaAsO2处理48 h。根据试剂盒说明书操作：收集培养液，1 000 r/min离心10 min取上清，加入试剂反应后于500 nm处检测吸光度(A)值。三酰甘油或总胆固醇(mmol/L)=[(A样本-A空白)/(A标准-A空白)]×C标准(mmol/L)。
1.4.5 酶微板法检测细胞上清总胆汁酸水平 细胞铺板及NaAsO2处理同1.4.4。根据试剂盒说明书操作：收集培养液，离心取上清，加入各试剂反应后于405 nm波长读取循环反应前后吸光度A0、A1，得到吸光度变化值ΔA=A1-A0。总胆汁酸(µmol/L)=ΔA测定/ΔA标准×C标准(µmol/L)。
1.4.6 油红O染色法检测细胞内脂质含量 细胞铺板及NaAsO2处理同1.4.4。吸弃细胞培养液，油红O固定液室温固定30 min，60%异丙醇浸洗30 s，油红O染液浸染20 min，Mayer苏木精复染2 min，最后弃染液加入蒸馏水覆盖细胞，光学显微镜拍照记录。
1.4.7 Edu-488渗入法结合荧光显微镜检测细胞增殖情况 取对数生长期MIHA细胞接种于24孔板，贴壁后经0，10，20，30 μmol/L NaAsO2处理48 h，更换Edu工作液孵育2 h，多聚甲醛室温固定15 min，0.3% Triton x-100通透15 min，Click反应液室温避光孵育30 min，DAPI复染10 min，荧光显微镜下拍照分析，实验重复3次。
1.4.8 碘化丙啶染色法测定细胞周期 细胞铺板及NaAsO2处理同1.4.4。制备单细胞悬液，体积分数70%乙醇4 ℃固定过夜，PI/RNase混合染液37 ℃避光温浴30 min，流式细胞仪检测细胞周期。
1.4.9 AnnexinⅤ-FITC/PI双标记结合流式细胞术检测细胞凋亡 细胞铺板及NaAsO2处理同1.4.4。制备单细胞悬液，5 µL Annexin Ⅴ-FITC室温避光孵育15 min，10 µL PI冰浴避光孵育5 min，流式细胞仪检测细胞凋亡。

1.4.10 实时荧光定量PCR检测HNF4α、CYP7A1、FXR的mRNA表达 取对数生长期MIHA细胞接种于6孔板，贴壁后用0，10，20，30 μmol/L NaAsO2处理48 h，TRIzol法提取RNA，琼脂糖凝胶电泳检测RNA完整性，微量紫外分光光度计测验RNA纯度和浓度。根据NCBI基因组序列数据库设计引物，见表1，NCBI Primer-BLAST验证特异性后，委托上海生工公司合成引物。SYBR Green Ⅰ嵌合法进行RT-qPCR反应，反应条件：95 ℃预变性30 s；95 ℃变性15 s，60℃退火及延伸40 s，共40个循环；72 ℃ 10 min。选择甘油醛-3-磷酸脱氢酶(Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase，GAPDH)作为内参，以2-ΔΔCt计算目的基因的相对表达量，实验重复3次。

1.4.11 Western blot 检测HNF4α、CYP7A1、FXR蛋白表达 细胞铺板及NaAsO2处理同1.4.10。收集细胞，RIPA试剂(RIPA裂解液∶蛋白酶抑制剂=100∶1)裂解提取总蛋白，BCA蛋白浓度测定试剂盒测定样本蛋白浓度。蛋白以40 μg上样经SDS-PAGE分离，电转至PVDF膜，5%脱脂牛奶室温封闭2 h，加入一抗兔抗HNF4α抗体(1∶10 000)、兔抗CYP7A1抗体(1∶1 000)、兔抗FXR抗体(1∶1 000)、兔抗GAPDH抗体(1∶10 000)4℃孵育过夜，TBST洗膜，HRP标记山羊抗兔IgG(1∶10 000)二抗室温孵育2 h，超敏ECL显影曝光。Image J软件测量灰度值。定量数据以目标蛋白灰度值与上样对照灰度值比值表示。
1.5 主要观察指标 ①细胞形态、细胞活性；②细胞上清总胆固醇、三酰甘油、总胆汁酸水平；③细胞脂质含量；④细胞周期及细胞凋亡情况；⑤细胞增殖情况；⑥细胞HNF4α、CYP7A1、FXR mRNA及蛋白表达。
1.6 统计学分析 采用SPSS 23.0软件对数据进行统计分析，Graphpad Prism 8.0绘制数据图。计量资料首先进行正态性检验与方差齐性检验，方差齐时数据以x±s表示，组间比较采用单因素方差分析，进一步两两比较采用LSD-t法，以P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法已经过贵州医科大学生物统计学专家审核。

讨论

砷暴露可引起肝纤维化、肝硬化、肝癌等不同程度肝损伤，同时作为最常发生脂肪变性的器官，脂毒性肝细胞损伤可进一步发展为肝细胞坏死，继发纤维化最终发展为肝硬化。研究发现，砷可诱导肝细胞发生脂肪变性、抑制细胞增殖及促进凋亡等多个方面的肝损伤[5，12]，提示砷致肝损伤可能与肝脂肪变性相关，但其具体机制尚未明确。
脂质又称为脂类，分为脂肪(Fat)和类脂(Lipids)两大类。在生理学上，脂质不仅是能量来源、细胞膜的重要组成部分，还是分子识别和信号传导过程中的第一和第二信使，对维持细胞和机体的生命活动至关重要[20]。雄性白化病大鼠饮用含砷(150 mg/L)水12周后，发生血脂异常和高胆固醇血症[21]；一项为期15年的队列研究显示，早期砷暴露导致中国台湾青少年胆固醇及低密度脂蛋白水平升高[22]，从而增加了疾病的潜在发展风险。GARCIAFIGUEROA等[23]的研究表明，长期砷暴露会降低脂肪组织中围脂滴蛋白1的表达，围脂滴蛋白1可调节脂质储存和脂解，其表达下调引起脂肪沉积。此次实验通过构建砷中毒细胞模型，发现随着染砷剂量的增加，MIHA肝细胞中总胆固醇、三酰甘油水平逐渐增加，细胞内脂滴大量生成，提示砷可引起肝细胞脂代谢紊乱。同时，细胞活性随砷暴露剂量、脂质堆积水平的升高而下降，细胞发生空泡变性，推测脂肪变性可能是砷致肝损伤的原因之一。
HNF4α是配体依赖性转录因子核受体超家族的成员[24]，作为核受体超家族的一种主转录因子[25]，HNF4α是肝脏特异性基因表达的主要调节剂，且在胎儿和成人肝功能中具有重要作用。HUCK等[26]研究数据表明，HNF4α-KO小鼠肝脏极低密度脂蛋白输出减少并且对脂肪酸的β-氧化作用降低，导致肝脏代谢的紊乱及能量稳态的失衡。XU等[27]研究发现，甲基转移酶样3基因敲除小鼠中，HNF4α敲除会导致小鼠严重的肝损伤，而当过表达HNF4α时可减轻肝脏损伤。砷毒性作用相关的多条信号通路与HNF4α相关，NaAsO2诱导肝细胞损伤过程中可显著上调核因子κB和丝裂原活化蛋白激酶信号通路，活化的核因子κB可通过下调HNF4α-3’UTR活性降低HNF4α水平，丝裂原活化蛋白激酶信号通路激活p38和C-Jun氨基末端激酶，继而通过c-Jun转录因子下调HNF4α的表达[28-32]。
除此之外，PASTORET等[33]研究发现，HepG2肝细胞及Syrian仓鼠暴露于NaAsO2后HNF4α表达下调，引起参与胰岛素抵抗及三酰甘油蓄积相关细胞活动的大量基因失调，进一步介导糖尿病的发生发展。由此推测砷可能通过HNF4α介导肝细胞脂肪变性及肝损伤，但砷与HNF4α、肝脂肪变性之间的关系研究甚少，有待进一步探索。此次研究结果显示，NaAsO2诱导MIHA细胞发生脂肪变性过程中，HNF4α的mRNA表达无明显差异，但其蛋白表达量显著下降，且呈剂量-效应关系，推测NaAsO2可能通过下调HNF4α的蛋白表达促使肝细胞脂质代谢紊乱。课题组前期研究发现，NaAsO2可激活AML12小鼠肝细胞HIPPO通路，进而通过磷酸化Yes相关蛋白(Yes-associated protein，YAP)降低YAP蛋白水平[34]；另有研究发现，YAP的磷酸化可通过增强蛋白质降解来降低HNF4α的稳定性，经泛素蛋白酶体途径下调HCC细胞中HNF4α蛋白的表达[35-36]，因此HNF4α蛋白水平下降而HNF4α mRNA的表达无明显变化，与此次研究中NaAsO2引起的HNF4α mRNA及蛋白表达结果一致。
胆固醇在肝中转化成胆汁酸是胆固醇体内代谢的主要去路。CYP7A1是经典途径中催化游离胆固醇生物转化为胆汁酸的限速酶[15]，胆汁酸是以胆固醇为原料在肝脏中经一系列酶促反应合成的胆烷酸的总称，其不仅促进亲脂性营养素在肠道中的溶解和吸收，还通过快速激活核受体和细胞信号通路，进一步调节脂质、葡萄糖和能量代谢[37]。胆汁酸既是CYP7A1的酶促催化反应产物，又对 CYP7A1的表达具有负反馈调节作用[38]。当胆汁酸堆积时，其可作为配体与FXR结合，诱导其下游小分子异二聚体伴侣(small heterodimer partner，SHP)和成纤维细胞生长因子19等的转录表达。SHP通过与核受体LRH-1和HNF4α的相互作用，被募集到CYP7A1基因启动子，抑制肝CYP7A1转录，从而抑制胆汁酸合成[16]。CYP7A1水平受多种因素调控，包括膳食胆固醇、胆汁酸反馈、昼夜节律、激素、基因多态性和细胞因子等，其中以HNF4α-LRH-1和FXR-SHP/成纤维细胞生长因子19信号通路尤为重要[39-40]。SONG等[41]通过小鼠体内实验发现，促甲状腺激素通过HNF4α/CYP7A1信号通路抑制肝胆汁酸合成。HNF4α是CYP7A1启动子的关键转录激活因子，HNF4α-LRH-1对CYP7A1的调节具有双向性。一方面，机体正常代谢过程中，HNF4α与LRH-1共同促进CYP7A1转录表达，维持基础的CYP7A1水平；另一方面，当胆汁酸代谢紊乱堆积时，HNF4α通过与LRH-1、SHP相互作用与CYP7A1启动子结合，促进成纤维细胞生长因子19介导的胆汁酸合成抑制，因此，HNF4α、CYP7A1、FXR在维持脂质稳态及胆汁酸合成中发挥重要作用。JIN团队[42]利用RNA测序技术检测砷致肝损伤的C57BL/6 小鼠模型发现，与对照组相比，CYP7A1 mRNA表达显著降低。但有学者的研究结果相反，用含10，20，30 mg/L NaAsO2的饮用水喂养Hy-Line W-80蛋鸡42 d后发现，CYP7A1表达上调诱导血清总胆汁酸积累过多，导致鸡肝功能障碍甚至肝纤维化的发生[43]。在砷暴露环境下，体内的脂质代谢受机体肝肠循环、肠道菌群、砷暴露浓度、砷暴露时间等多方面因素共同调节，不同的砷暴露条件对脂质代谢在不同器官的影响各异[43-44]，其具体机制有待进一步探索。此研究结果显示，与对照组相比，NaAsO2实验组MIHA细胞上清中胆汁酸含量降低，细胞CYP7A1、FXR的mRNA及蛋白表达减少，这可能是由于在NaAsO2暴露条件下，肝细胞内质网上CYP7A1蛋白表达减少，其介导的胆固醇生物转化初级胆汁酸来源减少，肝细胞内胆汁酸含量降低，与YANG等[45]研究结果一致。因此，作者推测砷很可能通过激活HIPPO通路介导HNF4α蛋白泛素化降解，进一步下调CYP7A1及FXR的转录及表达，从而引起肝细胞脂质代谢紊乱及细胞损伤。课题组下一步将运用动物实验等对砷暴露条件下HNF4α、CYP7A1、FXR介导的脂质代谢紊乱进行验证。
大量研究表明，脂质代谢的任何紊乱都将显著影响细胞行为，包括细胞增殖、存活及癌细胞侵袭等多方面[8-9]。脂质代谢异常时，脂肪酸及其肉碱衍生物积累，抑制呼吸链复合体，引起活性氧增加，最终导致线粒体肿胀和破裂，进一步诱发细胞凋亡[46]。近年研究也表明，HNF4α可通过CYP27A1调控细胞增殖和凋亡，HNF4α表达减少或缺失可导致增殖受抑制并促进细胞凋亡。HAGA等[47]
发现激活FXR可上调SHP及抗凋亡蛋白Bcl-2、Bcl-xL的表达，从而抑制肝细胞发生凋亡。除此之外，相关研究表明FXR还与细胞氧化应激、细胞周期存在密切联系[48-49]。
FUJINO等[50]研究表明，FXR的敲除有效抑制人肝细胞癌细胞系HepG2和HLE的增殖，并伴有细胞周期蛋白依赖性激酶抑制剂2A(cyclin dependent kinase inhibitor 2A，CDKN2A)和细胞周期蛋白依赖性激酶抑制剂 1A(cyclin dependent kinase inhibitor 1A，CDKN1A)蛋白的表达升高，导致细胞周期G2/M期停滞。而FXR在细胞周期中的作用存在争议，QIAO等[51]发现FXR通过抑制miR-135A1表达增加细胞周期蛋白G2表达，进一步抑制细胞增殖并导致结直肠癌细胞周期停滞。此实验结果显示，NaAsO2诱导MIHA细胞发生脂质堆积过程中，细胞周期被阻滞在S期及G2/M期，细胞增殖率逐渐下降，细胞凋亡率逐渐升高，且随砷浓度的升高呈剂量-效应关系。以上结果均提示砷可能通过下调HNF4α、FXR的蛋白表达促使肝细胞脂质代谢紊乱，并引起细胞增殖抑制及细胞凋亡。前期课题组研究也发现，砷可能通过下调FXR促使凋亡相关靶基因的表达及凋亡发生[52]，与此研究结果一致。
综上，NaAsO2诱导MIHA细胞发生脂质变性、增殖受阻和凋亡，其机制可能与砷下调HNF4α、CYP7A1、FXR蛋白表达水平有关，提示HNF4α、CYP7A1、FXR可能成为砷致肝损伤新的治疗靶点。此次研究仅初步探讨了HNF4α、CYP7A1、FXR在砷致肝损伤中的表达变化，还需利用激动剂进行干预实验来进一步验证HNF4α、CYP7A1、FXR在砷致肝损伤过程中的具体作用。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

亚砷酸钠对人正常肝细胞脂质代谢及因子调控的作用

Effects of sodium arsenite on lipid metabolism in human hepatocytes and regulatory factors

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 2

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	尹路, 蒋川锋, 陈俊杰, 易明, 王子赫, 石厚银, 汪国友, 沈骅睿. 沙苑子苷A对关节软骨细胞凋亡的影响[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(8): 1541-1547.
[2]	万玲玲, 吴梦滢, 张宇骄, 罗青清. 炎性因子干扰素γ以焦亡途径影响人血管平滑肌细胞的迁移和凋亡[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(7): 1422-1428.
[3]	贺光辉, 原杰, 柯燕琴, 丘小婷, 张晓玲. Hemin调控小鼠软骨细胞氧化应激的线粒体途径[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(6): 1183-1191.
[4]	何波, 陈文, 马岁录, 何志军, 宋渊, 李金鹏, 刘涛, 魏晓涛, 王威威, 谢婧. 皮瓣缺血再灌注损伤的发病机制及治疗进展[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(6): 1230-1238.
[5]	兰双笠, 向飞帆, 邓光慧, 肖喻琨, 阳运康, 梁杰. 柚皮苷抑制骨质疏松大鼠骨组织的铁沉积及细胞凋亡[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(5): 888-898.
[6]	纪龙, 陈子扬, 靳攀, 孔祥魁, 蒲锐, . 脂肪自噬、运动干预与非酒精性脂肪肝的防治[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(35): 7611-7619.
[7]	林书倩, 赵玺龙, 高景, 潘兴华, 李自安, 阮光萍. 干扰和过表达端粒酶卡哈尔体蛋白1小鼠骨髓间充质干细胞的生物学特性对比[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(31): 6616-6624.
[8]	康林之, 刘振帅, 魏佳旭, 常娜, 朱大诚. 盐酸青藤碱抑制急性T淋巴细胞白血病CEM细胞株的作用及转录组学分析[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(31): 6674-6680.
[9]	苏琴, 贾思玮, 郭敏芳, 孟涛, 李雁冰, 穆秉桃, 宋丽娟, 马存根, 尉杰忠. 枸杞多糖干预β-淀粉样蛋白1-42诱导SH-SY5Y细胞损伤：线粒体自噬的保护作用[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(31): 6688-6696.
[10]	王佳倩, 蒋昌君, 彭毅, 马咪, 李军汉. 有氧运动对CNPY2基因调控AKT/GSK3β通路改善非酒精性脂肪肝的作用研究[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(30): 6441-6448.
[11]	田心保, 马良辰, 田富宝, 刘园园, 许建峰, 林瑞珠, 朱宁. 内热针抑制成骨细胞凋亡延缓兔激素性股骨头缺血性坏死[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(29): 6161-6166.
[12]	马吉坤, 王健儒, 戚俊杰, 刘海飞. 糖尿病加剧椎间盘退变的作用途径[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(27): 5907-5913.
[13]	杨洪涛, 许永劼, 周勇君, 王双, 黄昶煜东, 朱丽英, 潘卫, . 高糖对hCMEC/D3人脑微血管内皮细胞血脑屏障紧密连接的影响[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(26): 5536-5542.
[14]	祝柳慧, 张歆悦, 朱洲海, 杨兴隆, 管莹, 刘彬. 卷曲螺旋结构域蛋白2通过促进线粒体自噬抑制帕金森病SH-SY5Y细胞凋亡[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(25): 5403-5413.
[15]	郭敏芳, 张慧宇, 章培军, 苏琴, 贾思玮, 尉杰忠. 法舒地尔缓解β-淀粉样蛋白1-42诱导的SH-SY5Y细胞凋亡[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(23): 4939-4946.