2.1   实验动物数量分析   36只C57BL/6J小鼠的数据全部纳入结果分析。
2.2   各组小鼠体质量及行为学变化   小鼠在适应性喂养1周后进行分组，正常对照组和造模组初始体质量、抓力以及疲劳转棒停留时间比较均无显著性意义(P > 0.001)。经过12周喂养后，与正常对照组相比，造模组小鼠的体质量增加了20%，见图1A，小鼠血清三酰甘油、总胆固醇、游离脂肪酸水平可见显著性升高(P < 0.001)，见图1B。行为学检测结果显示，造模组小鼠的抓力和疲劳转棒停留时间均显著低于正常对照组(P < 0.001)，以上结果提示高脂饮食诱导的肌少性肥胖小鼠模型建立成功，见图1C，D。
2.3   各组小鼠体质量与脂质水平变化   运动干预结束后，与正常对照组相比，静坐组小鼠体质量、血清三酰甘油(P < 0.05)、总胆固醇(P < 0.001)和游离脂肪酸水平(P < 0.001)显著升高；与静坐组相比，运动组小鼠的体质量、血清三酰甘油(P < 0.05)、总胆固醇(P < 0.001)和游离脂肪酸(P < 0.001)水平显著降低。值得注意的是，与正常对照组相比，静坐组小鼠在血清总胆固醇水平表现出89%的显著性升高，运动组小鼠也观察到了总胆固醇水平的增加，仅为54%，而运动组小鼠总胆固醇水平相比于静坐组小鼠表现出23%的相对降低。这一结果揭示了运动干预对调节胆固醇水平具有潜在的积极影响，但是从各组间的差异幅度来看其影响程度可能有限。此外，油红O染色结果显示，与正常对照组相比，静坐组小鼠骨骼肌出现明显的脂肪浸润，运动可显著减少肌少性肥胖小鼠骨骼肌内脂滴沉积现象，见图2。
2.4   各组小鼠后肢小腿肌群体积变化   MRI扫描显示，静坐组相较于正常对照组小鼠后肢小腿肌群的肌肉形态和结构均发生了显著变化，具体表现为肌肉体积显著缩减(P < 0.05)。运动训练干预8周后，运动组相较于静坐组小鼠后肢小腿肌群的肌肉形态和组织结构得以改善，后肢肌肉体积显著增加(P < 0.001)，见图3。
2.5   各组小鼠抓力和疲劳转棒停留时间   小鼠抓力测试仪结果显示，静坐组小鼠抓力显著低于正常对照组(P < 0.01)，而运动干预后小鼠抓力显著升高(P < 0.01)。此外，在疲劳转棒测试中，静坐组小鼠的停留时间相较于正常对照组显著缩短(P < 0.001)，运动干预后小鼠的停留时间显著延长(P < 0.01)，见图4。
2.6   各组小鼠骨骼肌肌纤维横截面积变化   苏木精-伊红染色表明，静坐组小鼠骨骼肌肌纤维横截面积明显小于正常对照组(P < 0.05)，组织结构呈现不规则，肌纤维间排列较为稀疏，且肌肉纤维内部存在许多空隙。与静坐组相比，运动组小鼠的肌纤维横截面积显著增加(P < 0.01)，肌纤维间的空隙减少，纤维内部的空洞变小，肌细胞构造趋于完整，见图5。
2.7   各组小鼠肌萎缩标志基因表达变化   Atrogin-1和Murf-1是两种E3泛素化连接酶，肌萎缩过程中促进肌细胞蛋白质的分解。RT-qPCR检测结果显示，与正常对照组相比，静坐组小鼠骨骼肌Atrogin-1和Murf-1 mRNA表达水平显著上调(P < 0.05)。与静坐组相比，运动组小鼠骨骼肌Atrogin-1和Murf-1 mRNA表达水平均显著下调(P < 0.01，P < 0.05)，见图6。
2.8   各组小鼠能量代谢相关基因表达变化   在正常生理状态下，脂肪酸的吸收、分解和合成呈现动态平衡从而避免了细胞内脂质的堆积。与正常对照组相比，静坐组小鼠骨骼肌中脂肪酸代谢相关的转录因子Pparα和Pgc-1α mRNA表达水平显著下调(P < 0.05)，而运动干预后Pparα和Pgc-1α mRNA表达水平显著上调(P < 0.05)。此外，与正常对照组相比，静坐组小鼠骨骼肌中β脂肪酸氧化通路相关基因Cpt1β(P < 0.01)，Acox1(P < 0.01)和Acox3(P < 0.05) mRNA表达水平均显著下调，而运动干预后Cpt1β、Acox1和Acox3的mRNA表达水平显著上调(P < 0.01)。与正常对照组相比，静坐组小鼠骨骼肌中脂质合成相关基因Srebp1c和Fasn mRNA表达水平显著上调(P < 0.05)，Arf1和Plin3 mRNA表达水平则降低(P < 0.05)。运动干预有效地逆转了这些基因的表达变化(P < 0.05)，见图7。由此可见，运动干预能显著下调骨骼肌内脂肪酸合成关键基因表达，同时上调脂肪酸氧化基因表达，这一双向调节不仅抑制了脂肪酸的合成过程，还加速了其在体内的分解过程，从而优化了能量代谢途径并提高了脂肪的氧化利用率。以上结果表明运动对于调节骨骼肌中脂质代谢平衡具有重要作用。

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伴随现代社会饮食模式的转变和普遍的久坐环境，肥胖症已成为全球性的重大公共卫生问题之一。肥胖不仅本身构成健康风险，还与多种慢性代谢性疾病的发病密切相关，其中包括肌少性肥胖[1-2]。预计未来35年内，全球将有一两亿人会受到肌少性肥胖病症的影响[3]。肌少性肥胖的概念最早由BAUMGARTNER于2000年提出，主要表现为骨骼肌质量和力量减少、功能减退及肥胖等特点[4]。由于肥胖和肌少症之间的相互作用，与仅存在肥胖或肌少症相比，两者共存时会协同提高代谢性疾病、跌倒骨折、认知障碍等风险，所以肌少性肥胖的临床关注度越来越高[5-6]。
肌少性肥胖的发病机制十分复杂且存在多因素作用，包括脂质代谢异常、线粒体功能障碍、慢性炎症损伤以及肌肉萎缩发生[7]。骨骼肌作为人体最大的代谢器官，其功能障碍是肥胖、糖尿病和肌少性肥胖等代谢性疾病的诱发因素[8]。骨骼肌内脂肪含量增多和高游离脂肪酸水平会使得骨骼肌系统内能量代谢稳态失衡，引起骨骼肌质量下降及肌萎缩的发生；而肌细胞的受损可能导致身体运动功能下降及能量消耗减少，进一步促进体质量增加和肥胖，从而形成病理循环[9-10]。另有研究表明，肌细胞中脂质过量积累可能会使得线粒体数量减少及功能受损[11]，引起持续的慢性炎症[12]，加剧肌肉质量及力量下降[13]。综上所述，脂质代谢障碍是触发肌少性肥胖病理过程的初始因素，其引发的体内脂肪异常积累对肌肉质量和功能产生负面影响，形成肌少性肥胖的特征。因此，在制定针对肌少性肥胖的预防和干预措施时，识别并干预病理性代谢循环的起始驱动因素，是实现疾病管理策略突破的核心环节。
目前，饮食干预与体育活动相结合的方式是治疗肌少性肥胖的基石。在实施能量限制的同时，保证充足的优质蛋白质和必需微量营养素的摄入，并结合规律的体育训练，是有效改善肌少性肥胖及相关慢性疾病的综合干预策略[14]。值得关注的是，有氧运动有助于减少脂肪沉积及提高骨骼肌代谢率，促进体质量减轻和肌内脂肪量减少，对维持健康体质量和预防肌少性肥胖等代谢性疾病具有重要意义，已被推荐为对抗肌少性肥胖发生发展的有效方式[15]。尽管有氧运动对肌少性肥胖患者具有积极作用，但从骨骼肌整体能量代谢网络变化的角度观察有氧运动控制肥胖并延缓肌肉丢失的研究目前尚未见报道。
实验从肌肉质量、肌纤维横截面积、肌萎缩生物标志物基因表达、肌肉内脂质沉积以及脂质代谢调节因子表达等多个维度，全面探究为期8周的有氧运动对高脂饮食诱导的肌少性肥胖小鼠模型的改善效果。深入研究骨骼肌能量代谢网络的广泛变化，对于揭示肌少性肥胖的分子发病机制至关重要。与此同时，还能够为肌少性肥胖及其他代谢性疾病的早期诊断、预防性干预以及治疗策略的开发提供潜在的分子靶标。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

1.1   设计   随机对照动物实验，数据分析采用单因素方差分析。
1.2   时间及地点   实验于2023年3月至2024年1月在福建中医药大学实验室完成。
1.3   材料
1.3.1   实验动物   选取36只健康5周龄雄性C57BL/6J品系小鼠，均为SPF级，体质量(19.6±1.1) g，购于北京华埠康生物科技股份有限公司，实验动物生产许可证号：SCXK(京)2019-0008。饲养于福建中医药大学实验动物中心SPF级房间，实验动物使用许可证号：SYXK (闽)2023-0004，温度(22±2) ℃，湿度(50±5)%，12 h/12 h昼夜循环照明，自由饮水进食，1周后进行干预。
实验方案经福建中医药大学动物实验伦理委员会批准，审批号为FJTCM IACUC 2023208。实验过程遵循了国际兽医学编辑协会《关于动物伦理与福利的作者指南共识》和本地及国家法规。实验动物在麻醉下进行所有的手术，并最大限度地减少其疼痛、痛苦和死亡。
1.3.2   饲料和主要试剂   普通饲料(H10010，脂肪成分占10%)和高脂饲料(H10060，脂肪成分占60%)均来自北京华阜康生物科技股份有限公司；BCA定量试剂盒(23225，美国ThermoFisher公司)；苏木精-伊红染色试剂盒和油红O染色试剂盒(北京索莱宝科技有限公司)；RNA提取试剂和SYBR qPCR Master Mix(南京诺唯赞生物科技有限公司)；三酰甘油检测试剂盒(A110-1-1)和总胆固醇检测试剂盒(A111-1-1)(南京建成生物工程研究所)；游离脂肪酸检测试剂盒(ab65341，美国Abcam公司)。
1.3.3   主要仪器   小型动物跑步机和大小鼠握力测试设备(上海欣软信息科技有限公司提供)；7T小型动物磁共振成像设备(德国Bruker公司)；切片机和正置荧光显微镜(上海徕卡仪器有限公司)；全自动酶标分析仪(美国Bio-Tek公司)；高速冷冻离心机(德国Eppendorf公司)；实时荧光定量检测系统和化学发光成像设备(美国Bio-Rad公司)；疲劳转棒测试装置(美国Med Associates公司)。
1.4   实验方法   
1.4.1   实验造模及干预   采用随机数字表法将36只C57BL/6J小鼠分为正常对照组(饲喂普通饲料；12只)和造模组(饲喂高脂饲料；24只)，分别喂养12周后，称量各组小鼠体质量并进行运动行为学检测。若造模组小鼠的体质量比正常对照组增加20%，且小鼠抓力和疲劳转棒停留时间测试中的表现明显低于对照组，则表明已成功构建肌少性肥胖小鼠模型[16-17]。具体来说，模型小鼠体质量显著高于正常对照组为肥胖，而抓力的显著下降则为肌力减少症状，两者并存为肌少性肥胖。随后，采用随机数字表法将24只造模组小鼠分为静坐组(12只)和运动组(12只)。其中，静坐组小鼠继续接受高脂饮食喂养8周，而运动组小鼠在维持高脂饮食的同时，还进行8周的跑台运动训练。
有氧运动采用跑台训练，跑台坡度设置为0°，每周5 d，每天1次，共8周。运动开始前先进行1周的适应期训练：第1-3天10 m/min×30 min，第4天12 m/min×30 min，第5天14 m/min×30 min，共5 d。随后进行7周中等强度的运动训练：前3周每周增加2 m/min(即第1周10 m/min×60 min，第2周12 m/min×60 min，第3周14 m/min×60 min)，后4周保持16 m/min，每天运动60 min，相当于60%最大摄氧量[18]。
1.4.2   行为学观察   每天观察小鼠生活、活动情况和精神状态，每周称体质量。
1.4.3   后肢小腿肌群体积检测   所有干预结束后，每组随机取6只小鼠接受异氟烷诱导麻醉之后，安置于MRI扫描台。通过异氟烷与氧气的混合供应，保持小鼠处于麻醉状态，并同步监控体温、血氧水平和呼吸频率，以保障生理条件的恒定。随后，执行T2加权成像和弥散张量成像扫描，设置包括17 ms回声时间和2 000 ms重复时间。采集到的原始图像数据通过特定的数据处理平台进行分析，以计算小鼠后肢小腿肌群肌肉体积。
1.4.4   抓力测试   在完成小鼠后肢肌肉MRI扫描后进行抓力测试。测定灯亮起来之后，将小鼠放置在测力板上，轻轻拽动小鼠的尾巴使其向后移动，直至小鼠牢固抓住测力板。然后，以均匀的力量向后拉动，直到小鼠放开爪子，此时抓力测定仪上显示最大拉力数值。每只小鼠测试10次，计算平均值。
1.4.5   疲劳转棒停留时间测试   小鼠完成抓力测试后次日进行疲劳转棒停留时间测试，以进一步评估运动耐力和协调能力。将小鼠放置在旋转的疲劳转棒测试装置中，若小鼠从转棒上掉落，托盘随之落下且仪器自动停止计时。注意留意轻体质量和掉落在托盘后方的小鼠而导致仪器无法自动停止计时，需仔细观察并立刻记录小鼠掉落时仪器显示的时间。转棒仪的速度设为35 r/min，正式测试前小鼠需要学习并适应3-5 min，随后进行3次正式测试，每次间隔40 min以上，计算平均值。
1.4.6   样本收集   所有训练和测试结束后24 h，异氟烷吸入式麻醉处理小鼠，并在眼眶取血后迅速断头处死。采集的血液在室温静置大约1 h，2 500 r/min离心30 min，收集上清液并保存于-80 ℃。采集的腓肠肌，一部分组织置于固定液中，用于后续的形态学评估和脂质染色分析；另一部分组织吸干表面水分后迅速浸入液氮中速冻，随后转移至-80 ℃保存。
1.4.7   血脂代谢分析   按试剂盒说明书操作，采用全自动酶标分析仪检测血清中三酰甘油、总胆固醇和游离脂肪酸水平。
1.4.8   小鼠腓肠肌脂质沉积检测   取各组小鼠腓肠肌于40 g/L多聚甲醛溶液中固定24 h，经梯度蔗糖溶液脱水、冰冻包埋后切片，切片厚度为6 μm。使用油红O染色标记脂质：将组织切片在60%异丙醇中浸洗2 min，然后将切片置于油红O工作液染色2-5 min。染色完成后，使用60%异丙醇进行快速调色，随即用蒸馏水冲洗。接着，切片在苏木精中复染30 s，用盐酸乙醇分化1-5 s。最后，通过流水冲洗实现返蓝后，使用甘油明胶封固，光学显微镜下观察并拍照。
1.4.9   小鼠肌肉纤维横截面积检测   取各组小鼠腓肠肌于40 g/L多聚甲醛溶液中固定48 h，梯度乙醇脱水、二甲苯透明化、石蜡包埋后切片，切片厚度为5 μm，进行苏木精-伊红染色：首先将组织切片在苏木精中染色5 min，用蒸馏水轻柔冲洗10 min，随后将切片经酸性分化液分化20 s后水洗10 min，伊红染色2 min后水洗10 min。使用从低到高不同体积分数的乙醇依次脱水，每次2 min，用二甲苯进行透明化处理2次，每次2 min。最后，将切片置于通风处风干，再用中性树脂封固，光学显微镜下观察并拍照。利用Image J软件来测量肌纤维的横截面面积。
1.4.10   小鼠腓肠肌组织中相关基因水平检测   从小鼠腓肠肌组织中提取mRNA，在热循环仪中进行42 ℃反应2 min，随后加入反转录试剂，混匀后55 ℃反应15 min，85 ℃反应5 s将其反转录成cDNA，然后进行PCR扩增，设置预变性步骤为95 ℃持续30 s，退火步骤为60 ℃持续15 s，延伸步骤为72 ℃持续30 s，总共进行45个循环。以β-actin基因为参照标准，利用2-ΔΔCt方法来计算目标基因相对于内参基因的表达水平，具体的引物序列信息见表1。
1.5   主要观察指标   ①各组小鼠体质量、抓握力、疲劳转棒停留时间、后肢小腿肌肉群体积；②各组小鼠血清三酰甘油、总胆固醇、游离脂肪酸水平；③各组小鼠腓肠肌油红O染色、苏木精-伊红染色结果；④各组小鼠腓肠肌中萎缩素1(Atrogin-1)、肌肉环指蛋白1(Murf-1)、过氧化物酶体增殖物激活受体α (peroxisome proliferator-activated receptor gamma，Pparα)、过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferator-activated receptor gamma，Pparγ)、过氧化物酶体增殖物激活受体β/δ (peroxisome proliferator- activated receptor delta，Pparβ/δ)、过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活因子1α(peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1-alpha，Pgc-1α)、过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活因子1β(peroxisome proliferator-
activated receptor gamma coactivator 1-beta，Pgc-1β)、肉碱棕榈酰转移酶1α (carnitine palmitoyltransferase 1A，



Cpt1α)、肉碱棕榈酰转移酶1β (carnitine palmitoyltransferase 1B，Cpt1β)、脂肪酸结合蛋白3(fatty acid binding protein 3，Fabp3)、酰基辅酶A氧化酶1(acyl-CoA oxidase 1，Acox1)、酰基辅酶A氧化酶3(acyl-CoA oxidase 3，Acox3)、CD36蛋白(cluster of differentiation 36，Cd36)、甾醇调节元件结合蛋白1c (sterol regulatory element-binding transcription factor 1，Srebp1c)、乙酰辅酶A羧化酶β (acetyl-CoA carboxylase beta，Acacb)、脂肪酸合成酶(fatty acid synthase，Fasn)、硬脂酰辅酶A去饱和酶1 (stearoyl-CoA desaturase 1，Scd1)、脂肪甘油三酯酶(adipose triglyceride lipase，Atgl)、脂肪分化相关蛋白4 (fatty acid binding protein 4，FABP4)、ADP核糖基化因子1(ADP-ribosylation factor 1，Arf1)、ADP核糖基化因子相关蛋白1 (ADP-ribosylation factor related protein 1，Arfrp1)、脂肪酸结合蛋白B4 (fatty acid binding protein B4，Fapb4)、脂滴蛋白1 (Perilipin 1，Plin1)、脂滴蛋白2 (Perilipin 2，Plin2)、脂滴蛋白3 (Perilipin 3，Plin3)、脂滴蛋白4(Perilipin 4，Plin4)、脂滴蛋白5 (Perilipin 5，Plin5) mRNA水平。
1.6   统计学分析   通过Graphpad Prism 8.0软件进行数据分析。实验结果以x±s表示，多组间比较采用单因素方差分析，两组间比较采用LSD-t检验。P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法已经福建中医药大学生物统计学专家审核。

3.1   有氧运动对肌少性肥胖小鼠脂质代谢指标的影响   随着全球肥胖人群数量不断增加，肌肉力量下降与体内脂肪过量蓄积相结合的肌少性肥胖正迅速成为全球公共卫生面临的一个严峻挑战[19]。目前，已有众多研究文献证实了有氧运动对肥胖和肌肉减少的老年人群体的积极影响。然而，对于同时患有肥胖和肌肉减少症状的患者，目前的相关研究仍然相当有限。值得关注的是，有氧运动刺激肌少性肥胖患者整体肌肉能量代谢网络的研究仍不明晰。此次实验采用高脂饮食(60%脂肪)喂养12周后，小鼠体质量显著增加20%，运动行为学结果显示小鼠抓力和疲劳转棒停留时间均出现显著下降，表明肌少性肥胖小鼠模型成功建立。
现代人普遍存在的代谢性能量过剩现象也是导致内脏脂肪异常积累并触发肌少性肥胖的重要诱因之一。在机体内，细胞通常以三酰甘油和胆固醇酯的形式储存多余的脂质[20]。在该研究中，高脂饮食引起的肌少性肥胖模型小鼠存在明显的脂代谢障碍，表现为三酰甘油、胆固醇和游离脂肪酸水平显著升高，骨骼肌内脂质异常沉积；而有氧运动干预可以有效改善肌少性肥胖小鼠的脂代谢紊乱。油红O染色结果也表明，模型组小鼠骨骼肌组织相较于正常对照组出现显著的脂肪浸润现象，运动干预后小鼠脂肪浸润有明显减轻。以上结果提示肌少性肥胖小鼠骨骼肌组织出现了明显的脂质代谢紊乱，而运动训练能够有效减少脂质异常蓄积并调节血脂水平。这一发现与既往研究结果一致[21-22]。
3.2   有氧运动对肌少性肥胖小鼠后肢小腿肌群肌肉体积及骨骼肌质量和力量的影响   肌少性肥胖典型的特征表现是脂肪蓄积、肌量减少和肌力下降。肌间脂肪的过度积累及脂肪浸润将导致肌肉组织质量下降，进而影响肌肉的修复及功能，是肌肉退变的表现[23-24]。MRI技术已成为公认的评估肌肉质量和脂肪组织变化的金标准，有助于筛查和诊断肌少性肥胖的发展进程[25]。8周有氧运动后，MRI检测可见肌少性肥胖小鼠后肢肌肉形态和结构发生变化，小腿肌群肌肉体积增加；而运动行为学结果表明肌少性肥胖小鼠四肢肌肉力量明显提升，耐力和平衡能力均得到显著改善。骨骼肌苏木精-伊红染色结果发现，运动训练后的肌少性肥胖小鼠肌纤维间隙变小、肌细胞之间排列紧密有序，细胞结构趋于完整。上述研究结果显示，高脂饮食引起的肌少性肥胖病理情况下骨骼肌结构及功能都明显受到损害，而8周有氧运动能够显著改善脂肪过剩所累及的骨骼肌损伤，有利于骨骼肌重塑。
在基因水平上，Atrogin-1和Murf-1作为肌肉蛋白降解过程中的两个核心调节分子，在肌肉萎缩的病理发生中起着至关重要的作用[26]。Atrogin-1是E3泛素连接酶家族的一员，其关键功能在于特异性识别并标记蛋白质，触发其通过泛素-蛋白酶体途径的降解，进而在肌肉蛋白的分解代谢中发挥核心作用。同样地，Murf-1也属于E3泛素蛋白连接酶，其主要功能是促进与肌肉结构和功能紧密相关的蛋白质泛素化及随后的降解过程。Atrogin-1与Murf-1的表达和活性受到包括运动、营养和慢性疾病等多种生理和病理性因素的调控[27-28]。有研究报道，肥胖状态下小鼠骨骼肌中Atrogin-1和Murf-1的蛋白表达水平上调，加剧了骨骼肌的萎缩过程[29]。实验结果提示，在长期高脂饮食处理的肌少性肥胖小鼠模型中，骨骼肌组织内Atrogin-1和Murf-1的mRNA表达水平显著高于正常对照组，而经过运动干预后这2个基因的表达量均出现显著下调，这与小鼠后肢小腿肌群MRI扫描、骨骼肌的苏木精-伊红染色结果呈现出高度一致性。这些发现共同揭示了肌少性肥胖小鼠模型中显著的肌肉萎缩特征，而经过运动干预后，Atrogin-1和Murf-1基因表达显著下调，与肌肉萎缩的逆转现象相吻合。由此可见，有氧运动干预可能通过抑制肌肉蛋白降解途径，促进肌肉质量和功能的恢复，从而对抗肌少性肥胖引起的肌肉萎缩。
3.3   有氧运动对肌少性肥胖小鼠骨骼肌能量代谢网络及其相关分子的影响   大量研究已经证实了骨骼肌脂肪积累是直接导致肌少性肥胖患者肌肉能力和功能下降的重要原因[30-31]。一方面，骨骼肌内脂肪异常沉积会引起线粒体功能下降，限制提供给肌肉细胞的能量，导致肌肉纤维的质量和功能受损；另一方面，肌肉质量下降，进一步加剧肌肉萎缩和脂肪沉积[32]。Pparα是配体激活的核转录因子超家族的一员，在外源性或内源性配体的激活下，发挥着调控脂肪细胞分化与成熟以及调节机体能量代谢平衡的重要作用[33-34]。Pparα具有广泛的调控作用，其影响范围涵盖了脂肪酸的转运机制和β氧化途径中的关键酶类。Pgc-1α作为转录共激活因子，能够增强Pparα的活性，共同参与脂肪酸摄取、脂质合成、脂蛋白与胆固醇代谢等过程[35]。此次实验结果表明，高脂饮食喂养的肌少性肥胖小鼠骨骼肌组织中Pparα和Pgc-1α表达量降低，而有氧运动能够控制骨骼肌脂肪酸氧化的Pparα及共激活因子Pgc-1α的表达，进而降低骨骼肌脂肪组织堆积。
体内脂肪酸主要通过脂肪酸β氧化清除，这种清除机制发生障碍会使肌内游离脂肪酸积聚和脂肪生成增加，损害骨骼肌结构和功能，可见脂肪酸的β氧化过程是维持骨骼肌结构完整性和功能效能的关键性能量代谢途径之一。细胞内三酰甘油在脂肪酸酶和胞膜磷脂经磷脂酶的催化下产生脂肪酸，经CPT1和CPT2介导的肉碱穿梭机制，转化为酰基辅酶A形式，进而被转运至线粒体基质，继之经历β氧化过程，经连续的脱氢、氧化等反应最终转化为乙酰辅酶A进入三羧酸循环[36]。通过对脂肪酸β氧化通路相关基因表达量的检测发现，肌少性肥胖小鼠骨骼肌内Cpt1β、Acox1和Acox3的基因表达水平明显减少，而8周运动干预后这些基因表达显著增加。
Cpt1β是一种在脂肪酸β-氧化过程中发挥关键作用的酶，它对整个脂肪酸的氧化过程具有显著的调节功能[37]。研究表明，Cpt1β的表达与体内脂肪的积累紧密相连，其表达水平的增加有助于促进脂肪酸的分解，从而减少体内脂肪的积累[38-39]。Acox1和Acox3也是在脂肪酸β-氧化中起关键作用的酶，它们作为内源性配体，能够激活Pparα并促进其调控脂肪酸氧化代谢过程[40]。已有研究指出，Acox1缺失会导致小鼠体内长链和极长链脂肪酸显著积累[41]。令人欣喜的是，有氧跑台运动干预后肌少性肥胖小鼠骨骼肌内Cpt1β、Acox1和Acox3表达量显著上调，表明脂肪酸β氧化功能被激活，从而肌细胞脂肪变性得以改善。因此，激活脂肪酸β氧化体系中的关键酶Cpt1β、Acox1和Acox3可能是清除肌内过剩脂肪酸、加速脂质消耗的重要环节。
在正常骨骼肌组织中，脂肪酸的代谢途径包含脂肪酸的生物合成、摄取、氧化及衍生等关键环节，这些环节协同作用确保了骨骼肌细胞能够高效地将脂肪酸转化为能量，同时保障了细胞内环境的稳定性和多种生物活性分子的合成与维持[21]。在高脂饮食引起的骨骼肌纤维化的病理状态下，脂肪酸会出现异常代谢，导致脂肪酸组分发生显著改变并引起细胞功能紊乱。实验结果显示，肌少性肥胖小鼠骨骼肌中脂肪酸合成酶Srebp1c和Fasn表达量显著增加，运动后这2个基因表达水平出现明显降低。这与先前高脂饮食诱导的肥胖模型结果一致，Srebp1c和Fasn表达上调，诱导了肌肉脂质积累[42]。实验结果发现，肌少性肥胖小鼠骨骼肌Arf1和Plin3的基因表达量相较于正常对照组出现显著减少，有氧运动可逆转这一水平。其中，Arf1被报道可协调细胞内脂肪酸的储存和利用，影响能量产生和代谢平衡[43]。脂滴相关蛋白Plin3能够参与调节脂解酶的活性，从而影响脂肪酸的释放和水解[44]。以上结果提示，在有氧运动过程中，脂肪酸代谢通路中的Srebp1c、Fasn、Arf1和Plin3都不同程度地参与了骨骼肌脂质代谢重塑的发生发展，从而改善了高脂饮食诱导的肌少性肥胖小鼠的肌肉质量及运动功能。
综上所述，有氧运动能够有效抑制脂肪酸合成途径中的关键限速酶，从而降低脂肪酸的合成速率；与此同时，有氧运动促进了脂肪酸β氧化途径中的核心基因，增强了脂肪酸的氧化分解能力。这种代谢途径的正向调节使得异常脂质积累得到有效缓解，表现为肌肉组织内脂滴数量减少以及血清中脂质代谢水平降低。这些研究结果深入揭示了有氧运动在调节脂质代谢过程中的关键作用，不仅优化了能量代谢效率，还有助于减少异常的脂质沉积，为运动干预改善肌少性肥胖提供了坚实的科学基础。
3.4   结论   此次实验结果提示，8周有氧运动通过减少骨骼肌脂质的合成率、促进脂质分解、减少肌肉脂质沉积及缓解肌萎缩进程，从而增加高脂饮食诱导的肌少性肥胖小鼠肌肉质量和力量。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

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肌少性肥胖是一种肥胖与肌少症共存的病理状态，导致体质量增加和肌肉量减少，进而降低运动能力，加剧肥胖症状，从而形成代谢紊乱恶性循环，严重影响患者的生活质量。运动干预是肌少性肥胖治疗的关键康复策略，但运动如何影响骨骼肌细胞的能量代谢过程仍有待深入探究。本研究旨在深入分析有氧运动对肌少性肥胖模型小鼠骨骼肌重塑作用及其能量代谢通路适应性变化的影响。结果发现，持续8周的有氧运动显著促进了脂质代谢的改善，同时增强了肌肉质量和肌力，这与调节能量代谢途径、提升脂肪酸利用率密切相关。本研究聚焦于能量代谢的全局性调节，为深入解析肌少性肥胖的病理生理机制及制定有效的干预策略提供了科学依据。

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