2.1   类器官气液界面培养文献发文量年度变化   根据检索条件，筛选出近20年来发表的关于类器官气液界面培养的文献共计127篇。其中96篇为“研究性论文”，31篇为“综述论文”。通过分析文献的年增长率，可将时间线划分为3个特征阶段：第一阶段(2005-2008年)、第二阶段(2009-2019年)和第三阶段(2020-2024年)。如图1所示，第一阶段未见相关文献发表。虽然气液界面培养研究始于1983年，但类器官的研究于2009年起步，该时期尚未建立连接这两个领域的理论基础。第二阶段年均发文量约2.6篇，表明类器官与气液界面培养的融合研究处于萌芽状态。值得注意的是，2009-2014年间发文量为0，这是由于类器官研究尚处早期发展阶段，两个领域的交叉研究极为有限。2013年《Science》杂志将类器官技术评为“十大突破性技术”之一，由此推动研究者尝试结合两种技术以优化类器官培养体系。第三阶段呈现爆发式增长态势，年均发文量达21.4篇，其中2024年发表34篇相关论文，较2018年增长4倍。近3年类器官气液界面培养文献呈指数级增长，这一现象与2019年末全球暴发的SARS-CoV-2疫情密切相关。传统肺泡细胞体外培养存在技术瓶颈，而细胞系或原代细胞培养存在细胞组成单一、无法模拟组织微环境的局限性，动物模型虽能提供研究数据但成本高昂且存在种属差异。类器官是一种能高度模拟宿主组织的体外细胞结构，结合气液界面培养技术可以促进类器官中细胞的分化，已成为研究冠状病毒的可靠生物学模型[24-25]。因此，2019年，COVID-19疫情的暴发推动了相关研究的持续增长。




2.2   类器官气液界面培养文献国家(地区)分布   文献来源覆盖24个国家。发文量前10的国家主要分布在欧洲和亚洲。美国以40篇文献(31.50%)位居首位，中国(17篇，13.39%)、荷兰(17篇，13.39%)、德国(17篇，13.39%)紧随其后(表1)。中介中心性衡量节点在网络中的桥梁作用，数值越高，表明该国家在合作网络中占据更核心的位置。美国表现出最高的中介中心性(0.31)，显示其在合作网络中的核心影响力。荷兰的中介中心性为0.29，紧随美国之后，表明其在国际合作中的重要性。日本和德国分别以0.2和0.19的中介中心性，展现了较高的影响力。进一步筛选出发文量≥2篇的18个国家，基于各国发文量及合作关系构建了国际合作网络图谱(图2)。结果显示，国家间存在显著正向合作关联：例如美国与中国、德国、荷兰等国家均保持密切合作。








2.3   类器官气液界面培养文献研究机构分布   在排名前10的研究机构中(表2)，约40%位于荷兰，美国占30%。斯坦福大学(41篇，32.28%)、新加坡国立大学(19篇，14.96%)与乌得勒支大学(18篇，14.17%)位列机构发文量前3名。基于最低发文量≥3篇的标准，选取22所机构进行可视化分析，结合各机构发文量及合作关系构建协作网络。如图3所示，斯坦福大学虽然发文量最高，但由于其研究独立性较强，并未与其他机构形成深度合作关系。相比之下，荷兰马斯里赫特大学、荷兰乌得勒支大学、新加坡科技研究局以及荷兰莱顿大学等通过紧密合作形成了多节点网络，合作强度可能与机构的地理邻近性或学科互补性相关。中国机构未出现在合作网络中，可能以本土研究为主，或国际合著较少。








2.4   类器官气液界面培养研究作者分布   共有1 037位学者参与了类器官气液界面培养的学术探索。其中，KUO CJ以6篇发文量成为最高产作者(表3)。在7 333位被引作者中，有10位被引频次超过15次(表3)，SACHS N以40次被引居首，SATO T(31次)列第二位。进一步筛选被引频次≥11次的作者构建共被引网络(图4)，结果显示SACHS N、SATO T和DEKKERS JF等核心学者间存在紧密的学术关联。而KUO CJ虽然是类器官气液界面培养领域发文量第一的作者(6篇)，但被引频次并不显著，结合前10名作者突现表(表4)发现，KUO CJ持续突现的时间处于类器官气液界面培养发展的早期阶段(2009-2014年)，表明其研究虽具有技术开创性，但可能因方法被新技术迭代替代而影响力衰减。












2.5   类器官气液界面培养文献共被引网络   学术文献中的引用行为可视为特定研究领域的基础支撑，被多篇文献共同引用的论文，往往标志着它在该领域的奠基性地位。其中，最高被引文献超过33次。数据分析显示(表5)，共被引频次前10的文献主要涉及3大方向：气液界面培养参与类器官技术开发、疾病模型与应用、临床应用与转化——这些领域恰恰凸显了气液界面培养相较于传统技术的独特优势[24，26-34]。通过筛选共被引频次≥8次的文献构建网络图谱(图5)，可清晰观察到3组活跃的共被引关系群(以红、绿、蓝标示)；“Long-term expanding human airway organoids for disease modeling[26]”“Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche[35]”“In vitro generation of human pluripotent stem cell derived lung organoids”等核心文献形成显著的知识节点[36]。








2.6   类器官气液界面培养文献期刊双图叠加分析   基于文献计量学的双图叠加分析方法，构建了期刊引文网络的可视化图谱(图6)。左侧空间分布表示施引期刊集群，右侧空间呈现被引期刊集合。在几何表征方面，椭圆的横向维度与活跃作者群体规模呈正相关，纵向维度则与期刊载文量保持比例关系。施引期刊与被引期刊之间的引证关系通过动态加权连线呈现，连线的视觉粗细及连线的f值严格对应于期刊间引证关系的强度，即引用频次越高，连线越粗，f值越大，直观反映知识流动的活跃程度；而连线的箭头指向明确标识知识流动方向，即从施引期刊指向被引期刊。如图6所示，引证连线由上至下依次表明：发表在“Physics(物理学)/Materials(材料学)/Chemistry(化学)”类期刊的研究、发表在“Molecular(分子学)/Biology(生物学)/Immunology(免疫学)”类期刊的研究以及发表在“Medicine(医学)/Medical(内科)/Clinical(临床)”类期刊的研究，常引用“Molecular(分子学)/Biology(生物学)/Genetics(遗传学)”类期刊的文献，这揭示分子生物学和遗传学在类器官气液界面培养研究中的核心地位，研究成果为多个应用学科提供了关键的理论基础和技术支撑。




2.7   高突现性文献分析   “引文突现”指特定文献在某个时间段内被集中高频引用的现象。通过CiteSpace软件识别出10篇具有显著引文突现特征的文献(表6)[13，24，26-28，30，32-33，37-38]。图中每根横条代表一个年份，黑色条段表示该文献被密集引用的活跃期，这些突现文献最早出现于2018年，最近可追溯至2021年。
SACHS N团队发表的“Long-term expanding human airway organoids for disease modeling”展现出最强的引文突现强度(11.47) [26]，突现期为2022-2024年；紧随其后的是VAN DER VAART J 团队“Airway organoids as models of human disease”[30]，突现强度达4.71(2022-2024年)。表6中10篇标志性文献的突现强度介于11.47-2.66之间，突现持续时间为两三年。




2.8   类器官气液界面培养研究热点分析   通过关键词时间线图分析可揭示研究领域的动态演进规律。关键词出现的时间跨度反映了该研究主题的起源时间和持续影响力——时间跨度越长，表明该研究方向起步越早且具有更持久的学术生命力。如图7所示，airway epithelium(气道上皮，#1)和skin(皮肤，#6)出现较早且持续至今。
关键词共现分析是快速识别领域研究焦点的重要工具。表7列出了类器官气液界面培养研究中最常出现的10个关键词。其中“stem cells (干细胞)”“in vitro(体外)”与“differentiation(分化)”出现频次均不低于20次。通过VOSviewer对出现频次≥6次的关键词进行共现分析(图7)，节点间连线越密集表明关键词关联性越强，图7根据不同颜色展现了4个分类群。基于表5、表7、图7和图8，可将类器官气液界面培养的研究方向划分为4个主要领域。
类器官基础构建与癌症模型研究：该领域主要聚焦于利用干细胞(尤其是小鼠模型)构建类器官体系，深入研究生长特性、分化潜能及基因表达调控机制。同时，通过建立高度仿生的类器官模型，可有效模拟肿瘤微环境，为癌症发生发展机制研究、抗肿瘤药物筛选及个性化治疗方案制定提供重要平台。
病毒感染性模型的建立：该方向重点构建呼吸道感染模型，通过优化类器官气液界面培养条件建立的气道类器官系统，为COVID-19、呼吸道合胞病毒等病毒感染机制研究提供理想模型。值得注意的是，保留肿瘤浸润淋巴细胞等免疫组分的类器官模型，为深入解析感染免疫反应机制和开发新型抗病毒药物提供了独特的研究工具。
诱导多能干细胞分化进行再生医学研究：该领域创新性地将囊性纤维化等遗传性疾病类器官模型与诱导多能干细胞技术相结合，为阐明遗传病发病机制开辟了新途径。同时，通过精确调控人支气管干细胞的分化过程生成功能性肺类器官，这些研究成果为肺纤维化等疾病的修复治疗和器官再生提供了重要的实验基础。
气道基底细胞与稳态调控研究：该方向着重探究类器官气液界面培养条件下基底细胞向纤毛细胞/杯状细胞分化的分子调控机制，如Notch等关键信号通路的调控作用。此外，通过对基底细胞异常增殖现象的深入研究，为阐明哮喘、慢性阻塞性肺病等慢性呼吸道疾病的发病机制提供了新的理论依据。

[1] LANCASTER MA, KNOBLICH JA. Organogenesis in a dish: modeling development and disease using organoid technologies. Science. 2014; 345(6194):1247125.  [2] FATEHULLAH A, TAN SH, BARKER N. Organoids as an in vitro model of human development and disease. Nat Cell Biol. 2016;18(3):246-254.  [3] KRUCZEK K, SWAROOP A. Pluripotent stem cell-derived retinal organoids for disease modeling and development of therapies. Stem Cells. 2020; 38(10):1206-1215. [4] SHIMOKAWA M, OHTA Y, NISHIKORI S, et al. Visualization and targeting of LGR5+ human colon cancer stem cells. Nature. 2017;545(7653):187-192.  [5] LI X, LARSSON P, LJUSLINDER I, et al. Ex Vivo Organoid Cultures Reveal the Importance of the Tumor Microenvironment for Maintenance of Colorectal Cancer Stem Cells. Cancers (Basel). 2020;12(4):923.  [6] MAGLIARO C, RINALDO A, AHLUWALIA A. Allometric Scaling of physiologically-relevant organoids. Sci Rep. 2019;9(1):11890.  [7] LEE HN, CHOI YY, KIM JW, et al. Effect of biochemical and biomechanical factors on vascularization of kidney organoid-on-a-chip. Nano Converg. 2021;8(1):35.  [8] POUMAY Y, COQUETTE A. Modelling the human epidermis in vitro: tools for basic and applied research. Arch Dermatol Res. 2007;298(8):361-369.  [9] CAO X, COYLE JP, XIONG R, et al. Invited review: human air-liquid-interface organotypic airway tissue models derived from primary tracheobronchial epithelial cells-overview and perspectives. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 2021; 57(2):104-132. [10] HOPCRAFT SE, MOODY CA, DAMANIA B. Air-Liquid Interface System To Understand Epstein-Barr Virus-Associated Nasopharyngeal Carcinoma. mSphere. 2018;3(4):e00350-18.  [11] KOOTER IM, ALBLAS MJ, JEDYNSKA AD, et al. Alveolar epithelial cells (A549) exposed at the air-liquid interface to diesel exhaust: First study in TNO’s powertrain test center. Toxicol In Vitro. 2013;27(8):2342-2349.  [12] CARSON JL, BRIGHTON LE, JASPERS I. Phenotypic modification of human airway epithelial cells in air-liquid interface culture induced by exposure to the tobacco-specific nitrosamine 4-(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone (NNK). Ultrastruct Pathol. 2015;39(2):104-109.  [13] CHEN S, SCHOEN J. Air-liquid interface cell culture: From airway epithelium to the female reproductive tract. Reprod Domest Anim. 2019; 54 Suppl 3:38-45.  [14] CANTIN-WARREN L, GUIGNARD R, CORTEZ GHIO S, et al. Specialized Living Wound Dressing Based on the Self-Assembly Approach of Tissue Engineering. J Funct Biomater. 2018;9(3):53.  [15] WENGST A, REICHL S. RPMI 2650 epithelial model and three-dimensional reconstructed human nasal mucosa as in vitro models for nasal permeation studies. Eur J Pharm Biopharm. 2010;74(2):290-297.  [16] AUFDERHEIDE M, ITO S, ISHIKAWA S, et al. Metaplastic phenotype in human primary bronchiolar epithelial cells after repeated exposure to native mainstream smoke at the air-liquid interface. Exp Toxicol Pathol. 2017;69(5):307-315.  [17] OOTANI A, LI X, SANGIORGI E, et al. Sustained in vitro intestinal epithelial culture within a Wnt-dependent stem cell niche. Nat Med. 2009;15(6): 701-706.  [18] YUKI K, CHENG N, NAKANO M, et al. Organoid Models of Tumor Immunology. Trends Immunol. 2020;41(8):652-664.  [19] KE L, LU C, SHEN R, et al. Knowledge Mapping of Drug-Induced Liver Injury: A Scientometric Investigation (2010-2019). Front Pharmacol. 2020;11:842.  [20] VAN ECK NJ, WALTMAN L. Software survey: VOSviewer, a computer program for bibliometric mapping. Scientometrics. 2010;84(2):523-538.  [21] YEUNG AWK, TZVETKOV NT, BALACHEVA AA, et al. Lignans: Quantitative Analysis of the Research Literature. Front Pharmacol. 2020;11:37.  [22] SYNNESTVEDT MB, CHEN C, HOLMES JH. CiteSpace II: visualization and knowledge discovery in bibliographic databases. AMIA Annu Symp Proc. 2005;2005:724-728. [23] ZHANG XL, ZHENG Y, XIA ML, et al. Knowledge Domain and Emerging Trends in Vinegar Research: A Bibliometric Review of the Literature from WoSCC. Foods. 2020;9(2):166.  [24] SALAHUDEEN AA, CHOI SS, RUSTAGI A, et al. Progenitor identification and SARS-CoV-2 infection in long-term human distal lung organoid cultures. bioRxiv [Preprint]. 2020:2020.07.27.212076.  [25] LAMERS MM, VAN DER VAART J, KNOOPS K, et al. An organoid-derived bronchioalveolar model for SARS-CoV-2 infection of human alveolar type II-like cells. EMBO J. 2021;40(5):e105912.  [26] SACHS N, PAPASPYROPOULOS A, ZOMER-VAN OMMEN DD, et al. Long-term expanding human airway organoids for disease modeling. EMBO J. 2019;38(4):e100300.  [27] ZHOU J, LI C, SACHS N, et al. Differentiated human airway organoids to assess infectivity of emerging influenza virus. Proc Natl Acad Sci U S A. 2018;115(26):6822-6827. [28] NEAL JT, LI X, ZHU J, et al. Organoid Modeling of the Tumor Immune Microenvironment. Cell. 2018;175(7):1972-1988.e16. [29] CHEN YW, HUANG SX, DE CARVALHO ALRT, et al. A three-dimensional model of human lung development and disease from pluripotent stem cells. Nat Cell Biol. 2017;19(5):542-549.  [30] VAN DER VAART J, CLEVERS H. Airway organoids as models of human disease. J Intern Med. 2021; 289(5):604-613.  [31] BARKAUSKAS CE, CHUNG MI, FIORET B, et al. Lung organoids: current uses and future promise. Development. 2017;144(6):986-997. [32] MILLER AJ, DYE BR, FERRER-TORRES D, et al. Generation of lung organoids from human pluripotent stem cells in vitro. Nat Protoc. 2019; 14(2):518-540.  [33] HAN Y, DUAN X, YANG L, et al. Identification of SARS-CoV-2 inhibitors using lung and colonic organoids. Nature. 2021;589(7841):270-275. [34] KIM J, KOO BK, KNOBLICH JA. Human organoids: model systems for human biology and medicine. Nat Rev Mol Cell Biol. 2020;21(10):571-584. [35] SATO T, VRIES RG, SNIPPERT HJ, et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 2009; 459(7244):262-265.  [36] DYE BR, HILL DR, FERGUSON MA, et al. In vitro generation of human pluripotent stem cell derived lung organoids. Elife. 2015;4:e05098.  [37] LAMERS MM, BEUMER J, VAN DER VAART J, et al. SARS-CoV-2 productively infects human gut enterocytes. Science. 2020;369(6499):50-54.  [38] SETTE G, LO CICERO S, BLACONÀ G, et al. Theratyping cystic fibrosis in vitro in ALI culture and organoid models generated from patient-derived nasal epithelial conditionally reprogrammed stem cells. Eur Respir J. 2021; 58(6):2100908. [39] PRUNIÉRAS M, RÉGNIER M, WOODLEY D. Methods for cultivation of keratinocytes with an air-liquid interface. J Invest Dermatol. 1983;81(1 Suppl):28s-33s. [40] WHITCUTT MJ, ADLER KB, WU R. A biphasic chamber system for maintaining polarity of differentiation of cultured respiratory tract epithelial cells. In Vitro Cell Dev Biol. 1988;24(5):420-428.  [41] SUN T, NORTON D, HAYCOCK JW, et al. Development of a closed bioreactor system for culture of tissue-engineered skin at an air-liquid interface. Tissue Eng. 2005;11(11-12):1824-1831.  [42] HARMAN RM, BUSSCHE L, LEDBETTER EC, et al. Establishment and characterization of an air-liquid canine corneal organ culture model to study acute herpes keratitis. J Virol. 2014;88(23):13669-13677.  [43] CAPUANA E, FUCARINO A, BURGIO S, et al. A dynamic air-liquid interface system for in vitro mimicking of the nasal mucosa. Biotechnol Bioeng. 2022;119(7):2004-2009.  [44] PORTIER F, KANIA R, PLANÈS C, et al. Enhanced sodium absorption in middle ear epithelial cells cultured at air-liquid interface. Acta Otolaryngol. 2005;125(1):16-22. [45] YOKOYAMA F, SAKATA Y, OOTANI A, et al. Differentiation of gastric surface mucous cells (GSM06) induced by air-liquid interface is regulated partly through mitogen-activated protein kinase pathway. J Gastroenterol Hepatol. 2007;22(12):2310-2315.  [46] BOCCELLATO F, WOELFFLING S, IMAI-MATSUSHIMA A, et al. Polarised epithelial monolayers of the gastric mucosa reveal insights into mucosal homeostasis and defence against infection. Gut. 2019;68(3):400-413.  [47] HAWKINS FJ, SUZUKI S, BEERMANN ML, et al. Derivation of Airway Basal Stem Cells from Human Pluripotent Stem Cells. Cell Stem Cell. 2021;28(1): 79-95.e8.  [48] TAKASATO M, ER PX, CHIU HS, et al. Generation of kidney organoids from human pluripotent stem cells. Nat Protoc. 2016;11(9):1681-1692.  [49] USUI T, SASAKI K. Study on colorectal cancer using air-liquid interface organoid culture method. Nihon Yakurigaku Zasshi. 2019;154(2):50-55. [50] WAKAMATSU T, OGAWA H, YOSHIDA K, et al. Establishment of Organoids From Human Epithelioid Sarcoma With the Air-Liquid Interface Organoid Cultures. Front Oncol. 2022;12:893592. [51] AO Z, CAI H, HAVERT DJ, et al. One-Stop Microfluidic Assembly of Human Brain Organoids To Model Prenatal Cannabis Exposure. Anal Chem. 2020;92(6):4630-4638. [52] FATIMAH SS, CHUA K, TAN GC, et al. Organotypic culture of human amnion cells in air-liquid interface as a potential substitute for skin regeneration. Cytotherapy. 2013;15(8):1030-1041.  [53] KIM Y, PARK N, RIM YA, et al. Establishment of a complex skin structure via layered co-culture of keratinocytes and fibroblasts derived from induced pluripotent stem cells. Stem Cell Res Ther. 2018;9(1):217.  [54] XU F, WEI Y, TANG Z, et al. Tumorassociated macrophages in lung cancer: Friend or foe? (Review). Mol Med Rep. 2020;22(5):4107-4115.  [55] DART A. Organoid 2.0. Nat Rev Cancer. 2019; 19(3):126-127.  [56] ESSER LK, BRANCHI V, LEONARDELLI S, et al. Cultivation of Clear Cell Renal Cell Carcinoma Patient-Derived Organoids in an Air-Liquid Interface System as a Tool for Studying Individualized Therapy. Front Oncol. 2020;10:1775.  [57] MORTAZ E, ADCOCK IA. Limitation of COPD Studies in Animal Modeling. Tanaffos. 2012;11(3):7-8.  [58] PASPARAKIS M, HAASE I, NESTLE FO. Mechanisms regulating skin immunity and inflammation. Nat Rev Immunol. 2014;14(5):289-301. [59] LACROIX G, KOCH W, RITTER D, et al. Air-Liquid Interface In Vitro Models for Respiratory Toxicology Research: Consensus Workshop and Recommendations. Appl In Vitro Toxicol. 2018;4(2):91-106. [60] UPADHYAY S, PALMBERG L. Air-Liquid Interface: Relevant In Vitro Models for Investigating Air Pollutant-Induced Pulmonary Toxicity. Toxicol Sci. 2018;164(1):21-30.  [61] PERRIN S. Preclinical research: Make mouse studies work. Nature. 2014;507(7493):423-425.  [62] MATSUI T, SHINOZAWA T. Human Organoids for Predictive Toxicology Research and Drug Development. Front Genet. 2021;12:767621. [63] AMATNGALIM GD, RODENBURG LW, AALBERS BL, et al. Measuring cystic fibrosis drug responses in organoids derived from 2D differentiated nasal epithelia. Life Sci Alliance. 2022;5(12):e202101320. [64] SILVA S, BICKER J, FALCÃO A, et al. Air-liquid interface (ALI) impact on different respiratory cell cultures. Eur J Pharm Biopharm. 2023;184:62-82.  [65] USUI T, SAKURAI M, ENJOJI S, et al. Establishment of a Novel Model for Anticancer Drug Resistance in Three-Dimensional Primary Culture of Tumor Microenvironment. Stem Cells Int. 2016;2016:7053872. [66] AUFDERHEIDE M, FÖRSTER C, BESCHAY M, et al. A new computer-controlled air-liquid interface cultivation system for the generation of differentiated cell cultures of the airway epithelium. Exp Toxicol Pathol. 2016;68(1):77-87.  [67] ZSCHEPPANG K, BERG J, HEDTRICH S, et al. Human Pulmonary 3D Models For Translational Research. Biotechnol J. 2018;13(1):1700341.  [68] ESCAFFRE O, BORISEVICH V, VERGARA LA, et al. Characterization of Nipah virus infection in a model of human airway epithelial cells cultured at an air-liquid interface. J Gen Virol. 2016;97(5):1077-1086.  [69] LEE Y, DIZZELL SE, LEUNG V, et al. Effects of Female Sex Hormones on Susceptibility to HSV-2 in Vaginal Cells Grown in Air-Liquid Interface. Viruses. 2016; 8(9):241.  [70] ESCAFFRE O, POPOV V, HAGER E, et al. Characterization of an air-liquid interface primary human vaginal epithelium to study Ebola virus infection and testing of antivirals. Antiviral Res. 2023;211:105551.  [71] STROULIOS G, BROWN T, MORENI G, et al. Apical-out airway organoids as a platform for studying viral infections and screening for antiviral drugs. Sci Rep. 2022;12(1):7673.  [72] RAJAN A, WEAVER AM, ALOISIO GM, et al. The Human Nose Organoid Respiratory Virus Model: an Ex Vivo Human Challenge Model To Study Respiratory Syncytial Virus (RSV) and Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Pathogenesis and Evaluate Therapeutics. mBio. 2021;13(1):e0351121.  [73] SANO E, SUZUKI T, HASHIMOTO R, et al. Cell response analysis in SARS-CoV-2 infected bronchial organoids. Commun Biol. 2022;5(1):516.  [74] ZIEGLER P, TIAN Y, BAI Y, et al. A primary nasopharyngeal three-dimensional air-liquid interface cell culture model of the pseudostratified epithelium reveals differential donor- and cell type-specific susceptibility to Epstein-Barr virus infection. PLoS Pathog. 2021;17(4):e1009041.

[1]	徐灿丽, 何文星, 王玉萍, 巴寅颖, 迟 莉, 王文娟, 王佳佳. 核因子κB激活激酶在自身免疫、信号通路、基因表达、肿瘤防治等领域的研究脉络与趋势[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(在线): 1-11.
[2]	朱小龙, 张 玮, 杨 阳. 椎间盘再生与修复领域研究热点与前沿信息的可视化分析[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(9): 2391-2402.
[3]	温发延, 李 岩, 强天明, 杨 琛, 申林明, 李亚东, 柳永明. 单侧双通道内镜技术治疗腰椎疾病：全球研究现状及变化趋势[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(9): 2380-2390.
[4]	赖 渝, 陈跃平, 章晓云. 生物活性材料治疗骨感染的研究热点与前沿趋势[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 2132-2144.
[5]	吴妍廷, 李 宇, 廖金凤. 氧化镁纳米粒调控成骨与血管生成相关基因表达促进骨缺损愈合[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1885-1895.
[6]	蒋星海, 宋玉林, 李德津, 邵建敏, 徐军志, 刘华凯, 吴应国, 沈岳辉, 冯思诚. 血管内皮生长因子165基因转染骨髓间充质干细胞构建血管化两亲性肽凝胶模块[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(8): 1903-1911.
[7]	胡雄科, 刘少华, 谭 谦, 刘 昆, 朱光辉. 紫草素干预骨髓间充质干细胞改善老年小鼠股骨的微结构[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1609-1615.
[8]	宋浦蓁, 马贺宾, 陈宏广, 章亚东. 骨髓间充质干细胞外泌体联合转化生长因子β1对巨噬细胞的作用[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1616-1623.
[9]	蔡子鸣, 于庆贺, 马鹏飞, 张 鑫, 周龙千, 张崇阳, 林文平. 血红素氧合酶1减轻脂多糖诱导髓核间充质干细胞的炎症反应[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1624-1631.
[10]	袁小霜, 杨 姁, 杨 波, 陈晓旭, 田 婷, 王飞清, 李艳菊, 刘 洋, 杨文秀. 弥漫性大B细胞淋巴瘤细胞条件培养液对人骨髓间充质干细胞增殖、凋亡的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1632-1640.
[11]	李镇宇, 张思明, 柏家祥, 朱 晨. 蛇床子素改善高糖环境下骨髓间充质干细胞的成骨分化功能[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1641-1648.
[12]	韩念荣, 黄异飞, 艾克热木·吾斯曼, 刘岩路, 胡 炜. 高糖微环境中程序性细胞死亡受体1抑制大鼠骨髓间充质干细胞的成骨分化[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1649-1657.
[13]	金东升, 赵张红, 朱子银, 张 森, 孙祖延, 邓 江. 淫羊藿苷缓释微球三维支架对兔骨髓间充质干细胞成骨分化的影响[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1658-1668.
[14]	邹玉莲, 陈朝沛, 黄海霞, 兰玉燕, 刘 敏, 黄 婷. 白藜芦醇在炎症微环境下促进骨髓间充质干细胞的成骨分化[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1669-1678.
[15]	丁一凡, 尹文杰, 张 力, 袁淑娅, 孙国驹, 张乃丽, 赵冬梅, 马丽娜. 脱钙骨基质负载脂肪源性干细胞修复兔桡骨节段性骨缺损[J]. 中国组织工程研究, 2026, 30(7): 1679-1686.

类器官由胚胎干细胞、成体干细胞等经自主分化和三维自组装形成，能够模拟来源器官的形态、功能及遗传特征[1-2]。按组织来源可分为正常组织和肿瘤类器官，分别用于研究器官发育、疾病机制与肿瘤发生[3]，后者在药物筛选上更具优势[4-5]。类器官依赖人工细胞外基质，支持多向分化，有利于基因编辑和高通量筛选[6-7]，但因缺乏血管、免疫细胞等微环境成分，限制了细胞间互作研究，亟需优化培养技术。
气液界面培养作为准确反映生理条件的体外类器官培养模型，通过将细胞接种于胶原包被的渗透膜上，使上层细胞暴露于空气，下层细胞通过膜与培养基交互[8-9]，高度模拟了生理环境下的多系分化、器官结构，在肿瘤学[10]、呼吸系统[11-12]、生殖系统[13]、皮肤病学等领域应用广泛[14]。此模型能够维持成纤维细胞和免疫细胞等基质细胞与上皮细胞的共同生长，促进细胞极化及微环境中细胞间的相互作用[15-16]，并改善类器官培养的缺氧问题[17]。目前，气液界面培养已成为优化类器官模型的重要策略，尤其在黑色素瘤、肾癌及非小细胞肺癌等肿瘤免疫治疗相关的肿瘤微环境研究中展现出显著潜力[18]。
文献计量学运用定量方法分析文献，利用作者、关键词、期刊、国家等数据揭示研究领域的演变趋势[19]，常用VOSviewer及CiteSpace等工具进行分析[22-23]。文章通过对2005-2024年相关文献开展文献计量学分析，系统性评估类器官气液界面培养领域的研究现状，明确核心作者群体，并预测未来发展趋势。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

1.1   资料来源   2025-04-21通过Web of Science核心合集(WoSCC)数据库(https://www.webofscience.com/wos/woscc/basic-search)进行文献检索，引文索引为“Science Citation Index Expanded”。
检索式设定为：(TS=(air-liquid interface) AND TS=(organoids))，时间范围限定为2005-01-01/2024-12-31，初步检索得到133条文献。随后，将文献类型限定为“Article”(研究性论文)和“Review”(综述论文)，并将语言设置为“English”(英语)进行进一步筛选，最终获得127篇文献。
纳入标准：文献类型为研究性论文(Article)或综述(Review)、发表语言为英文、研究主题明确涉及类器官气液界面培养技术且发表时间在2005-01-01/2024-12-31之间的文献。
排除标准：非研究性论文或综述(如会议摘要、社论、信件等)、非英文发表、研究内容与类器官气液界面培养技术无关，以及重复发表或数据不完整的文献。
1.2   方法   将上述127篇文献以纯文本文件的格式导出全记录与引用的参考文献，应用VOSviewer(1.6.20版)、Office 2021和CiteSpace (6.4.1版)软件进行文献计量与可视化分析。
利用VOSviewer软件生成包括国家与机构评价、作者与共被引作者分析、文献共被引分析、关键词共现研究。在VOSviewer软件生成的知识图谱中，节点代表国家、机构、文献或作者等要素，节点大小和颜色分别对应实体数量与类别，节点间连线的粗细则反映合作或共被引强度。
另外将数据导入CiteSpace软件进行双图叠加分析，并运用引文爆发检测功能进行文献分析。设置时间分区为2005年1月至2024年12月，每1年作为一个时间切片；节点类型分别为“Country，Institution，Author，

Reference，Keyword”；关联强度为cosine；节点筛选方式为TopN；聚类方法为Log-likelihood rate(LLR算法)；其他的设置为系统默认。然后分别对国家、机构、作者、文献、关键词进行共现分析，作者以及关键词进行突现分析，期刊进行双图叠加分析。文献的年发文量使用Office软件绘制成图表。

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3.1   结论   气液界面培养类器官具有重要研究价值和广阔应用前景。美国在该领域处于领先地位，斯坦福大学是核心研究机构。国家间及机构间合作密切。总结而言，气液界面培养相较传统类器官培养方法具有三重优势：促进类器官分化的同时实现长期体外扩增；保留免疫细胞和基质细胞，助力免疫微环境重建以及高度模拟体内环境；是目前较为接近生理状态的体外模型。该技术已广泛应用于再生医学、细胞免疫学和药理/毒理学研究的临床转化。尤其在COVID-19疫情期间，气液界面培养类器官在病毒致病机制研究、跨物种传播潜力评估和抗病毒治疗评价中展现出强大的工具价值。综上，气液界面培养类器官是高度优化的生理性类器官模型，值得进一步推广和临床应用。
3.2   应用前景分析
3.2.1   类器官气液界面培养模型展示极性分化   20世纪80年代，学者提出通过将体外细胞培养提升至气液界面培养以增强细胞分化、更真实模拟体内环境的设想[39-40]。此后，气液界面培养法被广泛应用于多种上皮细胞的二维体外培养，包括皮肤[41]、角膜[42]、鼻腔[43]、中耳[44]、胃上皮[45]，旨在构建与空气接触的组织器官体外模型。
除二维培养外，大量研究证实了气液界面培养对类器官极化和分化的关键作用。例如，诱导多能干细胞或成体干细胞可被定向分化为特定类器官[46-47]。TAKASATO等[48]利用该方法从人多能干细胞中培育出了肾脏类器官。该技术还能促进原代培养的组织类器官形成，如气道类器官和胃肠道类器官[49]，甚至能促进传统方法难培养的特化分化组织类器官如上皮样肉瘤和脑类器官的形成[50-51]。由于气液界面培养能引导细胞定向分化，已被应用于再生医学研究。例如，FATIMAH等[52]证实此种培养方法可刺激人羊膜上皮细胞的早期分化，成为皮肤再生的潜在替代方案。2018年，KIM 等[53]报道气液界面培养的皮肤类器官植入小鼠模型后能生成近似天然皮肤的组织，为皮肤再生医学的体内外研究带来重大突破。综上，气液界面培养技术不仅能诱导特定类器官分化，在再生医学领域也展现出重要价值。
3.2.2   免疫微环境的重建   现有类器官培养常缺乏间质细胞、基质细胞、免疫细胞和神经细胞等体内原有组分，这限制了对感染或药物引发的炎症反应的建模，也阻碍了关于干细胞与环境、免疫细胞等相互作用的研究[54]。值得注意的是，肿瘤微环境中的多种细胞类型能显著影响肿瘤治疗效果和预后，但标准肿瘤类器官培养仅能纳入单一免疫细胞，无法模拟肿瘤组织与机体的复杂互作，可能使后续临床应用存在偏差[55]。
NEAL等[28]通过气液界面培养成功重建了患者来源的肺癌、胰腺癌和唾液腺多形性腺瘤的肿瘤微环境。通过添加白细胞介素2，维持了T细胞、B细胞、自然杀伤细胞和巨噬细胞等多种免疫细胞的生长，其中肿瘤浸润淋巴细胞的T细胞受体谱与患者原发肿瘤高度一致，该模型能模拟程序性细胞死亡蛋白1/程序性死亡配体1依赖的免疫检查点系统，为体外模拟患者免疫治疗反应提供平台。此外，ESSER等[56]利用该方法创建了保留肿瘤微环境的肾癌类器官，并应用靶向药物卡博替尼和免疫检查点抑制剂纳武利尤单抗预测药物反应。需注意的是，气液界面培养类器官中的免疫成分仅能短期维持，未来可通过优化白细胞介素2等刺激因子的浓度来延长上皮-免疫细胞互作周期。这些研究表明，气液界面培养类器官在真实模拟免疫微环境方面具有潜力，能显著推动个体化免疫治疗策略发展。
3.2.3   药物筛选与毒性测试   药理学和毒理学研究常采用动物实验进行体外模拟，但人与小鼠/大鼠存在显著差异，亟需能准确反映人类疾病进程的体外模型[57-59]，这对药物风险评估和药效预测尤为关键[60-61]。相较于传统二维细胞培养，类器官能更准确预测药物毒性[62]。气液界面培养类器官因最接近生理状态，已被广泛应用于研究药物转运、吸收及相关分子信号通路[63-64]。例如，USUI等[65]利用气液界面培养患者来源的结直肠癌类器官来评估5-氟尿嘧啶药物敏感性，表明气液界面培养肿瘤类器官可作为研究肿瘤微环境化疗耐药的新模型。
此外，气液界面培养类器官不仅能更准确预测体内结果，还更符合动物实验的3R原则(替代、减少和优化)，解决伦理和成本问题。AUFDERHEIDE等[66]研究证实自动化气液界面类器官培养系统可在保证质量的同时节省人力，特别适合需要大量样本的毒理学研究。尽管优势显著，当前气液界面培养类器官模型缺乏标准化，主要依赖研究机构个体经验[67]。商业化的气液界面培养类器官模型虽批次差异小，可广泛应用于毒理学研究，但不适用于个体化精准治疗，需进一步优化。
3.2.4   病毒侵染宿主细胞的机制   气液界面培养能复现体内组织的细胞组成(包括顶膜、基底膜等结构)，已被用于研究呼吸道[68]、阴道等与空气接触的解剖区域[69-70]，这对理解病原体相关疾病的早期阶段至关重要[71]，相关研究涵盖人呼吸道合胞病毒、SARS-CoV-2[72-73]、艾普斯坦-巴尔病毒(EB病毒)感染呼吸道类器官的机制[74]，以及幽门螺杆菌通过连接蛋白影响胃类器官的机制。
优势与不足：采用文献计量学方法对气液界面培养类器官研究进行系统分析，为学者提供更全面深入的发展脉络和趋势预测；此外，通过运用多种公认文献计量工具确保数据分析的客观性；最后相较于传统综述，文献计量分析更具全面性和科学性，能精准预测未来研究热点。但局限性在于数据仅来源于Web of Science核心合集数据库，可能遗漏其他数据库文献，以及仅纳入英文文献，可能导致非英语论文未被充分反映。
综上所述，通过使用CiteSpace等软件对近20年Web of Science核心合集数据库有关类器官气液界面培养的文献进行了文献计量学与可视化分析，直观地呈现了该领域在这20年中发文量趋势，各国研究竞争、合作以及热点趋势等，为学者快速了解该领域的研究现状提供参考依据。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

文题释义：

类器官：是由干细胞(如胚胎干细胞或成体干细胞)通过自主分化和三维自组装形成的微型器官模型。它们能够模拟来源器官的结构、功能及遗传特征，广泛应用于发育生物学、疾病机制研究、药物筛选、再生医学和个性化医疗等领域。

气液界面培养：是一种体外细胞培养技术，通过将细胞接种于半透膜上，使细胞的顶端暴露于空气，基底面与培养基接触。这种培养方式模拟了体内组织(如呼吸道、皮肤等)的生理环境，不仅能促进细胞极化和功能成熟，还可用于研究病原体感染、药物吸收和毒性测试等关键生物过程。

文献计量学：是一种定量分析学术文献的方法，通过统计和分析文献的作者、关键词、引用关系等数据，揭示研究领域的发展趋势、合作网络和热点方向。常用的工具包括VOSviewer、CiteSpace等，能够生成可视化图谱，帮助研究者快速把握领域全貌。

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近年来，类器官气液界面培养技术因其高度模拟体内微环境的优势，成为生物医学研究的重要工具。当前研究热点集中在3个方面：一是优化类器官分化和功能成熟，尤其在呼吸道和皮肤模型中表现突出；二是构建疾病特异性模型，用于病毒感染、肿瘤微环境及遗传病研究；三是探索类器官在再生医学和药物筛选中的应用。本文通过文献计量学方法系统分析了类器官气液界面培养领域的发展趋势，揭示了美国在研究中占据主导地位，而中国虽发文量增长迅速，但国际合作仍有提升空间。研究利用VOSviewer和CiteSpace等工具，全面梳理了研究热点和未来方向，为该领域的学术研究提供了重要参考。随着技术标准化和自动化的发展，类器官气液界面培养有望在精准医疗和疾病模型构建中发挥更大作用。

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