Role of stem cells, endothelial cells and cytokines in the development and regression of infantile hemangioma

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.15.023

Abstract

Abstract:

BACKGROUND: At present, there are few efficient therapies for infantile hemangioma, and the pathogenesis mechanisms remain unclear.
OBJECTIVE: To review the literatures available on the epidemiology, pathophysiology and pathogenesis of infantile hemangioma, to understand the research progress on the pathogenesis of infantile hemangioma, and to provide a reference for developing new drug therapies.
METHODS: A computer-based online search was performed in the PubMed database for literatures related to the pathogenesis, physiopathological features and epidemiology data of infantile hemangioma published from January 2009 to February 2014. The subject headings are “hemangioma, capillary, classification, epidemiology, etiology, embryology, cytology, physiopathology, pathology, immunology, genetics, drug therapy, therapy”.
RESULTS AND CONCLUSION: Accumulating evidence has investigated the occurrence, development and regression of infantile hemangioma. However, no large-scale, multi-central epidemiology data are reported, and there is no theory explaining the pathogenesis of infantile hemangioma completely. Moreover, the relationship between all those theories about the pathogenesis remains unclear. The most important obstacle constraining the research is the lack of ideal animal model of infantile hemangioma. Due to the restrictions of nude mice models, it is imminent to develop new animal models for infantile hemangioma research.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

全文链接：

Key words: hemangioma, immunity, model, animals

CLC Number:

R318

Miao Xiao-teng, Song Wei-ming . Role of stem cells, endothelial cells and cytokines in the development and regression of infantile hemangioma[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(15): 2434-2441.

Figures/Tables 1

2.1 纳入文献基本情况采用主题词检索，共检索出文献459篇，通过阅读文献题目和摘要初步选定120篇文献，通过深入阅读并进一步检索、补充，共保留血管瘤病理生理特点文献4篇，血管瘤发病机制文献45篇，血管瘤药物治疗文献8篇。肿瘤生长发生机制文献2篇。 2.2 血管瘤的起源目前针对血管瘤起源主要有两个学说[4]：即血管发生与血管生成学说。血管发生学说认为：血管瘤中的血管结构由祖细胞直接增殖分化而来；而血管生成学说认为：血管瘤是原有血管内皮细胞的异常增殖和分化而形成的不成熟血管团。 2.2.1 血管发生学说研究表明，血管瘤祖细胞可有以下几个来源[4-5]：残余的胚胎中胚层细胞，内皮祖细胞，残余的成血管细胞，通过各种机制募集骨髓中的祖细胞，而后通过黏附、归巢等一系列机制，促进血管内皮细胞增殖及血管结构形成。 2.2.2 血管生成学说该学说认为：血管瘤是在原有血管的基础上，经一系列的诱发因素如内皮细胞基因突变、各种微环境的改变如：缺氧、细胞因子、雌激素及异常支持细胞等引起血管内皮细胞异常增殖[4]。目前对于血管瘤内皮细胞的来源取得了一定的研究进展：有研究发现，血管瘤存在t(1∶3)转位[6]，进而导致WWTR1-CAMTA1基因融合。然而Antonesc等[7]通过对WWTR1-CAMTA1基因融合阴性的血管瘤取样，利用免疫荧光原位杂交(fluorescence in situ hybridization , FISH)、反转录聚合酶链反应技术，检测到YAP1-TFE3基因的融合及特征性内皮祖细胞表型的表达，该研究发现支持内皮细胞基因突变诱发血管瘤内皮细胞异常增殖。但这种YAP1-TFE3基因融合阳性的血管瘤内皮细胞是表皮血管内皮细胞瘤的一种变异？还是另外一种新型肿瘤？有待临床病理学及大样本的细胞分子学研究确定。 2.2.3 祖/干细胞的募集与归巢无论是血管发生学说，还是血管生成学说，其中一个共同的重要环节便是祖/干细胞的募集与归巢。那么祖/干细胞是通过什么样的方式被募集并归巢于血管瘤组织当中？整合素α6：整合素α6是一种与多种肿瘤细胞的侵袭性密切相关的整合素，并且在不同的细胞中起着不同的作用，Qian等[8]研究表明：整合素α6可以介导造血干细胞归巢于骨髓，并且促进内皮及间充质干细胞在缺血组织中的归巢。Smadja等[9]通过反转录聚合酶链反应及流式细胞仪研究表明：在血管瘤组织及血管瘤干细胞中，整合素α6高表达。通过分离纯化血管瘤组织，并将其种植于裸鼠皮下，通过注射整合素α6特异性抗体及siRNA，发现裸鼠中血管瘤的血管形成明显减少。该研究还表明：在血管瘤中，阻断或者消除整合素α6的作用会明显降低血管瘤内皮细胞对层黏连蛋白的黏附作用及在肝脏中的归巢，但对血管瘤内皮细胞的增殖无明显影响，因而推测整合素α6在血管形成中起重要作用。Moser等[10]研究表明，整合素α6的活化是由包括血管内皮生长因子在内的一系列细胞因子及机械压力所诱导。这一机制的发现与以往所认为的血管内皮生长因子对血管瘤发生、发展的调节作用有着怎样的联系？有待进一步研究证实。 E-选择素：Smadja等[11]研究表明：①在增殖期血管瘤组织中可以检测到E-选择素，而在消退期血管瘤组织中难以检测到E-选择素。②E-选择素可与血管瘤干细胞及表达于血管瘤内皮细胞表面的E-选择素受体相互作用。③阻断E-选择素，可以减弱血管瘤模型中血管的形成。Smadja等[9]还发现：在肿瘤坏死因子a和血管内皮生长因子A的作用下，增殖期血管瘤内皮细胞大量表达E-选择素而无需炎症刺激。有研究表明：核因子kB是E-选择素的一种转录调节因子[12-13]，在增殖期血管瘤内皮细胞中，多种核因子kB作用靶点的表达高于消退期，核因子kB的抑制，可以有效减弱E-选择素的介导作用。 Yu等[14]研究表明，在血管瘤消退期，CD133+细胞的数目少于血管瘤增殖期。 Oh等[15]研究表明E-选择素可以增加细胞间黏附分子1，血管细胞黏附分子1的表达，而这些物质可以进一步增加血管内皮细胞与干细胞之间的黏附作用。在血管瘤消退期，由于在血管内皮细胞中很难检测到E-选择素，因而血管瘤干细胞募集与黏附减弱。 Smadja等[11]研究表明：异常微环境中的E-选择素可募集干细胞参与血管发生的介导，表明E-选择素在血管形成中具有重要作用。这些实验研究支持以下假说：血管瘤起源于原有血管壁内皮细胞[16-18]，并通过募集外周血中的干细胞来实现其增殖。提示E-选择素很可能是血管瘤发生、发展中干细胞趋化的关键因素。 2.3 增殖期 2.3.1 血管内皮生长因子的作用在增殖期，血管瘤内皮细胞大量增殖，该时期血管瘤组织的主要成分为各种细胞成分，包括聚集成簇并表达血管内皮细胞标志物的内皮细胞以及无典型管腔样结构的血管条索。在血管管道周围存在大量的间质细胞，但是很少有结缔组织存在。在该时期血管瘤中，可以检测到零散分布的CD133+祖细胞，预示增殖期血管瘤组织的低分化状态。同时在此期可检测到血管瘤组织中存在血管内皮生长因子A, 血管内皮生长因子受体1、2，Tie-2以及血管生成素2 [19-21]。有研究认为，血管瘤的增殖受到外周环境中各种细胞因子如血管内皮生长因子、碱性成纤维细胞生长因子、转化生长因子β1、基质金属蛋白酶等的调节[19,,22-23]，其中血管内皮生长因子以及碱性成纤维细胞生长因子是最重要的两个促血管生成因子[24-26]。血管内皮生长因子或许是血管瘤药物治疗研究的重要靶点。血管内皮生长因子可促进内皮祖细胞的增殖和迁移，从而促进新生血管的形成。有研究表明，在增殖期血管瘤组织中存在着血管内皮生长因子的高表达，此外基质金属蛋白酶与血管生成素也与血管瘤形成有密切关系[13，19，22-23]。在胚胎期，缺氧及酸中毒等微环境的改变，通过缺氧诱导因子促进血管内皮生长因子基因的表达，使血管内皮生长因子分泌增加，进而血管内皮生长因子通过与基质细胞衍生因子的协同作用共同促进内皮祖细胞向内皮细胞分化及增殖[13，24，27-28]。血管内皮生长因子在血管形成中起着至关重要的作用。 Przewratil等[24]研究证实：在增殖期血管瘤外周血及血管瘤局部组织中血管内皮生长因子及碱性成纤维细胞生长因子表达均增加。在消退期，外周血及血管瘤局部组织中血管内皮生长因子含量迅速下降，且各种血管生成抑制物含量增加。然而，在增殖期或是消退期，血管瘤局部组织中的血管内皮生长因子水平都明显低于其在外周血中的含量，甚至低于正常人外周血液中血管内皮生长因子的含量。这一研究结果是否可以解释为血管内皮生长因子与血管内皮细胞血管内皮生长因子受体1，血管内皮生长因子受体2受体大量结合，导致血管瘤局部组织中血管内皮生长因子含量降低？亦或这一研究结果在某种程度上支持血管内皮生长因子不是直接导致血管瘤内皮细胞增殖的外在原因，或许是通过某种内在机制导致血管瘤内皮细胞增殖。外周血中血管内皮生长因子升高或许支持外在原因中的血管内皮生长因子的作用，是否可以认为内在机制与外在机制本身并非相斥，而是相互之间为一种互补关系，共同作用导致血管瘤内皮细胞增殖。有鉴于此，有必要进一步验证外周血和血管瘤局部组织中血管内皮生长因子mRNA及相关蛋白的表达水平，以求进一步解释上述现象。血管内皮生长因子受体1是血管内皮生长因子受体家族成员之一，可以与血管内皮生长因子A、血管内皮生长因子B、胎盘生长因子相结合[29]。血管内皮生长因子受体1可以促进肿瘤的生长与转移，但是目前对其在病理性血管形成中的作用了解甚少。 Boscolo等[18]研究表明：在血管瘤干细胞中血管内皮生长因子A、血管内皮生长因子B可以诱导由血管内皮生长因子受体1介导的ERK1/2磷酸化，并可以促进血管瘤干细胞向内皮细胞分化。Boscolo等研究还发现，血管瘤干细胞中血管内皮生长因子受体2磷酸化及神经纤维网蛋白1均表现为下调，从而推测，血管内皮生长因子受体2和神经纤维网蛋白1并不是血管内皮生长因子A或血管内皮生长因子B诱导ERK1/2磷酸化的必要环节。而由U0216介导的ERK1/2磷酸化的阻断或shRNA介导的血管内皮生长因子受体1抑制可以阻断血管瘤干细胞向内皮细胞分化。在血管瘤体内研究模型中，血管瘤干细胞中血管内皮生长因子受体1的下调可以引起血管形成减少和ERK1/2活化减少。由此推测：血管内皮生长因子受体1在血管瘤干细胞向内皮细胞分化中发挥重要作用。在裸鼠血管瘤研究模型中，血管瘤干细胞中血管内皮生长因子受体1的下调使得ERK1/2磷酸化及血管生成减少。由此推测：ERK1/2的磷酸化是由血管内皮生长因子受体1的活化所引起。在胶质母细胞瘤模型中，rapamycin及血管内皮生长因子A阻断抗体bevacizumab可以降低血管瘤内皮祖细胞向血管内皮细胞分化。CD144+/CD133+细胞中血管内皮生长因子受体1的表达较CD144+/CD133-细胞中的表达增高，表明血管内皮生长因子受体1在胶质母细胞瘤干细胞样细胞向内皮细胞分化中起重要作用。有趣的是：在血管瘤内皮细胞中，血管内皮生长因子受体1处于一种低表达状态，血管内皮生长因子受体1的低表达可能是由TEM8和血管内皮生长因子受体2多蛋白复合体中整合素β1的阻隔作用引起，进而抑制由活化T细胞核因子介导的血管内皮生长因子受体1转录。血管内皮生长因子受体1的低表达引起血管内皮生长因子受体2持续磷酸化及内皮细胞增殖。然而，有趣的是：血管内皮生长因子受体1即使处于低表达状态，仍然可以被活化并诱导ERK1/2信号通路的启动。推测血管内皮生长因子受体1的作用是由细胞所处环境来调节。加入外源性血管内皮生长因子A可以增加血管瘤干细胞向内皮细胞分化，但是在无血浆环境中，血管瘤组织分泌的血管内皮生长因子A也足够引起血管瘤干细胞向内皮细胞分化，而且血管内皮生长因子A可以激活ERK1/2，并在血管内皮生长因子A表达被抑制的血管瘤中维持血管瘤干细胞形成血管的能力。研究检测到，在缺少血清的环境中，血管瘤组织中血管内皮生长因子A的含量仍然处于较高水平，由此可以推断，血管瘤内皮祖细胞通过自身分泌血管内皮生长因子A，并作用于血管内皮生长因子受体1，促进ERK1/2磷酸化，进而促进血管瘤内皮细胞增殖和分化。而内皮细胞通过分泌血管内皮生长因子B进一步促进内皮祖细胞向内皮细胞分化。研究未能在标本中检测到血管内皮生长因子受体2的磷酸化，而神经纤维网蛋白1的抑制并不能抑制ERK1/2的活化，提示：NPR1和血管内皮生长因子受体2并不是血管瘤干细胞向内皮细胞分化所必须[18]。有研究表明：在缺少外源性血管内皮生长因子的条件下，体外原代培养的血管瘤内皮细胞通过血管内皮生长因子/血管内皮生长因子受体2信号通路可维持Bcl-2的表达[30-32]，进而阻断血管瘤内皮细胞的凋亡。相反，P13k/Akt的失活，抑制血管内皮生长因子/血管内皮生长因子受体2介导的抗凋亡作用，并且通过Bcl-2表达的减少，触发了血管内皮生长因子/血管内皮生长因子受体2通路的抑制作用，从而增强caspase 级联反应的活化。表明：血管内皮生长因子自分泌的循环上调，通过调节P13K/Akt/Bcl-2通路，促进血管瘤内皮细胞的存活。不仅如此，Akt的激活还可以激活内皮细胞一氧化氮合成酶，增加一氧化氮的合成，通过反应性半胱氨酸残基的S-亚硝基化来抑制caspase-3半胱氨酸蛋白酶的活性，从而促进内皮细胞的存活，普萘洛尔所诱发的细胞凋亡可以由血管内皮生长因子-血管内皮生长因子受体2自分泌所抵消，而且血管内皮生长因子/血管内皮生长因子受体2信号通路是通过自分泌循环来维持。 Lee等[33]研究表明：在增殖期血管瘤中，存在COSMC基因的高表达，COSMC基因的高表达与T抗原的表达增加相关。COSMC的高表达促进了AKT以及ERK1/2信号通路的表达并可促进人脐静脉内皮细胞增殖。对于这一现象机制的研究表明：COSMC可以改变血管内皮生长因子受体2的O-糖基化和降解，启动血管内皮生长因子介导的血管内皮生长因子受体2磷酸化及下游信号通路，从而促进血管瘤内皮细胞增殖，提示COSMC促进内皮细胞增殖的部分作用是通过血管内皮生长因子R2的活化来实现。该研究结果表明：COSMC是内皮细胞血管内皮生长因子R2信号转导新的调节因子，可以促进血管瘤的异常增殖。这使得血管瘤的治疗，从仅仅以血管内皮生长因子受体2为靶点、扩展到以血管内皮生长因子受体2的糖基化调节因子为靶点成为可能。 2.3.2 肾素-血管紧张素的作用 2008年，法国医生Léauté-Labrèze等[34]研究报道，发现β受体阻滞剂-普萘洛尔可以加速增殖期血管瘤的消退，然而其作用机制却一直未被阐明。Itinteang等[35]通过免疫组织化学方法检测出CD34+祖细胞表面表达血管紧张素转换酶及血管紧张素Ⅱ受体-2，而不表达血管紧张素Ⅱ受体1。Park 等[36]发现肾上腺素可通过促进缺氧诱导因子1α表达来促进血管形成。Hadaschik等[37]研究发现肾上腺素受体2在血管瘤中高表达并可解释普萘洛尔对血管瘤的治疗作用在体外培养条件下，从增殖期血管瘤分离出来的血管内皮细胞，在血管紧张素Ⅱ的作用下可以大量增殖，然而，存在于血管瘤中的间充质细胞，在血管紧张素Ⅱ的作用下可以分泌血管内皮生长因子，从而促进血管瘤内皮祖细胞增殖和分化，而β受体阻滞剂可以减少血管紧张素Ⅱ和血管内皮生长因子的分泌，从而促进血管瘤消退，抑制血管瘤增殖。此外，早有研究表明：血管紧张素在新生儿中多于成人，在女性中多于男性，在白人中多于黑人，早产儿的发生也与母体中高血管紧张素含量有关系[38]。因此，血管紧张素系统既可以解释血管瘤随患儿生长而逐渐消退的自然病程，又可以解释β受体阻滞剂对血管瘤的治疗作用； Chim等[39]通过流式细胞仪、反转录聚合酶链反应、western blot以及ELISA等研究方法检测发现，普萘洛尔通过缺氧诱导因子1α-血管内皮生长因子A血管生成调节轴来发挥作用，且由PI3/Akt和p38/MAPK通路介导，这为普萘洛尔诱导细胞凋亡提出了比较满意的解释。Christou等[40]通过回顾性研究证实，血管紧张素转换酶抑制剂-卡托普利，不能完全替代普萘洛尔对血管瘤的治疗作用，从而推断，血管紧张素转换酶的抑制并不是血管瘤自发消退的机制之一，这使得血管瘤自发消退及普萘洛尔治疗血管瘤的作用机制再次变得扑朔迷离。 2.3.3 β受体阻滞剂的应用 Stiles等[41]采用血管内皮细胞瘤及血管肉瘤angiosarcoma为模型，检测到β受体阻滞剂可以减缓血管瘤内皮细胞的增殖并诱导内皮细胞的自发凋亡。实验研究还验证了血管肿瘤的内皮细胞对β受体阻滞剂的敏感性明显高于正常血管内皮细胞。同时研究还发现，β受体阻滞剂与化疗药物或细胞毒药物的联合应用可提高其治疗效果，为血管瘤的治疗提供了新的线索。 Ji等[42]研究发现去甲肾上腺素受体激动剂异丙肾上腺素通过细胞周期蛋白D1和相关的激酶：细胞周期依赖性激酶CDK-4和CDK-6促进血管瘤内皮细胞增殖。这些作用可被β-2受体阻滞剂阻断。此外，异丙肾上腺素通过β-肾上腺素受体和细胞外信号调节激酶，增加血管内皮生长因子A的表达和血管内皮生长因子受体2的磷酸化。 2.3.4 促进内皮细胞增殖和分化的其他因素 Herbert等[43]研究发现，血管内皮生长因子A存在于血管内皮细胞构成的管腔周围，uPAR、白细胞介素6、单核细胞趋化蛋白1及基质金属蛋白酶1在血管瘤干细胞中的表达可被地塞米松抑制。Herbert等[43]研究还表明：缺氧可以导致血管瘤表面的葡萄糖转运蛋白1和吲哚胺2,3双加氧酶表达增加，从而促进血管瘤内皮细胞的增殖。Smoller等[44]研究发现，在血管瘤增殖期，可检测到血管瘤组织中存在血管内皮生长因子A、血管内皮生长因子受体1、血管内皮生长因子受体2、Tie2及血管生成素2。Boscolo等[45]研究发现，周围细胞中血管内皮生长因子A表达增加而血管生成素1表达减少，对血管内皮细胞增殖和迁移抑制作用减低，由此可以看出周围细胞可以促进内皮细胞增殖。 2.4 消退期血管瘤在增殖期结束后会出现自发、缓慢的消退，血管瘤的消退表现为血管瘤生长减慢甚至停止、病变中心组织发白，在病理学上，可以看到成簇的不成熟细胞逐渐消失，血管管腔样结构逐渐显现，血管管腔为扁平的内皮细胞所覆盖，随后管腔逐渐增宽，甚至可能在管腔中出现红细胞。间质细胞逐渐减少，细胞外基质开始分解，扩大的管腔为多层基底膜所围绕。然而，血管瘤外观上的改变如组织中心发白并非一定与皮下组织的降解这一组织病理学表现相一致，有时甚至会出现瘤体组织中心发白而皮下组织继续增长的现象，消退期结束后仅残余纤维脂肪组织团块，而这些团块组织可由手术或激光祛除[17,43,46]。通过实验研究发现：在消退期开始时，内皮细胞增殖保持不变，而细胞凋亡较增殖期增加了5倍以上[34]，其中1/3的凋亡细胞为内皮细胞，随着病情的进展，内皮细胞的增殖逐渐减弱，直至停止。目前可能导致血管瘤自发消退的主要机制为：①内皮细胞增殖的减慢和内皮细胞凋亡的增加。②诱发血管瘤内皮细胞增殖和分化的干/祖细胞的缺失。 2.4.1 血管瘤祖细胞的缺失 Frischer等[46]研究表明，在处于消退期及具有消退潜质的血管异常中，胎盘生长因子的表达明显高于增殖期内皮细胞。研究同时还表明，快速增殖的血管瘤组织中缺少基质细胞，因此处于一种相对来说不成熟的状态，对于维持血管形成因子的下调更为敏感，因而这一机制似乎与血管瘤干/祖细胞的缺失这一理论较为吻合。 2.4.2 内皮细胞增殖的减慢及凋亡的增加有研究表明，缺氧诱导的促进内皮细胞增殖作用是通过缺氧诱导因子1α、促凋亡调节蛋白BNIP3通路来实现[47-48]，而低氧诱导的抑制细胞存活作用是通过AMPK依赖的mTOR来实现。Chen等[49]研究表明：短时间的低到重度缺氧可以明显促进人脐静脉血管内皮细胞及鼠源性血管瘤内皮细胞的生长，而长时间的严重缺氧刺激则会抑制上述细胞的生长，在长时间的严重低氧刺激下，细胞中的BAX/BCL-2及PARP的清除显著增加。研究还发现：短时间的低氧刺激使得缺氧诱导因子1a-siRNA的表达增加，而长时间的低氧刺激则使得AMPK/mTOR/S6表达增加。该研究是首次发现缺氧促进细胞凋亡及促进细胞凋亡机制的实验，也是首个发现低氧作用于细胞死亡的实验研究。Greenberger等[50]通过研究发现：rapamycin的首要作用是抑制血管瘤内皮干细胞的多向分化潜能，然而另一种可能的机制是抑制血管瘤内皮细胞与源自脐带血的内皮祖细胞之间相互作用。 2.4.3 NOTCH信号通路 NOTCH家族在血管形成和出生后肿瘤血管生成中具有一定的作用。Wu等[51]应用PCR技术，以血管瘤组织及血管瘤干细胞中提取的RNA为标本，对其基因表达进行分析，发现血管瘤干细胞中的NOTCH的表达不同于已分化的血管瘤内皮细胞和人类正常血管内皮细胞。进而得出结论：NOTCH基因的表达反映了血管瘤干细胞向血管内皮细胞的转化，提示NOTCH在血管瘤增殖和消退中的重要作用，NOTCH可以促进不成熟血管瘤内皮细胞的分化、成熟及血管结构的形成，从而促进血管瘤的消退。在血管瘤中，周细胞也是由血管瘤祖细胞分化而来，在体外实验中，血管瘤干细胞向周细胞的分化有赖于血管瘤干细胞与内皮细胞的直接接触。成纤维细胞表达JAGGED1（一种NOTCH信号通路的配合基），可诱导血管瘤干细胞获得周细胞表型，提示JAGGED1在血管成熟中的重要性[17]。 2.4.4 免疫机制 Jia等[52]通过研究表明，在血管瘤消退期CD8+的细胞毒性T细胞被募集、抑制，T细胞的抑制可以促进血管瘤的缓慢消退，而钙调神经磷酸抑制剂可以抑制细胞毒性T细胞的活性。Lazaridou等[53]报道钙调神经磷酸抑制剂在血管瘤中的局部应用，对血管瘤的治疗可取得较好的效果，且并未发现全身或局部副反应。 2.5 消退完成期消退期多结束于患儿5-8岁，随后进入消退完成期，此时，血管瘤组织仅残存为小的瘢痕或血管瘤团块，在病理学上，血管瘤中血管结构逐渐为与毛细血管大小相仿的管腔结构及纤维脂肪结构所替代，主要成分为纤维脂肪等大量结缔组织[15]。 2.5.1 脂肪细胞和纤维组织的来源有研究表明：间充质干细胞在血管瘤中的存在[54]，并提出其可能来源于骨髓或从临近壁龛中募集而来，进而分化为消退完成期的主要细胞成分-纤维脂肪组织。然而，Itinteang等[55]通过免疫组织化学及反转录聚合酶链反应技术，检测到增殖期血管瘤内皮细胞同时表达原始中胚层、间充质及神经脊标志物，提出增殖期血管瘤内皮细胞具有分化为间充质细胞的潜能，Itinteang等研究还发现，血管瘤内皮细胞表达前脂肪细胞因子1-一种可以抑制间充质分化的细胞因子。提出在血管瘤增殖期，由于前脂肪细胞因子1的表达，抑制了其向纤维脂肪细胞分化。源自血管瘤组织的细胞可以分化为成骨细胞及脂肪细胞，加之，原始中胚层、间充质、神经脊标志物及前脂肪细胞因子1的共同表达提示：即使在增殖期血管瘤中，血管内皮细胞也具有分化为脂肪细胞的潜能，只是这种潜能被前脂肪细胞因子1所抑制。 2.5.2 促进血管瘤干细胞向脂肪细胞分化的因素 TBX2是T-box转录因子家族成员之一，而T-box转录因子家族对于胚胎发育及细胞周期调控具有重要作用。尤其是TBX2在多种组织中参与细胞周期的调节，且有研究发现TBX2在多种恶性肿瘤中处于高表达状态，并且对细胞的生长和增值起促进作用[56-57]。由于TBX2在细胞周期中的作用，Todorovich和Khan[58]推测其有可能在婴幼儿血管瘤病理生理周期中起调节作用。他们利用RT-PCR技术，检测人类血管瘤来源干细胞(实验组)、骨髓来源间充质祖细胞(作为正常干细胞/祖细胞对照组)、人脐血和成人外周血来源的内皮祖细胞以及成人真皮层微血管内皮细胞TBX2(T-BOX2)表达，实验发现，TBX2 mRNA在血管瘤干细胞中显示高表达，而在骨髓来源的内皮祖细胞中显示为低表达，且在脐血和成人血细胞来源的内皮祖细胞以及人真皮层微血管内皮细胞中未检测到TBX2 mRNA的表达。由于TBX2是一种转录因子，其在细胞核中定位预示着其处于活跃状态，研究者通过染色发现TBX2蛋白定位于细胞核中。为了探索TBX2在血管瘤消退中的作用，研究者还将血管瘤干细胞置于含有脂肪生成诱导剂的培养液中体外培养7 d，检测脂肪生成相关早期转录因子(C/EBPβ和δ)和晚期转录因子(C/EBPα和PPAR γ2)均有升高。与此同时，研究者还检测到TBX2 mRNA表达显著增高。研究发现，敲除TBX2基因对于血管瘤干细胞的增殖无显著影响，但是使得脂肪生成过程完全缺失。这些研究提示：TBX2高表达可通过诱导C/EBPβ的表达来增加血管瘤干细胞向脂肪细胞分化。这些实验研究结果提示：TBX2在血管瘤干细胞中处于活跃状态并且维持了血管瘤干细胞向脂肪细胞分化的潜能。这一研究发现为促进血管瘤消退药物的研发提供了新思路，具有重要研究价值。 2.5.3 抑制血管瘤干细胞向脂肪细胞分化的因素Roach等[59]研究发现血小板源生长因子在血管瘤增殖期含量增加，血小板源生长因子BB可以特异性抑制C/EBPa和PPARg的活化，并下调FABP-4的表达，从而抑制血管瘤干细胞向脂肪细胞分化。而血小板源生长因子受体信号通路的抑制可以促进血管瘤干细胞向脂肪细胞分化。提示血小板源生长因子信号通路可作为血管瘤药物治疗的靶点。"

References

[1]Léauté-Labrèze C,Prey S,Ezzedine K.Infantile haemangioma:Part I. Pathophysiology,epidemiology, clinical features, life cycle and associated structural abnormalities. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2011; 25(11): 1245-1253.
[2]Waner M, North PE, Scherer KA, et al. The nonrandom distribution of facial hemangiomas. Arch Dermatol. 2003; 139(7):869-875.
[3]Haggstrom AN, Drolet BA, Baselga E, et al. Prospective study of infantile hemangiomas: demographic, prenatal, and perinatal characteristics. J Pediatr. 2007;150(3): 291-294.
[4]Barnés CM, Christison-Lagay EA, Folkman J. The Placenta Theory and the Origin of Infantile Hemangima. Lymphat Res Biol. 2007;5(4):245-255.
[5]Itinteang T, Tan ST, Brasch HD, et al. Infantile haemangioma expresses embryonic stem cell markers. J Clin Pathol. 2012; 65(5):394-398.
[6]Errani C,Sung YS,Zhang L,et al.Monoclonality of multifocal epithelioid hemangioendothelioma of the liver by analysis of WWTR1-CAMTA1 breakpoints. Cancer Genet. 2012; 205 (1-2): 12-17.
[7]Antonescu CR, Le Loarer F, Mosquera JM, et al. Novel YAP1-TFE3 Fusion Defines a Distinct Subset of Epithelioid Hemangioendothelioma. Genes Chromosomes Cancer. 2013; 52(8):775-784.
[8]Qian H, Tryggvason K, Jacobsen SE, et al. Contribution of alpha6 integrins to hematopoietic stem and progenitor cell homing to bone marrow and collaboration with alpha4 integrins. Blood. 2006;107(9):3503-3510.
[9]Smadja DM, Guerin CL, Boscolo E, et al. α6-Integrin is Required for the Adhesion and Vasculogenic Potential of Hemangioma Stem Cells. Stem Cells. 2014;31(3): 684-693.
[10]Moser M, Bauer M, Schmid S, et al. Kindlin-3 is required for beta2 integrin-mediated leukocyte adhesion to endothelial cells. Nat Med. 2009;15(3):300-305.
[11]Smadja DM, Mulliken JB, Bischoff J. E-selectin mediates stem cell adhesion and formation of blood vessels in a murine model of infantile hemangioma. Am J Pathol.2012 ; 181(6): 2239-2247.
[12]Schindler U, Baichwal VR. Three NF-kappa B binding sites in the expression. Mol Cell Biol. 1994;14(9):5820-5831.
[13]Tabatabai G, Herrmann C, von Kürthy G. et al. VEGF-dependent induction of CD62E on endothelial cells mediates glioma tropism of adult haematopoietic progenitor cells. Brain. 2008;131(Pt 10):2579-2595.
[14]Yu Y, Flint AF, Mulliken JB, et al. Endothelial progenitor cells in infantile hemangioma. Blood. 2004;103(4):1373-1375.
[15]Oh IY, Yoon CH, Hur J, et al. Involvement of E-selectin in recruitment of endothelial progenitor cells and angiogenesis in ischemic muscle. Blood. 2007 ;110(12):3891-3899.
[16]Khan ZA, Boscolo E, Picard A, et al. Multipotential stem cells recapitulate human infantile hemangioma in immunodeficient mice. J Clin Invest 2008;118(7):2592-2599.
[17]Boscolo E, Stewart CL, Greenberger S, et al. JAGGED1 signaling regulates hemangioma stem cell-to-pericyte/ vascular smooth muscle cell differentiation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011; 31(10):2181-2192.
[18]Boscolo E, Mulliken JB, Bischoff J. VEGFR-1 mediates endothelial differentiation and formation of blood vessels in a murine model of infantile hemangioma. Am J Pathol. 2011; 179(5):2266-2277.
[19]Boscolo E,Bischoff J.Vasculogenesis in Infantile Hemangioma.Angiogenesis. 2009;12(2):197-207.
[20]Augustin HG, Koh GY, Thurston G, et al. Control of vascular morphogenesis and homeostasis through the angiopoietin-Tie system. Nat Rev Mol Cell Biol. 2009; 10(3):165-177.
[21]Koh GY. Orchestral actions of angiopoietin-1 in vascular regeneration. Trends Mol Med 2013;19(1):31-39.
[22]Bischoff J. Progenitor cells in infantile hemangioma. J Craniofac Surg. 2009;20(5): 1629-1630.
[23]Chang EI, Chang EI, Thangarajah H, et al. Hypoxia, hormones,and endothelial progenitor cells in hemangioma. Lymphat Res Biol. 2007;5(4):237-243.
[24]Przewratil P, Sitkiewicz A, Andrzejewska E. local serum level of vessel endothelial gorwth factor in infantile hemangioma. intriguing mechanism of endothelia growth. Cytokine. 2010; 49(2):141-147.
[25]Bautch VL. VEGF-directed blood vessel patterning: from cells to organism. Cold Spring Harbor Perspect Med. 2012;2(9):a006452.
[26]Przewratil P1, Sitkiewicz A, Andrzejewska E. Serum levels of basic fibroblastic growth factor (bFGF) in children with vascular anomalies: Another insight into endothelial growth. Clin Biochem. 2010 ;43(10-11):863-867.
[27]Zengin E,Chalajour F,Geling UM, et al. Vascular wall resident progenitor cells:a source for postnatal vasculogenesis. Development. 2006;133(8):1543-1551.
[28]Medici D, Olsen BR. Rapamycin inhibits proliferation of hemangi- oma endothelial cells by reducing HIF-1-dependent expression of VEGF. PLoS ONE. 2012;7(8):e42913.
[29]Eichmann A, Simons M. VEGF signaling inside vascular endothelial cells and beyond. Curr Opin Cell Biol 2012; 24(2):188-193.
[30]Ji Y, Chen S, Li K, et al. Upregulated autocrine vascular endothelial growth factor (VEGF)/VEGF receptor-2 loop prevents apoptosis in haemangioma-derived endothelial cells. Br J Dermatol. 2014;170(1):78-86.
[31]Kumar P, Miller AI, Polverini PJ. p38 MAPK mediates gamma- irradiation-induced endothelial cell apoptosis, and vascular endothelial growth factor protects endothelial cells through the phosphoinositide 3-kinase-Akt-Bcl-2 pathway.J Biol Chem. 2004;279(41):43352-43360.
[32]Koide M, Ikeda K, Akakabe Y, et al. Apoptosis regulator through modulating IAP expression (ARIA) controls the PI3K/Akt pathway in endothelial and endothelial progenitor cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2011;108(23):9472-9477.
[33]Lee J Jr, Chen CH, Chen YH，et al. COSMC Is Overexpressed in Proliferating Infantile Hemangioma and Enhances Endothelial Cell Growth via VEGFR2. PLoS One. 2013;8(2):e56211.
[34]Léauté-Labrèze C, Dumas de la Roque E, Hubiche T,et al. Propranolol for severe hemangiomas of infancy. N Engl J Med. 2008;358(24):2649-2651.
[35]Itinteang T, Brasch HD, Tan ST, et al. Expression of components of the renin-angiotensin system in proliferating hemangioma may count for the propranolol-induced accelarated involution. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 2011; 64(6):759-765.
[36]Park SY, Kang JH, Jeong KJ et al. Norepinephrine induces VEGF expression and angiogenesis by a hypoxia-inducible fac- tor-1alpha protein-dependent mechanism. Int J Cancer. 2013;128(10):2306-2316.
[37]Hadaschik E, Scheiba N, Engstner M, et al. High levels of beta2- adrenoceptors are expressed in infantile capillary hemangiomas and may mediate the therapeutic effect of propranolol. J Cutan Pathol. 2012;39(9) :881-883.
[38]Takahashi K, Mulliken JB, Kozakewich HP, et al. Cellular markers that distinguish the phases of hemangioma during infancy and childhood. J Clin Invest. 1994;93(6):2357-2364.
[39]Chim H, Armijo BS, Miller E, et al. Propranolol Induces Regression of Hemangioma Cells Through HIF-1α–Mediated Inhibition of VEGF-A. Ann Surg. 2012;256(1):146-156.
[40]Christou EM, Wargon O. Effect of captopril on infantile haemangiomas: A retrospective case series. Australas J Dermatol. 2012;53(3):216-218.
[41]Stiles JM, Amaya C, Rains S , et al. Targeting of beta adrenergic receptors results in therapeutic efficacy against models of hemangioendothelioma and angiosarcoma. PLoS One. 2013;8(3):e60021.
[42]Ji Y, Chen S, Li K et al. The role of beta-adrenergic receptor signaling in the proliferation of hemangioma-derived endothelial cells. Cell Div. 2013;8(1):1-11.
[43]Herbert A, Ng H, Jessup W,et al. Hypoxia regulates the production and activity of glucose transporter-1 and indoleamine 2,3-dioxygenase in monocyte-derived endothelial-like cells: possible relevance to infantile haemangioma pathogenesis. Br J Dermatol. 2011;164(2): 308-315.
[44]Smoller BR, Apfelberg DB. Infantile (juvenile）capillary hemangioma:A tumor of heterogeneous cellular elements. J Cutan Pathol. 1993;20(4):330-336.
[45]Boscolo E, Mulliken JB, Bischoff J. Pericytes from infantile heman- gioma display proangiogenic properties and dysregulated angiopoietin-1. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013;33(3):501-509.
[46]Frischer JS, Huang J, Serur A, et al. Biomolecular markers and involution of hemangiomas. J Pediatr Surg. 2004;39(3): 400-404.
[47]Papandreou I, Lim AL, Laderoute K, et al. Hypoxia signals autophagy in tumor cells via AMPK activity,independent of HIF-1,BNIP3,and BNIP3L. Cell Death Differ. 2008;15(10): 1572-1581.
[48]Laplante M, Sabatini DM. mTOR signaling in growth control and disease. Cell. 2012;149(2):274-293.
[49]Chen G, Zhang W, Li YP，et al. Hypoxia-induced autophagy in endothelial cells: a double-edged sword in the progression of infantile haemangioma? Cardiovasc Res. 2013;98(3): 437-448.
[50]Greenberger S, Yuan S, Walsh LA, et al. Rapamycin Suppresses Self-Renewal and Vasculogenic Potential of Stem Cells Isolated from Infantile Hemangioma. J Invest Dermatol. 2011;131(12):2467-2476.
[51]Wu JK, Adepoju O, De Silva D, et al. A switch in Notch gene expression parallels stem cell to endothelial transi- tion in infantile hemangioma. Angiogenesis. 2010;13(1):15-23.
[52]Jia J, Zhao YF, Zhao JH. Potential roles of allograft in?ammatory factor-1 in the pathogenesis of hemangiomas. Med Hypotheses. 2007;68(2):288-290.
[53]Lazaridou E, Giannopoulou C, Apalla Z,et al. Calcineurin inhibitors in the treatment of cutaneous infantile haemangiomas. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2010;24(5): 614-615.
[54]Yu Y, Fuhr J, Boye E, et al. Mesenchymal stem cells and adipogenesis in hemangioma involution. Stem Cells. 2006; 24(6):1605-1612.
[55]Itinteang T, Vishvanath A, Day DJ, et al. Mesenchymal stem cells in infantile haemangioma. J Clin Pathol. 2011;64(3): 232-236.
[56]Abrahams A, Parker MI, Prince S. The T-box transcription factor Tbx2: its role in development and possible implication in cancer. IUBMB Life. 2010;62(2):92-102.
[57]Prince S, Carreira S, Vance KW，et al. Tbx2 directly represses the expression of the p21(WAF1) cyclin-dependent kinase inhibitor. Cancer Res. 2004;64(5):1669-1674.
[58]Todorovich SM, Khan ZA. Elevated T-box 2 in infantile hemangioma stem cells maintains an adipogenic differentiation-competent state. Dermatoendocrinol. 2013;5(3): 352-357.
[59]Roach EE, Chakrabarti R, Park NI, et al. Intrinsic regulation of hemangioma involution by platelet-derived growth factor. Cell Death Dis. 2012;3:e328.