Chinese Journal of Tissue Engineering Research ›› 2021, Vol. 25 ›› Issue (22): 3551-3557.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.3158
Previous Articles Next Articles
Zhou Anqi1, Tang Yufei1, Wu Bingfeng1, Xiang Lin1, 2
Received:
2020-05-06
Revised:
2020-05-12
Accepted:
2020-06-17
Online:
2021-08-08
Published:
2021-01-20
Contact:
Xiang Lin, MD, Lecturer, State Key Laboratory of Oral Diseases & National Clinical Research Center for Oral Diseases & West China School of Stomatology, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China; Department of Oral Implantology of West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China
About author:
Zhou Anqi, State Key Laboratory of Oral Diseases & National Clinical Research Center for Oral Diseases & West China School of Stomatology, Sichuan University, Chengdu 610041, Sichuan Province, China
Supported by:
CLC Number:
Zhou Anqi, Tang Yufei, Wu Bingfeng, Xiang Lin. Designing of periosteum tissue engineering: combination of generality and individuality[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(22): 3551-3557.
2.1 组织工程骨膜的“共性” 2.1.1 组织结构 见图1。 组织工程骨膜是基于天然骨膜结构而设计的,天然骨膜中的细胞成分与细胞外基质被广泛运用于骨膜组织工程,以最大程度地模拟人体环境,并获得理想的骨修复效果。 天然骨膜是一层薄而透明的膜,覆盖在除关节外的骨表面上。它在骨末端和肌腱附着处与骨表面紧密贴合;相对而言,其他部位的骨膜则较厚,更容易剥离,也正因如此,相关研究得以顺利开展。骨膜通常被分为2层,即表面的纤维层和深部的形成层,但事实上这2层之间并没有明显的分隔[1,9-10]。骨膜的纤维层较厚,其细胞成分较少,粗大的胶原纤维束和一些弹性纤维在其中交织成网,形成骨膜的生物支架,并通过Sharpey纤维与皮质骨紧密连接,对维持骨膜的机械稳定性具有着重要意义,而同时也有神经和微血管穿插其中[11-13];成纤维细胞则在内侧散开。与表面纤维层不同,其深部的形成层则具有着丰富的血管和细胞成分[14],其中骨祖细胞、成骨细胞和未分化的骨膜干细胞是主要介导成骨和骨修复的细胞[15-16]。有学者认为,在纤维层和形成层之间还存在一层血管性未分化区,其结构较为疏松,含有一些未分化的祖细胞和单核吞噬细胞,以及一定的血管和纤维成分,负担着营养和缓冲应力的功能[17-18]。显然,基于此也可以得知,骨膜来源细胞绝对不是由单一同种细胞构成的。 骨膜的组织结构随年龄变化而变化,尤其是骨膜的厚度会因年龄增长而变薄。随着年龄的增加,整个骨膜出现萎缩,但纤维层的变化不如形成层明显[19]。研究发现,骨膜来源的成纤维细胞数量随年龄增长而不断减少可能是造成纤维层逐渐变薄的原因[20];而形成层变薄则可能是源于成骨细胞的减少[21]。同时,这2层的骨膜血管及神经纤维的密度也会逐渐降低[17,19]。值得注意的是,HSIAO等[2]研究显示,不同供体部位来源的骨膜厚度与其成骨潜力息息相关。骨膜可以根据形成层所占比例分为厚(如股骨、胫骨)与薄(如颅骨、肋骨)2型,形成层相对厚的骨膜具有更强的成骨能力,提示骨膜可能具有“位置多样性”。目前虽已有研究证明了来源于不同位置的骨膜对骨组织的调节和成骨潜能方面存在差异,但有关其“位置多样性”的问题及其内在机制仍待深入阐明。 2.1.2 骨膜的成骨功能 (1) 骨膜干细胞介导成骨:从生理学角度来看,骨膜对胚胎时期的骨发育和生长至关重要。保留在骨表面的未分化祖细胞通过膜内途径最终形成骨膜组织,而周围的软骨膜则主要通过软骨内成骨的途径形成[22]。此后,适宜的发育调节机制促使软骨膜转化为骨膜[23],骨膜形成之后,将通过扩大成骨细胞的增殖来促进骨骼进一步生长[24]。出生后,骨组织继续生长直至成年,才完成了整个生长发育周期。与胚胎发育时期类似,骨膜同样也作为生长发育后期的细胞库以协助成骨[25]。骨膜的成骨效应还体现在骨组织遭受外界刺激后的骨重塑及骨修复过程,而这也使骨膜成骨途径贯穿了整个生命周期。除骨组织的正常生长发育外,骨膜同样可以作为某些适应性改变和骨修复的细胞补给来源[26],骨膜将通过产生成骨细胞或软骨细胞以促进修复,发挥成骨功能[27]。然而,随着年龄增长骨膜逐渐萎缩,其成骨潜能也会逐渐下降[28]。 以前的研究大多认为,这些发挥成骨功能的细胞是来源于形成层中的“祖细胞”[29],且在活体骨移植后约70%的骨形成来源于这些祖细胞的增殖分化[30]。然而,越来越多的研究者考虑到骨膜干细胞的潜能,并将其与骨膜的成骨功能结合起来。 如前所述,骨膜的细胞成分被统称为骨膜来源细胞,由于其各成分难以分离的特性,研究者们在实验中常常用骨膜来源细胞来代表骨膜中具有增殖分化潜能的细胞群,而骨膜来源细胞也的确显示出了良好的细胞增殖、成骨分化和血管生成的潜能[31]。甚至有报道称,与骨髓基质细胞/骨骼干细胞相比,骨膜来源细胞在骨再生潜力、克隆性、生长和分化能力方面更为优越[32]。后来,人们便开始研究如何分离和培养高成骨率的骨膜干细胞,并进行了许多尝试。KIM等[26]利用CD90(间充质干细胞的标记物)分选骨膜来源细胞,这些被CD90分选出来的细胞在体内和体外都比未分选出的细胞具有更强大的增殖能力和成骨潜能。2018年,《Nature》杂志的一篇文章首次报道了使用组织蛋白酶K特异性标记小鼠骨膜间充质细胞的方法,并发现组织蛋白酶K阳性细胞中包含了CD200+CD105?骨膜干细胞、CD200?CD105?骨膜前体细胞1和CD105+CD200variable骨膜前体细胞2三大亚群[15]。另有研究表明,通过巢蛋白-绿色荧光蛋白转基因标记物同样可以对骨膜中的干细胞和前体细胞进行区分[16]。此外,在激活骨膜细胞并促进成骨的过程中,骨膜血管的周细胞也能增殖分化为成骨细胞,并成为成骨细胞系的补充来源[33-34]。同时,周细胞也通过诱导血管生成,在骨形成的进程中发挥重要作用[35]。 (2)骨膜细胞外基质协同成骨:除了细胞成分外,骨膜中的非细胞成分同样可以协同促进骨形成。众所周知,骨膜细胞外基质为细胞黏附、增殖和分化所提供的微结构和适当的生化信号对成骨进程发挥着关键作用。同时,骨膜细胞外基质还能有效地介导骨形成过程中的脱细胞矿化,促进骨缺损的原位再生和异位骨化[36]。虽然很少有研究会去单独关注骨膜纤维在骨形成过程中的作用,但不可否认的是,骨膜纤维是骨膜细胞外基质的重要组成部分。钙、磷酸盐和碳酸盐的离子会聚集在胶原纤维之间的空隙中,以促进磷灰石的沉积[36]。穿透骨表面的Sharpey纤维则负责在骨组织自我修复的过程中提供完整的修复支架,被视为一种新型的骨基质调节系统[37]。除此之外,骨膜细胞外基质中通常还含有多种生长因子,它们可作为旁分泌因子促进受损后的骨再生[38]。血管内皮生长因子和骨形态发生蛋白2在受损骨膜组织中的表达尤为重要,它们在血管生成和骨形成过程中彼此协同,共同促进受损组织的愈合[39]。综上所述,鉴于骨膜非细胞成分的诸多良好特性,骨膜细胞外基质及其替代物在组织工程中具有广泛的应用价值与前景。 (3)骨膜血管改建促进成骨:骨膜高血管化的特性是其营养骨组织的结构基础。骨膜丰富的血供不仅可以满足自身的代谢需要,而且可以通过血管分支滋养周围的骨组织。据报道,骨膜70%-80%的血供都可以输送到皮质骨[10]。研究人员发现,在剥离幼年兔和成年兔的胫骨骨膜后,其周围的骨组织血流量明显减少[40]。稳定的血供是骨折后骨膜成骨的先决条件[22],当发生骨折时,完整的骨膜组织便会封闭间隙,使得骨段内的血管重新血运化[41];而在受到手术等其他形式的创伤时,骨膜血管也会显示出相应的形态改变[42]。新生的血管迅速相互连接,建立起新的微循环,这对新骨的形成具有着重要意义。 2.2 组织工程骨膜的“个性” 2.2.1 不同物种与位置来源骨膜的成骨性能差异 目前,来源于多种动物的细胞或组织都可以运用于组织工程中,包括人类、绵羊和兔子等。然而,在骨膜代谢或其细胞的生物学行为方面,不同物种来源的骨膜似乎有所差异。在体外实验中,兔和人的骨膜来源细胞显示出不同的成骨潜能;且在成骨后期,兔来源的骨膜来源细胞会启动破骨细胞形成进程,从而对新生骨质产生破坏,但人来源的骨膜细胞则未显示出这种变化[3-4]。但直至目前,仍很少有研究探讨过其他不同物种之间是否也存在这种差异。骨膜的成骨潜能也可能因发育来源不同而变化。研究发现,胫骨骨膜比颅骨骨膜具有更强的成骨能力,而这种差异可能与相应部位的成骨方式不同密切相关[5-6]。胫骨骨膜通过膜内成骨和软骨内成骨2种途径形成新骨,而颅骨骨膜则只显示出膜内成骨[5]。近年来,人们又发现颌骨骨膜的骨再生能力优于其他位置来源的骨膜,这可能是由于颌骨保持了神经嵴的某些特性,从而能显示出更良好的骨修复效果[7]。此外,研究发现在软骨的形成过程中,骨膜的成软骨潜能差异不仅发生在不同骨骼之间,还发生在单一骨骼(特别是长骨)的不同区域之间,这可能是由不同区域形成层细胞的数量差异所导致[8]。故无论是骨形成还是软骨形成,都可能受到骨膜“位置多样性”的影响。综上所述,不同物种来源或不同位置来源的骨膜,在成骨性能上存在着一定的差异,而这种差异的内在机制仍需进一步阐明。 2.2.2 组织工程化骨膜的成分及其应用 骨膜以其优良的骨愈合特性被公认为是一种理想的骨移植材料,在组织工程中受到广泛的应用与开发。骨膜的各种活性成分可以通过多种机制直接参与或间接促进生理性成骨过程,在组织工程中这些成分也相应地以单独或组合的形式被应用,以加快损伤后的骨愈合进程。实际上在多数情况下,组织工程中所使用的骨膜结构是根据不同骨膜成分所构造出的各种组合,包括骨膜的细胞成分、生物活性支架和血管活性成分;但有时也会直接使用完整新鲜骨膜[43]。随着相关领域研究的不断深入,对于各种成分的选择也越来越多,故而骨膜结构在组织工程中的应用也越来越多样化。接下来,将会对组织工程骨膜常用的3类成分进行讨论,并由此提出一些潜在的优化策略。 (1)细胞:以骨膜的细胞成分为基础的组织工程在改善成骨方面具有着广泛的应用与治疗价值,且目前已逐渐成为一种较为成熟的技术手段。在大多数情况下,细胞将会被直接植入支架;但有时也会先在体外形成细胞层,再直接投入使用或与支架一起使用,从而改善细胞附着率低的问题[44-45]。在骨膜组织工程中,骨膜干细胞、骨膜来源细胞、骨髓间充质干细胞、脂肪干细胞和内皮细胞都是十分常见的细胞成分。研究表明,骨膜干细胞或骨膜来源细胞具有最明显的成骨分化能力,其次是骨髓间充质干细胞[32]。虽然过去对骨膜干细胞的潜力认识有限,在早期实验中很少有人通过任何标记对这一细胞群进行分选,但后来的实验发现用间充质干细胞的标志物从骨膜组织中分选出来的间充质型细胞实际上具有良好的成骨潜能[26]。另外,尽管脂肪干细胞本身的成骨能力弱于上述其他几类细胞,但其具有易分离、多潜能性、增殖丰度大且速度快等特点,使得脂肪干细胞同样也得到了广泛的应用[46]。如前所述,骨膜中的血管是构成骨膜微环境的重要组成部分之一,内皮细胞的加入可以促进组织工程骨膜介导的骨修复进程中微血管的形成[47]。另外,有学者认为血管周细胞在组织工程中同样可能存在某些潜在的价值,然而目前周细胞却很少被用于血管化组织工程结构的开发[48]。除细胞类型会对成骨特性产生影响之外,其不同的预处理条件也会影响其成骨潜能[49]。再加上不同物种和部位来源所带来的影响,作者认为,如何制定一套有关最佳细胞成分的指南,从而指导构建一种高成骨率、高血管化且具有低免疫原性的组织工程骨膜仍有待探索。 (2)生物活性支架:支架结构是构建组织工程骨膜的重要组成部分,甚至有时可以单独应用于组织工程中,以引导新骨再生[49]。这些支架提供适宜的三维结构和细胞微环境,从而能够支持细胞功能并协助细胞相互作用。根据来源不同,组织工程中的支架可分为2类,即内源性支架和外源性支架。骨膜细胞外基质是骨膜去除了所有细胞成分后的产物,是最常见的内源性支架,基本保留了细胞外基质的微观结构和生物活性因子。研究证明,脱细胞骨膜在体内外均能保持生物相容性,避免免疫原性反应[50],来自皮肤等组织的骨膜支架在组织工程中已获得成功[51]。内源性支架往往被认为是骨膜组织工程潜在的理想选择。然而,由于供者来源有限、手术要求较高等临床难题,人们开始考虑外源性支架的可行性,近些年来,有关外源性支架的研究也得到了飞速发展[52-53]。 最初的外源性支架只是利用磷酸三钙、聚乳酸、聚己内酯和壳聚糖等生物相容性材料,单纯对骨膜细胞外基质的空间结构进行模拟[44,47,54-55]。但在后来的研究中,人们愈加关注究竟是哪些因素在真正发挥着促进成骨的作用。ODATSU等[56]研究出一种多孔的无定形二氧化硅纤维支架,它能释放硅离子以促进细胞成骨分化。此后,科学家们设法将一些关键因子或药物,如骨形态发生蛋白2、血管内皮生长因子、成纤维细胞生长因子2和地塞米松等附在支架上,从而显示出更加优异的成骨效应,这些生物活性因子也可被黏附于胶囊或颗粒等结构上,从而实现对其释放的有效控制,且缓释体系更有利于为细胞成骨分化和新骨形成提供适宜的微环境[51-52,57-58]。然而,超正常生理水平的生物活性因子将诱导产生严重的不良反应,如过量的骨形态发生蛋白2将导致局部肿胀和异位成骨等[59]。此外,水凝胶也是一种有效模拟骨膜细胞外基质的常用手段,因为水凝胶内含有类似于骨膜细胞外基质内的水,允许营养物质和代谢废物的自由运输,并且使得生物活性因子在外源性骨膜中的应用更加安全和可控[60]。另外,还要关注到外源性骨膜的异物性及其带来的潜在影响。由于支架的外源性特点,从植入到降解的整个过程都可能诱发炎症与免疫反应,而这无疑会对新骨形成产生负面影响[61]。除此之外,动物种类、骨缺损的大小和植入的时间都可能对支架的性能有着很大的影响,而这也正是当前组织工程技术研究的局限性所在[62]。 (3)血管活性成分:目前,骨移植被认为是治疗大型骨缺损的最重要方式,因为这种类型的移植骨几乎包含了成骨所需的所有活性成分,包括细胞、基质和血管。血管化骨膜瓣可以加速同种异体骨移植后宿主骨的愈合,减少不愈合的风险。虽然这种移植方式的有效性已经得到充分证明,但是在临床实际应用中,由于缺乏供体来源,血管化骨膜瓣的应用因此陷入困境,且异体骨移植的术后感染问题也尚未得到解决。而最近的一项研究则提出了一种将内源性和外源性仿生骨膜结合起来进行骨修复的方法。他们利用生物相容性材料微/纳米纤维膜,形成具有血管内皮生长因子缓释作用的骨膜仿生纤维层,这一外源性的纤维层又在体内诱导形成了内源性的骨膜形成层,从而使骨膜和骨组织获得完全再生[63]。由此可见,这种将内源性和具有促进血管生成活性的外源性仿生骨膜有机结合的策略有望为供体捐助不足的临床难题提供解决思路。 骨膜介导的骨缺损修复进程与成血管效果息息相关。除血管化骨膜瓣移植外,近年来体外血管化的骨膜支架和具有促血管生成作用的组织工程支架的开发也得到了飞速的发展。一直以来,富血小板血浆支架以其制备简单、生物安全性高等优点被视为在骨膜组织工程中促进血管生成的有效手段,当与骨髓间充质干细胞构成富血小板血浆/骨髓间充质干细胞凝胶膜包绕在支架周围时,可显示出优良的释放血管内皮生长因子与血小板衍生长因子BB的能力[64]。近年来,越来越多的技术方法不断涌现,有望为改善组织工程化骨膜的血管生成潜力提供新的思路。研究表明,在一定条件下,适宜浓度的钴离子(Co2+)可以促进血管内皮生长因子的分泌并增加新生血管的形成[65];浓缩生长因子则可以促进骨膜来源细胞的增殖并提高成骨分化和血管生成的潜力[31];最新研究表明,利用电纺丝制备的一种有机-无机杂化仿生骨膜可以诱导原位矿化并控制离子在局部的长期稳定释放,并显示出促进血管生成的潜在能力[66]。此外,目前已有大量研究证实通过Masquelet技术构建聚甲基丙烯酸甲酯诱导膜治疗骨缺损的有效性,而最新的研究则揭示了其诱导膜血管化的内在机制,即受到关键信号分子STAT3在髓源性抑制细胞中激活的调节,为骨缺损修复的治疗提供了新的靶点[67]。 在生理情况下,骨膜介导的修复过程遵循着一套固定的程序:从骨膜激活到细胞募集,从细胞外基质沉积再到骨痂形成[1]。目前几乎所有骨膜结构的设计都是为了在骨修复的早期阶段为成骨提供动力并激活成骨潜能。实际上,在骨膜介导的修复过程中还有一种来自于骨膜来源细胞的中间产物产生,称为“软骨痂”,在此基础上,研究人员提出了一种新的骨修复策略,即开发工程化的骨痂“类器官”来治疗骨缺损,实验结果表明:人骨膜来源细胞可以在没有支架或血管相关活性成分的情况下,经体外特定条件的诱导产生可以分化为骨痂类器官的骨膜微球体,而以这种方式形成的骨痂类器官不仅可以使新骨所形成的形态与天然骨高度相似,还使人工设计骨痂的大小和几何特征成为可能[68]。上述研究成果也提示在模拟骨膜结构时,可以更多地从时间维度关注骨修复进程,从而为组织工程骨修复提供更多更好的策略与选择。 "
[1] LIN Z, FATEH A, SALEM DM, et al. Periosteum: biology and applications in craniofacial bone regeneration. J Dent Res. 2014;93(2):109-116. [2] HSIAO HY, YANG CY, LIU JW, et al. Periosteal Osteogenic Capacity Depends on Tissue Source. Tissue Eng Part A. 2018;24(23-24):1733-1741. [3] IVANOV AA, DANILOVA TI, POPOVA OP, et al. Peculiarities of Osteogenesis by Periosteal Cells after Experimental Ectopic Transplantation. Bull Exp Biol Med. 2018;165(3):408-411. [4] EYCKMANS J, LUYTEN FP. Species specificity of ectopic bone formation using periosteum-derived mesenchymal progenitor cells. Tissue Eng. 2006; 12(8):2203-2213. [5] FUJII T, UENO T, KAGAWA T, et al. Comparison of bone formation ingrafted periosteum harvested from tibia and calvaria. Microsc Res Tech. 2006; 69(7):580-584. [6] BILKAY U, TOKAT C, HELVACI E, et al. Osteogenic capacities of tibial and cranial periosteum: a biochemical and histologic study. J Craniofac Surg. 2008;19(2):453-458. [7] ICHIKAWA Y, WATAHIKI J, NAMPO T, et al. Differences in the developmental origins of the periosteum may influence bone healing. J Periodontal Res. 2015;50(4):468-478. [8] GALLAY SH, MIURA Y, COMMISSO CN, et al. Relationship of donor site to chondrogenic potential of periosteum in vitro. J Orthop Res. 1994;12(4): 515-525. [9] BOMBALDI DE SOUZA RF, BOMBALDI DE SOUZA FC, THORPE A, et al. Phosphorylation of chitosan to improve osteoinduction of chitosan/xanthan-based scaffolds for periosteal tissue engineering. Int J Biol Macromol. 2020; 143:619-632. [10] ALLEN MR, HOCK JM, BURR DB. Periosteum: biology, regulation, and response to osteoporosis therapies. Bone. 2004;35(5):1003-1012. [11] MARTIN CD, JIMENEZ-ANDRADE JM, GHILARDI JR, et al. Organization of a unique net-like meshwork of CGRP+ sensory fibers in the mouse periosteum: implications for the generation and maintenance of bone fracture pain. Neurosci Lett. 2007;427(3):148-152. [12] 付繁刚,张锴.骨膜在骨组织修复过程中的作用[J].实用骨科杂志, 2017,23(10):908-911. [13] GRÜNEBOOM A, HAWWARI I, WEIDNER D, et al. A network of trans-cortical capillaries as mainstay for blood circulation in long bones. Nat Metab. 2019; 1(2):236-250. [14] BISSERET D, KACI R, LAFAGE-PROUST MH, et al. Periosteum: characteristic imaging findings with emphasis on radiologic-pathologic comparisons. Skeletal Radiol. 2015;44(3):321-338. [15] DEBNATH S, YALLOWITZ AR, MCCORMICK J, et al. Discovery of a periosteal stem cell mediating intramembranous bone formation. Nature. 2018;562(7725):133-139. [16] TOURNAIRE G, STEGEN S, GIACOMINI G, et al. Nestin-GFP transgene labels skeletal progenitors in the periosteum. Bone. 2020;133:115259. [17] ELLENDER G, FEIK SA, CARACH BJ. Periosteal structure and development in a rat caudal vertebra. J Anat. 1988;158:173-187. [18] FEIK SA, STOREY E, ELLENDER G. Stress induced periosteal changes. Br J Exp Pathol. 1987;68(6):803-813. [19] CHARTIER SR, MITCHELL SAT, MAJUTA LA, et al. The Changing Sensory and Sympathetic Innervation of the Young, Adult and Aging Mouse Femur. Neuroscience. 2018;387:178-190. [20] TONNA EA, CRONKITE EP. The periosteum. Autoradiographic studies on cellular proliferation and transformation utilizing tritiated thymidine. Clin Orthop Relat Res. 1963;30:218-233. [21] O’DRISCOLL SW, SARIS DB, ITO Y, et al. The chondrogenic potential of periosteum decreases with age. J Orthop Res. 2001;19(1):95-103. [22] ROBERTS SJ, VAN GASTEL N, CARMELIET G, et al. Uncovering the periosteum for skeletal regeneration: the stem cell that lies beneath. Bone. 2015;70: 10-18. [23] KRONENBERG HM. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 2003;423(6937):332-336. [24] OCHAREON P, HERRING SW. Cell replication in craniofacial periosteum: appositional vs. resorptive sites. J Anat. 2011;218(3):285-297. [25] ORWOLL ES. Toward an expanded understanding of the role of the periosteum in skeletal health. J Bone Miner Res. 2003;18(6):949-954. [26] KIM YK, NAKATA H, YAMAMOTO M, et al. Osteogenic Potential of Mouse Periosteum-Derived Cells Sorted for CD90 In Vitro and In Vivo. Stem Cells Transl Med. 2016;5(2):227-234. [27] ORTINAU LC, WANG H, LEI K, et al. Identification of Functionally Distinct Mx1+αSMA+ Periosteal Skeletal Stem Cells. Cell Stem Cell. 2019;25(6):784-796. [28] DWEK JR. The periosteum: what is it, where is it, and what mimics it in its absence? Skeletal Radiol. 2010;39(4):319-323. [29] VAN GASTEL N, STEGEN S, STOCKMANS I, et al. Expansion of murine periosteal progenitor cells with fibroblast growth factor 2 reveals an intrinsic endochondral ossification program mediated by bone morphogenetic protein 2. Stem Cells. 2014;32(9):2407-2418. [30] ZHANG X, XIE C, LIN AS, et al. Periosteal progenitor cell fate in segmental cortical bone graft transplantations: implications for functional tissue engineering. J Bone Miner Res. 2005;20(12):2124-2137. [31] ZHANG L, AI H. Concentrated growth factor promotes proliferation, osteogenic differentiation, and angiogenic potential of rabbit periosteum-derived cells in vitro. J Orthop Surg Res. 2019;14(1):146. [32] DUCHAMP DE LAGENESTE O, JULIEN A, ABOU-KHALIL R, et al. Periosteum contains skeletal stem cells with high bone regenerative potential controlled by Periostin. Nat Commun. 2018;9(1):773. [33] DIAZ-FLORES L, GUTIERREZ R, LOPEZ-ALONSO A, et al. Pericytes as a supplementary source of osteoblasts in periosteal osteogenesis. Clin Orthop Relat Res. 1992;(275):280-286. [34] SUPAKUL S, YAO K, OCHI H, et al. Pericytes as a Source of Osteogenic Cells in Bone Fracture Healing. Int J Mol Sci. 2019;20(5):1079. [35] ASKARINAM A, JAMES AW, ZARA JN, et al. Human perivascular stem cells show enhanced osteogenesis and vasculogenesis with Nel-like molecule I protein. Tissue Eng Part A. 2013;19(11-12):1386-1397. [36] LIN X, ZHAO C, ZHU P, et al. Periosteum Extracellular-Matrix-Mediated Acellular Mineralization during Bone Formation. Adv Healthc Mater. 2018; 7(4):1700660. [37] AARON JE. Periosteal Sharpey’s fibers: a novel bone matrix regulatory system? Front Endocrinol (Lausanne). 2012;3:98. [38] SUN R, XU S, WANG Z. Rat sinus mucosa- and periosteum-derived exosomes accelerate osteogenesis. J Cell Physiol. 2019;234(12):21947-21961. [39] HOFFMAN MD, BENOIT DS. Emulating native periosteum cell population and subsequent paracrine factor production to promote tissue engineered periosteum-mediated allograft healing. Biomaterials. 2015;52:426-440. [40] WHITESIDE LA, OGATA K, LESKER P, et al. The acute effects of periosteal stripping and medullary reaming on regional bone blood flow. Clin Orthop Relat Res. 1978;(131):266-272. [41] MACNAB I, DE HAAS WG. The role of periosteal blood supply in the healing of fractures of the tibia. Clin Orthop Relat Res. 1974;(105):27-33. [42] NOBUTO T, SUWA F, KONO T, et al. Microvascular response in the periosteum following mucoperiosteal flap surgery in dogs: angiogenesis and bone resorption and formation. J Periodontol. 2005;76(8):1346-1353. [43] 赵杨,戴海峰,刘莎莎,等.自体骨膜促进兔肩袖腱骨愈合的疗效[J].中国比较医学杂志,2018,28(2):74-79. [44] ZHANG D, GAO P, LI Q, et al. Engineering biomimetic periosteum with β-TCP scaffolds to promote bone formation in calvarial defects of rats. Stem Cell Res Ther. 2017;8(1):134. [45] MA D, YAO H, TIAN W, et al. Enhancing bone formation by transplantation of a scaffold-free tissue-engineered periosteum in a rabbit model. Clin Oral Implants Res. 2011;22(10):1193-1199. [46] SADEGH AB, BASIRI E, ORYAN A, et al. Wrapped omentum with periosteum concurrent with adipose derived adult stem cells for bone tissue engineering in dog model. Cell Tissue Bank. 2014;15(1):127-137. [47] BALDWIN JG, WAGNER F, MARTINE LC, et al. Periosteum tissue engineering in an orthotopic in vivo platform. Biomaterials. 2017;121:193-204. [48] AVOLIO E, ALVINO VV, GHORBEL MT, et al. Perivascular cells and tissue engineering: Current applications and untapped potential. Pharmacol Ther. 2017;171:83-92. [49] DANALACHE M, KLIESCH SM, MUNZ M, et al. Quality Analysis of Minerals Formed by Jaw Periosteal Cells under Different Culture Conditions. Int J Mol Sci. 2019;20(17):4193. [50] CHEN K, LIN X, ZHANG Q, et al. Decellularized periosteum as a potential biologic scaffold for bone tissue engineering. Acta Biomater. 2015;19:46-55. [51] SU WT, CHIOU WL, YU HH, et al. Differentiation potential of SHEDs using biomimetic periosteum containing dexamethasone. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2016;58:1036-1045. [52] YIN J, QIU S, SHI B, et al. Controlled release of FGF-2 and BMP-2 in tissue engineered periosteum promotes bone repair in rats. Biomed Mater. 2018; 13(2):025001. [53] LEE S, CHOI D, SHIM JH, et al. Efficacy of three-dimensionally printed polycaprolactone/beta tricalcium phosphate scaffold on mandibular reconstruction. Sci Rep. 2020;10(1):4979. [54] BODNÁROVÁ S, GROMOŠOVÁ S, HUDÁK R, et al. 3D printed Polylactid Acid based porous scaffold for bone tissue engineering: an in vitro study. Acta Bioeng Biomech. 2019;21(4):101-110. [55] ROMERO R, TRAVERS JK, ASBURY E, et al. Combined delivery of FGF-2, TGF-β1, and adipose-derived stem cells from an engineered periosteum to a critical-sized mouse femur defect. J Biomed Mater Res A. 2017;105(3): 900-911. [56] ODATSU T, AZIMAIE T, VELTEN MF, et al. Human periosteum cell osteogenic differentiation enhanced by ionic silicon release from porous amorphous silica fibrous scaffolds. J Biomed Mater Res A. 2015;103(8):2797-2806. [57] WANG T, GUO S, ZHANG H. Synergistic Effects of Controlled-Released BMP-2 and VEGF from nHAC/PLGAs Scaffold on Osteogenesis. Biomed Res Int. 2018;2018:3516463. [58] KIM HY, LEE JH, LEE HAR, et al. Sustained Release of BMP-2 from Porous Particles with Leaf-Stacked Structure for Bone Regeneration. ACS Appl Mater Interfaces. 2018;10(25):21091-21102. [59] JAMES AW, LACHAUD G, SHEN J, et al. A Review of the Clinical Side Effects of Bone Morphogenetic Protein-2. Tissue Eng Part B Rev. 2016;22(4):284-297. [60] XIN T, MAO J, LIU L, et al. Programmed Sustained Release of Recombinant Human Bone Morphogenetic Protein-2 and Inorganic Ion Composite Hydrogel as Artificial Periosteum. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12(6): 6840-6851. [61] YANG D, XIAO J, WANG B, et al. The immune reaction and degradation fate of scaffold in cartilage/bone tissue engineering. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2019;104:109927. [62] EL-RASHIDY AA, ROETHER JA, HARHAUS L, et al. Regenerating bone with bioactive glass scaffolds: A review of in vivo studies in bone defect models. Acta Biomater. 2017;62:1-28. [63] WU L, GU Y, LIU L, et al. Hierarchical micro/nanofibrous membranes of sustained releasing VEGF for periosteal regeneration. Biomaterials. 2020; 227:119555. [64] EL BACKLY RM, ZAKY SH, MURAGLIA A, et al. A platelet-rich plasma-based membrane as a periosteal substitute with enhanced osteogenic and angiogenic properties: a new concept for bone repair. Tissue Eng Part A. 2013;19(1-2):152-165. [65] CHAI YC, MENDES LF, VAN GASTEL N, et al. Fine-tuning pro-angiogenic effects of cobalt for simultaneous enhancement of vascular endothelial growth factor secretion and implant neovascularization. Acta Biomater. 2018;72:447-460. [66] LIU W, BI W, SUN Y, et al. Biomimetic organic-inorganic hybrid hydrogel electrospinning periosteum for accelerating bone regeneration. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2020;110:110670. [67] WANG W, ZUO R, LONG H, et al. Advances in the Masquelet technique: Myeloid-derived suppressor cells promote angiogenesis in PMMA-induced membranes. Acta Biomater. 2020;108:223-236. [68] NILSSON HALL G, MENDES LF, GKLAVA C, et al. Developmentally Engineered Callus Organoid Bioassemblies Exhibit Predictive In Vivo Long Bone Healing. Adv Sci (Weinh). 2019;7(2):1902295. [69] GAO B, DENG R, CHAI Y, et al. Macrophage-lineage TRAP+ cells recruit periosteum-derived cells for periosteal osteogenesis and regeneration. J Clin Invest. 2019;129(6):2578-2594. |
[1] | Pu Rui, Chen Ziyang, Yuan Lingyan. Characteristics and effects of exosomes from different cell sources in cardioprotection [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(在线): 1-. |
[2] | Zhang Tongtong, Wang Zhonghua, Wen Jie, Song Yuxin, Liu Lin. Application of three-dimensional printing model in surgical resection and reconstruction of cervical tumor [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(9): 1335-1339. |
[3] | Zhang Chao, Lü Xin. Heterotopic ossification after acetabular fracture fixation: risk factors, prevention and treatment progress [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(9): 1434-1439. |
[4] | Zhou Jihui, Li Xinzhi, Zhou You, Huang Wei, Chen Wenyao. Multiple problems in the selection of implants for patellar fracture [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(9): 1440-1445. |
[5] | Wang Debin, Bi Zhenggang. Related problems in anatomy mechanics, injury characteristics, fixed repair and three-dimensional technology application for olecranon fracture-dislocations [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(9): 1446-1451. |
[6] | Ji Zhixiang, Lan Changgong. Polymorphism of urate transporter in gout and its correlation with gout treatment [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(8): 1290-1298. |
[7] | Yuan Mei, Zhang Xinxin, Guo Yisha, Bi Xia. Diagnostic potential of circulating microRNA in vascular cognitive impairment [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(8): 1299-1304. |
[8] | Wang Xianyao, Guan Yalin, Liu Zhongshan. Strategies for improving the therapeutic efficacy of mesenchymal stem cells in the treatment of nonhealing wounds [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1081-1087. |
[9] | Wan Ran, Shi Xu, Liu Jingsong, Wang Yansong. Research progress in the treatment of spinal cord injury with mesenchymal stem cell secretome [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1088-1095. |
[10] | Liao Chengcheng, An Jiaxing, Tan Zhangxue, Wang Qian, Liu Jianguo. Therapeutic target and application prospects of oral squamous cell carcinoma stem cells [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1096-1103. |
[11] | Zhao Min, Feng Liuxiang, Chen Yao, Gu Xia, Wang Pingyi, Li Yimei, Li Wenhua. Exosomes as a disease marker under hypoxic conditions [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1104-1108. |
[12] | Xie Wenjia, Xia Tianjiao, Zhou Qingyun, Liu Yujia, Gu Xiaoping. Role of microglia-mediated neuronal injury in neurodegenerative diseases [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1109-1115. |
[13] | Li Shanshan, Guo Xiaoxiao, You Ran, Yang Xiufen, Zhao Lu, Chen Xi, Wang Yanling. Photoreceptor cell replacement therapy for retinal degeneration diseases [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1116-1121. |
[14] | Jiao Hui, Zhang Yining, Song Yuqing, Lin Yu, Wang Xiuli. Advances in research and application of breast cancer organoids [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1122-1128. |
[15] | Wang Shiqi, Zhang Jinsheng. Effects of Chinese medicine on proliferation, differentiation and aging of bone marrow mesenchymal stem cells regulating ischemia-hypoxia microenvironment [J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2021, 25(7): 1129-1134. |
Viewed | ||||||
Full text |
|
|||||
Abstract |
|
|||||