1.1 设计 体外细胞学实验,多组间数据比较采用单因素方差分析,组间比较采用Tukey检验。
1.2 时间及地点 实验于2021年1月至2022年6月在广西重点实验室口腔颌面修复与重建研究实验室完成。
1.3 材料
1.3.1 实验动物 5周龄SPF级雄性C57BL/6小鼠40只,体质量16-20 g,由广西医科大学实验动物中心提供 (许可证号:SCXK桂2020-0003),所有实验方案均通过广西医科大学实验动物伦理委员会的审核批准,批准号:2020-0019。实验过程遵循了国际兽医学编辑协会《关于动物伦理与福利的作者指南共识》和本地及国家法规。
1.3.2 实验材料、试剂及仪器 高脂饲料(北京博爱港生物技术有限公司);链脲佐菌素、牛血清白蛋白、地塞米松、碱性磷酸酶染色试剂盒、茜素红染液(北京索莱宝科技有限公司);胎牛血清(Cyagen,美国);低糖和高糖DMEM、青霉素/链霉素混合液(Gibco,美国);柠檬酸、柠檬酸钠、罗汉果苷Ⅴ、抗坏血酸、β-甘油磷酸钠(上海麦克林生化科技有限公司);巨噬细胞集落刺激因子(北京义翘神州科技股份有限公司);脂多糖(Eppendorf,德国);CCK-8试剂盒、40 g/L多聚甲醛(兰杰柯科技有限公司);反转录试剂盒(TaKaRa,日本);2×Real Star Fast SYBR qPCR Mix试剂盒(北京康润诚业生物科技有限公司);酶联免疫吸附测定试剂盒(武汉博士德生物工程有限公司);碱性磷酸酶定量试剂盒(南京建成生物科技有限公司);氯代十六烷基吡啶一水合物(上海阿拉丁生化科技有限公司);TrizoI (Thermo Scientific,美国)。SW-CJ-1FD型超净工作台(中国安泰空气技术有限公司);CO2细胞培养箱、多功能细胞计数仪、Quantstudio5型实时荧光定量PCR (quantitative real-time polymerase chain reaction,qRT-PCR)仪(Thermo Scientific,美国);5810R型高速冷冻多用途离心机(Eppendorf,德国);Infinite 200 Pro多功能微孔板(Tecan,瑞士);FACSAria II型流式细胞仪(BD Biosciences公司,美国);微量电子天平(OHAUS公司,美国)。
1.4 实验方法
1.4.1 建立糖尿病小鼠模型 用随机数表法将40只C57BL/6小鼠分为2组,糖尿病组和正常对照组各20只。糖尿病组高脂饲料喂养3周后,禁食不禁水12 h,连续2 d腹腔注射1%链脲佐菌素缓冲液(80 mg/kg)。正常对照组注射等剂量柠檬酸-柠檬酸钠缓冲溶液。7 d后禁食不禁水8 h,尾静脉采血,测量空腹血糖,连续3周均大于16.7 mmol/L视为造模成功可用于后续实验[14]。
1.4.2 细胞的分离和培养 参照之前的研究方法分离小鼠BMDMs[15]、BMSCs[16]。对于BMDMs,将正常小鼠和糖尿病小鼠的骨髓细胞分别培养在含有20 ng/mL巨噬细胞集落刺激因子、体积分数10%胎牛血清、1%青霉素/链霉素的低糖DMEM (含5.5 mmol/L葡萄糖)或高糖DMEM (含25 mmol/L葡萄糖)中,置于37 ℃、体积分数5% CO2的环境,每两三天换液1次,诱导7 d后获得BMDMs,流式细胞术检测M0型BMDMs表面标志物CD11b和F4/80的表达。将BMDMs以4×105个/孔的密度接种于6孔板中,加入1 μg/mL脂多糖和60 ng/mL干扰素γ刺激诱导24 h,流式细胞术检测M1型BMDMs表面标志物CD86和F4/80的表达。
对于BMSCs,将正常小鼠和糖尿病小鼠的骨髓细胞培养在含有体积分数10%胎牛血清、1% 青霉素/链霉素的低糖DMEM中,置于37 ℃、体积分数5% CO2的环境,每两三天换液1次,细胞长至约80%时,以1∶2的比例进行传代,取第3代BMSCs用于后续实验。
1.4.3 CCK-8实验 将正常组和糖尿病组小鼠M0和M1型BMDMs以8×103个/孔接种于96孔板,每组设5个复孔,加入含不同浓度(0,20,40,80,160,320,640,1 280 μmol/L)罗汉果苷Ⅴ的低糖DMEM或高糖DMEM处理24 h,去除培养基,加入10 μL CCK-8试剂和90 μL低糖DMEM或高糖DMEM,37 ℃培养箱继续孵育4 h,酶标仪测定450 nm波长吸光度值。
1.4.4 细胞分组与处理
(1) BMDMs干预:在M0型BMDMs被脂多糖+干扰素γ诱导为M1型BMDMs的过程中使用罗汉果苷Ⅴ干预,炎症对照组BMDMs从正常小鼠中提取,其余各组BMDMs均从糖尿病小鼠中提取,详细分组如下:①低糖炎症对照组,使用低糖DMEM培养;②高糖炎症对照组,使用高糖DMEM培养;③高糖炎症+160罗汉果苷Ⅴ组,使用含160 μmol/L 罗汉果苷Ⅴ的高糖DMEM培养;④高糖炎症+320罗汉果苷Ⅴ组,使用含320 μmol/L罗汉果苷Ⅴ的高糖DMEM培养;⑤高糖炎症+640罗汉果苷Ⅴ组,使用含640 μmol/L罗汉果苷Ⅴ的高糖DMEM培养。干预24 h后,流式细胞术检测F4/80+CD86+细胞比例,qRT-PCR检测细胞中诱导型一氧化氮合酶、白细胞介素1β、白细胞介素6 mRNA表达,ELISA检测细胞上清液中肿瘤坏死因子α的分泌水平。
(2) BMSCs条件培养:将第3代BMSCs以1×105个/孔接种于6孔板中,待细胞贴壁并长至融合70%以上,参照之前的文献配置成骨诱导液[17],使用低糖或高糖成骨诱导液诱导BMSCs成骨分化的同时,对BMSCs进行条件培养。分组如下:①低糖成骨组,使用低糖成骨诱导液培养;②低糖炎症成骨组,使用低糖成骨诱导液+低糖炎症对照组BMDMs上清液培养;③低糖炎症成骨+罗汉果苷Ⅴ组,使用低糖成骨诱导液+320 μmol/L罗汉果苷Ⅴ干预后的低糖炎症对照组BMDMs上清液培养;④高糖成骨组,使用高糖成骨诱导液培养;⑤高糖炎症成骨组,使用高糖成骨诱导液+高糖炎症对照组BMDMs上清液培
养;⑥高糖炎症成骨+罗汉果苷Ⅴ组,使用高糖成骨诱导液+320 μmol/L罗汉果苷Ⅴ干预后的高糖炎症对照组BMDMs上清液培养。诱导14 d后,qRT-PCR检测成骨相关基因碱性磷酸酶、Runt相关因子2、骨钙素、骨桥蛋白mRNA的相对表达量;诱导21 d后,进行茜素红染色及定量分析。
1.4.5 流式细胞术 细胞悬液使用含0.1%牛血清白蛋白的PBS重悬离心洗涤后,PBS重悬细胞至每管4×105个,加入PE标记的CD11b和APC标记的F4/80或者FITC标记的CD86和APC标记的F4/80,避光4 ℃条件下孵育30 min,用含0.1%牛血清白蛋白的PBS洗涤重悬,300目尼龙膜过滤,流式细胞仪上机检测。
1.4.6 qRT-PCR 使用TRIzoI试剂提取细胞的总RNA。使用反转录试剂盒对约1 μg总RNA进行反转录,合成cDNA。使用2×Real Star Fast SYBR qPCR试剂盒进行实时定量PCR扩增cDNA。β-actin作为内对照。引物由生工生物工程(上海)股份有限公司设计合成(表1)。
1.4.7 ELISA检测 收集BMDMs上清液,于4 ℃离心机13 000×g离心10 min后,按照ELISA试剂盒说明书操作,测定450 nm处吸光度值,计算各组细胞上清液中肿瘤坏死因子α水平。
1.4.8 茜素红染色 成骨诱导21 d后,PBS漂洗细胞3次,40 g/L多聚甲醛固定10-15 min,超纯水清洗3次,倒置显微镜下观察橘红色矿化结节并拍照。用氯化十六烷基吡啶洗脱茜素红后测定562 nm处吸光度值。
1.5 主要观察指标 ①BMDMs培养及鉴定结果;②BMDMs的细胞活力;③F4/80+CD86+细胞比例;④ BMDMs的诱导型一氧化氮合酶、白细胞介素1β、白细胞介素6的基因表达水平;⑤BMDMs的肿瘤坏死因子α分泌水平;⑥BMSCs茜素红染色及定量分析;⑦BMSCs的碱性磷酸酶、Runt相关因子2、骨钙素、骨桥蛋白的基因表达水平。
1.6 统计学分析 使用Graphpad Prism 8统计分析软件进行数据分析,每组实验至少独立重复3次,多组间数据比较采用单因素方差分析,组间比较采用Tukey检验,检验水准α=0.05。文章统计学方法已经广西医科大学生物统计学专家审核。
中国组织工程研究杂志出版内容重点:干细胞;骨髓干细胞;造血干细胞;脂肪干细胞;肿瘤干细胞;胚胎干细胞;脐带脐血干细胞;干细胞诱导;干细胞分化;组织工程