纤维连接蛋白对人神经干细胞诱导分化为少突胶质前体细胞的影响

doi:10.12307/2025.693

摘要/Abstract

摘要：

文题释义：

少突胶质前体细胞：是组成中枢神经系统最重要的细胞之一，不仅可以分化为成熟的少突胶质细胞包绕神经元轴突形成髓鞘，发挥轴突保护作用，还可以与神经元建立突触连接，调控神经活动，目前主要用于治疗脑白质损伤引起的脱髓鞘疾病研究。
神经干细胞：是指存在于中枢神经系统中能自我更新并分化为神经元、星形胶质细胞和少突胶质细胞的多潜能细胞，神经干细胞在神经发育和神经损伤修复中发挥重要作用。通过神经干细胞移植可以重建神经环路和功能，是修复和替代受损脑组织的有效方法。

摘要
背景：少突胶质前体细胞是治疗脑白质损伤性疾病的种子细胞，建立高效稳定扩增的体外诱导分化方法是实现临床转化研究的重要前提。
目的：探讨纤维连接蛋白对人神经干细胞来源少突胶质前体细胞增殖、迁移和分化等生物学特性的影响。
方法：将悬浮培养的人神经干细胞用Accutase消化成单细胞，通过流式细胞术检测特异性标志物Nestin、Sox2、Vimentin、CD133、Musashi的表达。然后将人神经干细胞单细胞重悬于少突胶质前体细胞培养基，接种于不同质量浓度纤维连接蛋白(0，1，2.5，5，10 μg/mL)包被的6孔板中，培养7 d后Accutase消化进行传代，锥虫蓝染色计数细胞，选择扩增能力最强的纤维连接蛋白包被与未用纤维连接蛋白包被的少突胶质前体细胞进行下一步实验，Transwell小室检测细胞迁移能力，流式细胞术检测Olig2、Sox10、PDGFR-α的表达。将少突胶质前体细胞向少突胶质细胞诱导分化3周，免疫荧光染色检测分化细胞Galc的表达。
结果与结论：①人神经干细胞呈悬浮球状生长，流式细胞术检测结果显示，人神经干细胞高表达Nestin、Sox2、Vimentin、CD133和Musashi；②由人神经干细胞诱导的少突胶质前体细胞的胞体为圆形或椭圆形，折光性强，有双极或三级突起结构；与0 μg/mL纤维连接蛋白包被组比较，2.5，5，10 μg/mL纤维连接蛋白包被组少突胶质前体细胞的扩增能力显著增强(P < 0.05)；当纤维连接蛋白质量浓度为10 μg/mL时，少突胶质前体细胞扩增能力最强；③流式细胞术检测结果显示0，10 μg/mL纤维连接蛋白包被组均高表达少突胶质前体细胞标志物Olig2、Sox10和PDGFR-α，两组无统计学差异(P > 0.05)；④Transwell小室检测结果显示，与0 μg/mL纤维连接蛋白包被组比较，10 μg/mL纤维连接蛋白包被组少突胶质前体细胞的迁移能力增加(P < 0.01)；⑤少突胶质前体细胞向少突胶质细胞分化3周，细胞呈多分支、网格状或膜片样复杂形态，免疫荧光染色结果显示两组少突胶质细胞Galc阳性率无统计学差异(P > 0.05)。结果表明，纤维连接蛋白质量浓度为10 μg/mL时对少突胶质前体细胞的增殖和迁移作用最强，但不影响少突胶质前体细胞特异性标志物Olig2、Sox10和PDGFR-α的表达及其向少突胶质细胞的分化。

https://orcid.org/0000-0002-4255-5042(汪兆艳)；https://orcid.org/0009-0001-4373-398X(屈素清)

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

关键词: 纤维连接蛋白, 神经干细胞, 少突胶质前体细胞, 少突胶质细胞, 细胞增殖, 细胞分化, 工程化干细胞, 工程化细胞

Abstract: BACKGROUND: Oligodendrocyte precursor cells are seed cells for the treatment of white matter damage diseases. Establishing an efficient and stable in vitro differentiation method is an important prerequisite for clinical translational research.
OBJECTIVE: To investigate the effect of fibronectin on biological characteristics such as proliferation, migration, and differentiation of oligodendrocyte precursor cells derived from human neural stem cells.
METHODS: Human neural stem cells cultured in suspension were digested into single cells using Accutase. The expression of specific markers Nestin, Sox2, Vimentin, CD133, and Musashi was detected by flow cytometry. The single cells of human neural stem cells were resuspended in oligodendrocyte precursor cell medium and seeded in six-well plates coated with different concentrations of fibronectin (0, 1, 2.5, 5, and 10 μg/mL). Accutase digestion was performed after 7 days of culture. Cells were counted by trypan staining. Fibronectin-coated group with the strongest amplification ability and the oligodendrocyte precursor cells without fibronectin-coated group were selected for further tests. The migration ability of the two groups of cells was detected by Transwell. Flow cytometry was used to detect the expression of Olig2, Sox10, and PDGFR-α. Oligodendrocyte precursor cells were induced to differentiate into oligodendrocytes for 3 weeks, and the expression of Galc in differentiated cells was detected by immunofluorescence staining.
RESULTS AND CONCLUSION: (1) Human neural stem cells grew in suspension spheres. Flow cytometry showed that human neural stem cells highly expressed Nestin, Sox2, Vimentin, CD133, and Musashi. (2) The cell bodies of oligodendrocyte precursor cells induced by human neural stem cells were round or oval, with strong refractive nature and bipolar or tertiary protrusions. Compared with the 0 μg/mL fibronectin coating group, there was a significant difference in the amplification ability of oligodendrocyte precursor cells in the 2.5, 5, and 10 μg/mL fibronectin coating groups (P < 0.05). The amplification ability of oligodendrocyte precursor cells was the strongest when the fibronectin concentration was 10 μg/mL. (3) Flow cytometry results showed that the oligodendrocyte precursor cell markers Olig2, Sox10, and PDGFR-α were highly expressed in the 0 and 10 μg/mL fibronectin coating groups, and there was no significant difference between the two groups (P > 0.05). (4) Transwell chamber assay results showed that compared with the 0 μg/mL fibronectin-coated group, the migration ability of oligodendrocyte precursor cells in the 10 μg/mL fibronectin-coated group was increased (P < 0.01). (5) After 3 weeks of differentiation into oligodendrocytes, oligodendrocyte precursor cells showed complex morphology with multiple branches, grids or membrane sheets. Immunofluorescence staining results showed that there was no statistical difference in the Galc positive rate of oligodendrocytes between the two groups (P > 0.05). These findings indicate that when the concentration of fibronectin coated well plate is 10 μg/mL, the proliferation and migration of oligodendrocyte precursor cells are the strongest, but it does not affect the expression of oligodendrocyte precursor cells-specific markers Olig2, Sox10, and PDGFR-α and their differentiation into oligodendrocytes.

Key words: fibronectin, neural stem cell, oligodendrocyte precursor cell, oligodendrocyte, cell proliferation, cell differentiation, engineered stem cell, engineered cell

中图分类号:

汪兆艳, 王倩, 刘卫鹏, 杨辉, 栾佐, 屈素清. 纤维连接蛋白对人神经干细胞诱导分化为少突胶质前体细胞的影响[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(31): 6661-6666.

Wang Zhaoyan, Wang Qian, Liu Weipeng, Yang Hui, Luan Zuo, Qu Suqing. Effect of fibronectin on differentiation of human neural stem cells into oligodendrocyte precursor cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2025, 29(31): 6661-6666.

图/表（结果） 1

2.1 神经干细胞形态及鉴定结果 神经干细胞在培养瓶内呈悬浮球状生长，折光性好，神经球周边有较为致密的毛刺。流式细胞术检测结果显示神经干细胞表达特异性标志物Nestin、Musashi、Sox2、Vimentin、CD133，见图1。
2.2 纤维连接蛋白促进少突胶质前体细胞的增殖 接种于6孔板中的少突胶质前体细胞胞体呈圆形或卵圆形，折光性强，有双极或三级突起结构，随着纤维连接蛋白质量浓度的增加，镜下可见贴壁细胞数量增多。对照组细胞增殖较慢，细胞贴壁不牢固，视野中可见较多细胞聚集成团现象。Accutase消化各组细胞，锥虫蓝染色计数结果显示，与对照组比较，1 μg/mL纤维连接蛋白组细胞数量无统计学差异，2.5，5，10 μg/mL纤维连接蛋白组细胞数量均有统计学差异，随着纤维连接蛋白质量浓度的增加细胞扩增能力增强，当纤维连接蛋白质量浓度为10 μg/mL时细胞增殖能力最强，见图2。
2.3 纤维连接蛋白不影响少突胶质前体细胞标志物的表达 流式检测结果显示，10 μg/mL纤维连接蛋白包被组与对照组获得的少突胶质前体细胞均高表达PDGFR-α、Olig2、Sox10，两组少突胶质前体细胞标志物的表达无统计学差异，说明培养过程中是否使用纤维连接蛋白包被孔板并不会影响少突胶质前体细胞特异性标志物的表达，见图3。
2.4 纤维连接蛋白促进少突胶质前体细胞的迁移 Transwell小室检测少突胶质前体细胞的迁移能力，DAPI染色结果显示，与对照组比较，10 μg/mL纤维连接蛋白组少突胶质前体细胞迁移能力增加(P < 0.01)，见图4。
2.5 少突胶质前体细胞分化为少突胶质细胞及鉴定结果 少突胶质前体细胞向少突胶质细胞分化3周，10 μg/mL纤维连接蛋白组与对照组少突胶质前体细胞均可以分化为具有复杂分支或呈膜片状的细胞。免疫荧光染色结果显示Galc染色阳性，见图5。

参考文献

[1] TANG X, WANG Z, WANG M, et al. Nanoarchitectonics of cellulose nanocrystal conjugated with a tetrasaccharide-glycoprobe for targeting oligodendrocyte precursor cells. Carbohydr Polym. 2023;317:121086.
[2] FANG M, CHEN L, TANG T, et al. The committed oligodendrocyte precursor cell, a newly-defined intermediate progenitor cell type in oligodendroglial lineage. Glia. 2023;71(11):2499-2510.
[3] LEE KK, DE REPENTIGNY Y, SAULNIER R, et al. Dominant-negative beta1 integrin mice have region-specific myelin defects accompanied by alterations in MAPK activity. Glia. 2006;53(8):836-844.
[4] HU J, DENG L, WANG X, et al. Effects of extracellular matrix molecules on the growth properties of oligodendrocyte progenitor cells in vitro. J Neurosci Res. 2009;87(13):2854-2862.
[5] MONACO MC, MARIC D, BANDEIAN A, et al. Progenitor-derived oligodendrocyte culture system from human fetal brain. J Vis Exp. 2012;(70):4274.
[6] RIESKE P, AUGELLI BJ, STAWSKI R, et al. A population of human brain cells expressing phenotypic markers of more than one lineage can be induced in vitro to differentiate into mesenchymal cells. Exp Cell Res. 2009;315(3):462-473.
[7] DALTON CJ, LEMMON CA. Fibronectin: Molecular Structure, Fibrillar Structure and Mechanochemical Signaling. Cells. 2021;10(9):2443.
[8] MORIYA K, SAKAI K, YAN MH, et al. Fibronectin is essential for survival but is dispensable for proliferation of hepatocytes in acute liver injury in mice. Hepatology. 2012;56(1):311-321.
[9] BONADIO JD, BASHIRI G, HALLIGAN P, et al. Delivery technologies for therapeutic targeting of fibronectin in autoimmunity and fibrosis applications. Adv Drug Deliv Rev. 2024;209:115303.
[10] AHN S, SHARMA U, KASUBA KC, et al. Engineered Biomimetic Fibrillar Fibronectin Matrices Regulate Cell Adhesion Initiation, Migration, and Proliferation via α5β1 Integrin and Syndecan-4 Crosstalk. Adv Sci (Weinh). 2023;10(24):e2300812.
[11] VAN SCHAIK PEM, ZUHORN IS, BARON W. Targeting Fibronectin to Overcome Remyelination Failure in Multiple Sclerosis: The Need for Brain- and Lesion-Targeted Drug Delivery. Int J Mol Sci. 2022; 23(15):8418.
[12] STOFFELS JM, HOEKSTRA D, FRANKLIN RJ, et al. The EIIIA domain from astrocyte-derived fibronectin mediates proliferation of oligodendrocyte progenitor cells following CNS demyelination. Glia. 2015;63(2): 242-256.
[13] BARON W, COLOGNATO H, FFRENCH-CONSTANT C. Integrin-growth factor interactions as regulators of oligodendroglial development and function. Glia. 2005;49(4):467-479.
[14] CHUDAKOVA DA, ZEIDAN YH, WHEELER BW, et al. Integrin-associated Lyn kinase promotes cell survival by suppressing acid sphingomyelinase activity. J Biol Chem. 2008;283(43):28806-28816.
[15] MA W, TAVAKOLI T, DERBY E, et al. Cell-extracellular matrix interactions regulate neural differentiation of human embryonic stem cells. BMC Dev Biol. 2008;8:90.
[16] LONGSTRETH JH, WANG K. The role of fibronectin in mediating cell migration. Am J Physiol Cell Physiol. 2024;326(4):C1212-C1225.
[17] GUERRERO-BARBERÀ G, BURDAY N, COSTELL M. Shaping Oncogenic Microenvironments: Contribution of Fibronectin. Front Cell Dev Biol. 2024;12:1363004.
[18] MARTINUCCI B, CUCIELO MS, MINATEL BC, et al. Fibronectin Modulates the Expression of miRNAs in Prostate Cancer Cell Lines. Front Vet Sci. 2022;9:879997.
[19] WEBB DJ, PARSONS JT, HORWITZ AF. Adhesion assembly, disassembly and turnover in migrating cells -- over and over and over again. Nat Cell Biol. 2002;4(4):E97-100.
[20] BANDZEREWICZ A, GADOMSKA-GAJADHUR A. Into the Tissues: Extracellular Matrix and Its Artificial Substitutes: Cell Signalling Mechanisms. Cells. 2022;11(5):914.
[21] STEPP MA, ZHU L, SHEPPARD D, et al. Localized distribution of alpha 9 integrin in the cornea and changes in expression during corneal epithelial cell differentiation. J Histochem Cytochem. 1995;43(4): 353-362.
[22] ANLAR B, ATILLA P, CAKAR AN, et al. Expression of adhesion and extracellular matrix molecules in the developing human brain. J Child Neurol. 2002;17(9):707-713.
[23] FLANAGAN LA, REBAZA LM, DERZIC S, et al. Regulation of human neural precursor cells by laminin and integrins. J Neurosci Res. 2006; 83(5):845-856.
[24] TATE MC, SHEAR DA, HOFFMAN SW, et al. Fibronectin promotes survival and migration of primary neural stem cells transplanted into the traumatically injured mouse brain. Cell Transplant. 2002;11(3): 283-295.
[25] MOORE L, SKOP NB, ROTHBARD DE, et al. Tethered growth factors on biocompatible scaffolds improve stemness of cultured rat and human neural stem cells and growth of oligodendrocyte progenitors. Methods. 2018;133:54-64.
[26] LAFRENAYE AD, FUSS B. Focal adhesion kinase can play unique and opposing roles in regulating the morphology of differentiating oligodendrocytes. J Neurochem. 2010;115(1):269-282.
[27] XIONG YJ, SOOMRO SH, HUANG ZH, et al. Poly-L-ornithine blocks the inhibitory effects of fibronectin on oligodendrocyte differentiation and promotes myelin repair. Neural Regen Res. 2023;18(4):832-839.
[28] TO WS, MIDWOOD KS. Plasma and cellular fibronectin: distinct and independent functions during tissue repair. Fibrogenesis Tissue Repair. 2011;4:21.
[29] EYERMANN C, CZAPLINSKI K, COLOGNATO H. Dystroglycan promotes filopodial formation and process branching in differentiating oligodendroglia. J Neurochem. 2012;120(6):928-947.

引言

材料方法

1.1 设计 细胞学体外实验研究。
1.2 时间及地点 实验于2023年6-12月在中国人民解放军总医院第六医学中心儿科实验室完成。
1.3 材料 表皮生长因子、碱性成纤维细胞生长因子、白血病抑制因子、血小板源性生长因子AA、神经营养因子3购自Peprotech公司；纤维连接蛋白购自Gibco公司；层粘连蛋白购自Sigma公司；B27、N2添加剂、DMEM/F12培养基、Accutase消化酶购自Gibco公司；PDGFR-α-BV421、A2B5-PE流式抗体购自Miltenyi Biotec公司；sox10-FITC流式抗体购自NOVUS Biologicals公司；Olig2、Galc免疫荧光抗体购自Miltenyi Biotec公司；Transwell 迁移小室购自Corning公司；CCK-8细胞活性检测试剂盒购自北京同仁化学公司；少突胶质细胞分化培养基购自Sciencell公司；电动移液枪购自Eppendorf 公司；倒置光学显微镜、荧光显微镜购自Olympus 公司；CO2培养箱购自SANYO公司。
1.4 实验方法
1.4.1 人神经干细胞的培养 人神经干细胞来源于课题组建立的NSC-9细胞系。从液氮罐中取出冻存的第8代神经干细胞，37.5 ℃水浴锅中快速解冻细胞，1 mL移液枪吸取细胞悬液逐滴加入含有DMEM/F12培养基的离心管中，400×g离心5 min，彻底吸弃上清，轻弹混匀细胞沉淀，加入神经干细胞完全培养基(DMEM/F12+1% N2+2% B27+20 ng/mL 表皮生长因子+20 ng/mL碱性成纤维细胞生长因子+10 ng/mL白血病抑制因子+1%谷氨酰胺)重悬细胞，将细胞悬液转移至T75培养瓶中静止培养。培养7 d，收集神经干细胞球至50 mL离心管，400×g离心5 min，彻底弃掉上清，每管加1 mL Accutase酶消化细胞，37 ℃培养箱中共孵育10 min，间隔5 min轻轻混匀细胞，用1 mL蓝枪头轻柔吹打神经球至均匀的单细胞悬液，立即加入3倍体积的DMEM/F12培养基终止消化，500×g离心5 min，弃掉上清后用神经干细胞完全培养基重悬细胞，连续传代至第10代的人神经干细胞经流式细胞术和免疫荧光染色鉴定，然后诱导分化为少突胶质前体细胞。
1.4.2 人神经干细胞诱导分化为少突胶质前体细胞
(1)纤维连接蛋白配置：5 mg纤维连接蛋白粉剂加5 mL无菌PBS 37 ℃孵育45 min，配成1 mg/mL储存液，稀释纤维连接蛋白为以下几个质量浓度：10，5，2.5，1，0 μg/mL，6孔板每孔加1 mL配好的纤维连接蛋白溶液，晃动培养板混匀液体后放置37 ℃培养箱中孵育45 min，接种细胞前彻底吸弃包被液。
(2)人神经干细胞诱导分化为少突胶质前体细胞：消化成单细胞的第10代神经干细胞，用DMEM/F12培养基离心洗涤后重悬于自配的少突胶质前体细胞完全培养基(主要成分为DMEM/F12基础培养基添加N2、B27、碱性成纤维生长因子和血小板源性生长因子等细胞因子)，按照2×104/cm2密度接种于事先包被的6孔板中，培养7 d，细胞生长至80%-90%融合度时，每孔加1 mL Accutase消化液，当细胞完全脱离孔板底部时，每孔立即加入2.5 mL DMEM/F12培养基终止消化。
1.4.3 少突胶质前体细胞增殖能力检测 诱导分化第7天，取出6孔板中的细胞，在显微镜下观察各组细胞形态和生长密度，Accutase消化细胞后锥虫蓝染色计数各组细胞数量，选择增殖能力最佳的一组少突胶质前体细胞与对照组(0 μg/mL纤维连接蛋白)少突胶质前体细胞连续传代至第3代进行后续迁移、特异性标志物鉴定和少突胶质细胞分化实验。
1.4.4 Transwell小室检测少突胶质前体细胞迁移能力 Transwell小室放入24孔培养板中，上、下室分别加0.1 mL和0.5 mL纤维连接蛋白(10 μg/mL)37 ℃放置45 min，对照组加等量的PBS，吸弃上、下室的液体，下室加0.5 mL少突胶质前体细胞完全培养基，上室加重悬于0.1 mL少突胶质前体细胞完全培养基的细胞2×104个，置于培养箱中放置18 h。取出小室并吸弃上室内的液体，用湿润的棉签擦拭上室底面残留的少突胶质前体细胞，然后将小室置于40 g/L多聚甲醛中室温固定10 min，PBS洗3次，DAPI染色5 min，荧光显微镜下观察细胞并拍照，Image J软件分析少突胶质前体细胞迁移率。
1.4.5 流式细胞术检测少突胶质前体细胞特异性标志物 将第3代少突胶质前体细胞消化成单细胞，按照流式抗体说明书进行流式检测。流式检测操作方法为：每个流式管加细胞1×106个，离心弃掉上清，每管加0.25 mL固定液，4 ℃避光放置30 min，清洗细胞，每管加1 mL破膜剂，4 ℃避光放置30 min后清洗细胞(表面抗体不用破膜)，每管加FC封闭液室温孵育10 min；按照每种抗体的操作说明分别加入同型抗体和靶标抗体。少突胶质前体细胞流式检测指标为：Sox10、PDGFR-α、Olig2，其中Olig2为间标抗体，标记方法同免疫荧光染色法，每管加入抗体后4 ℃孵育30 min，加1 mL Buffer洗涤细胞，2 000 r/min离心5 min彻底弃掉上清，每管加0.5 mL PBS重悬细胞后上机检测。使用FlowJo软件v10(FlowJo，Ashland，OR，USA)对数据进行分析。
1.4.6 少突胶质前体细胞分化为少突胶质细胞
(1)包被孔板：24孔板每孔加0.2 mL 100 μg/mL多聚L-鸟氨酸氢溴酸盐，培养箱中孵育4 h，彻底吸弃多聚L-鸟氨酸氢溴酸盐，每孔加0.2 mL 10 μg/mL层粘连蛋白置于培养箱中孵育过夜，接种细胞前彻底吸弃包被液。
(2)少突胶质前体细胞分化为少突胶质细胞：消化成单细胞的第3代少突胶质前体细胞重悬于少突胶质细胞分化培养基，调整细胞浓度为2×107 L-1，每孔加1.0 mL细胞悬液于包被好的24孔板中，间隔3 d半量换液，每次换液前显微镜下观察细胞形态变化，连续分化3周，当显微镜下观察到分化细胞呈复杂的多级或网格状，部分细胞出现膜片状，进行免疫荧光染色鉴定。
1.4.7 少突胶质细胞免疫荧光染色鉴定 40 g/L多聚甲醛室温固定细胞10 min，PBS洗3次，每次5 min；用含体积分数5%羊血清、3%牛血清白蛋白的PBS封闭液室温孵育1 h，弃掉封闭液加入Galc一抗(1∶100)，4 ℃孵育过夜；弃掉一抗，PBS洗3次，每次10 min；加入与一抗对应的Alexa Fluor 488标记的山羊抗小鼠IgG(1∶1 000)二抗，室温孵育1 h；弃掉二抗，PBS洗3次，每次10 min；DAPI染色3 min，PBS洗3次，每次10 min，荧光显微镜下观察细胞并拍照。
1.5 主要观察指标 ①神经干细胞和少突胶质前体细胞流式鉴定结果；②少突胶质前体细胞形态及扩增能力；③少突胶质前体细胞迁移能力；④少突胶质前体细胞分化为少突胶质细胞的免疫荧光染色鉴定结果。
1.6 统计学分析 采用SPSS 22.0软件包进行数据分析，计量资料以x±s表示。两组比较符合正态分布采用t检验，多组比较符合方差齐性采用单因素方差分析，再用 Dunnett t 检验进行多重比较，P < 0.05为差异有显著性意义。文章统计学方法已经通过中国人民解放军总医院第六医学中心生物统计学专家审核。

讨论

少突胶质前体细胞是中枢神经系统形成髓鞘的少突胶质细胞的祖细胞。少突胶质前体细胞的发育受大量分子的调节，包括表征相对较少的细胞外基质蛋白。纤维连接蛋白是一种无处不在的细胞外基质成分，具有多种细胞来源，如星形胶质细胞[6]、上皮细胞、成纤维细胞和间充质细胞[7]，并参与细胞黏附、增殖和分化、上皮组织修复、免疫调节、神经再生和其他生理活动[8-9]。
纤维连接蛋白通过与细胞表面的整合素等受体结合，调节细胞与基质之间的相互作用，促进细胞黏附和增殖[10]。体内研究结果发现，纤维连接蛋白有助于改善多发性硬化病变微环境，促进神经功能恢复，是髓鞘再生有前途的治疗靶点和药物[11]。星形胶质细胞分泌的纤维连接蛋白能够介导中枢神经系统脱髓鞘后少突胶质前体细胞的增殖[12]，纤维连接蛋白也可以促进血小板衍生生长因子A诱导的少突胶质前体细胞增殖[13]，体外研究显示，少突胶质细胞通过αⅤβ3整合素受体附着在纤维连接蛋白上比通过α6β1整合素附着在层粘连蛋白上更能抵抗细胞凋亡[14]。有研究发现，层粘连蛋白和富含层粘连蛋白的基质胶底物上的神经元和神经突生长速度明显优于纤维连接蛋白、多聚-D-赖氨酸和胶原底物[15]，说明细胞外基质对不同类型细胞作用不同。该研究未用纤维连接蛋白包被组和1 μg/mL纤维连接蛋白包被组少突胶质前体细胞增殖缓慢，而且细胞容易出现聚团现象；随着纤维连接蛋白质量浓度的增加，少突胶质前体细胞的增殖能力逐渐增加，当纤维连接蛋白质量浓度为10 μg/mL时促进少突胶质前体细胞增殖的作用最强，同时可以观察到少突胶质前体细胞在孔板中分布较为均匀，未出现细胞聚团现象。
细胞迁移是正常细胞的基本功能之一，是许多生理和病理过程的核心，纤维连接蛋白介导的细胞迁移对损伤修复、癌症转移[16-18]、胚胎发生、炎症、再生、组织修复等过程至关重要[7]。细胞迁移被认为是由于响应细胞外信号而启动的[19]。细胞外基质是多种信号因子的仓库，细胞通过配体与受体的结合启动了信号通路[20]。研究表明，细胞外基质可以调节啮齿动物和人类神经干细胞的迁移[21-23]。纤维连接蛋白可以促进移植到创伤性损伤小鼠脑内原代神经干细胞的存活和迁移[24]。MOORE等[25]研究发现，在壳聚糖和固定化肝素组成的StemTrix支架上涂有纤维连接蛋白可以促进大鼠和人神经干细胞、少突胶质前体细胞的增殖。利用Transwell小室检测少突胶质前体细胞的迁移能力，结果显示，与未用纤维连接蛋白包被Transwell小室的少突胶质前体细胞比较，10 μg/mL纤维连接蛋白包被Transwell小室可以显著提升少突胶质前体细胞的迁移能力。
有研究发现，纤维连接蛋白负向调节大鼠少突胶质细胞分化，而层粘连蛋白可以促进少突胶质细胞分化成熟[26]。另有研究结果显示，在纤维连接蛋白包被的培养皿上少突胶质细胞分支减少，没有形成髓鞘膜片样结构，阻碍了髓鞘的再生，而多聚L-鸟氨酸氢溴酸盐能够逆转纤维连接蛋白的作用，促进少突胶质细胞进一步分化[27-29]。
该研究在少突胶质前体细胞向少突胶质细胞分化过程中联合使用多聚L-鸟氨酸氢溴酸盐和层粘连蛋白包被孔板，研究结果显示，在人神经干细胞诱导分化为少突胶质前体细胞的过程中无论是否使用纤维连接蛋白包被孔板，少突胶质前体细胞均可以分化为少突胶质细胞，Galc免疫荧光染色统计分析结果显示二者无显著性差异，说明利用纤维连接蛋白包被孔板不会影响少突胶质前体细胞向少突胶质细胞的分化。
总之，与未用纤维连接蛋白包被的孔板相比，纤维连接蛋白作为底物包被6孔板可以促进人神经干细胞来源少突胶质前体细胞的增殖、迁移，但不影响少突胶质前体细胞的分化，为少突胶质前体细胞的临床转化研究奠定了基础。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程